Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

2.6K vues

⸱

DOI :

10.3791/64324

⸱

7 septembre 2022

 ,  ,  , 
1Department of Neurobiology and Behavior, School of Biological Sciences, University of California Irvine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Engineering, University of California, Irvine, 33Center for Neurobiology of Learning and Memory, University of California, Irvine

Dans cet article

Résumé

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Résumé

Les anesthésiques, couramment utilisés dans la recherche préclinique et scientifique fondamentale, ont une influence dépressive sur les fonctions métaboliques, neuronales et vasculaires du cerveau et peuvent influencer négativement les résultats neurophysiologiques. L’utilisation d’animaux éveillés pour les études de recherche est avantageuse, mais pose le défi majeur de garder les animaux calmes et immobiles pour minimiser les artefacts de mouvement tout au long de l’acquisition de données. L’imagerie éveillée chez les rongeurs de petite taille (p. ex. souris) est très courante, mais reste rare chez les rats, car les rats sont plus gros, plus forts et ont une plus grande tendance à s’opposer aux contraintes de mouvement et à la fixation de la tête pendant les longues durées requises pour l’imagerie. Un nouveau modèle de neuroimagerie de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues cousues à la main, d’implants de tête imprimés en 3D, de casques et d’un chevalement est décrit. Les résultats obtenus à la suite d’un seul essai de stimulation à moustache unique suggèrent une augmentation de l’intensité de la réponse fonctionnelle évoquée. L’acquisition de la réponse fonctionnelle évoquée chez des rats éveillés fixés à la tête est plus rapide que celle des rats anesthésiés, fiable, reproductible et peut être utilisée pour des études longitudinales répétées.

Introduction

La plupart des examens scientifiques de neuroimagerie fondamentale, préclinique et translationnelle sont acquis à partir d’animaux anesthésiés 1,2. Les anesthésiques facilitent l’expérimentation, mais influencent continuellement le métabolisme, la pression artérielle et la fréquence cardiaque du cerveau etdu corps 3. Le type d’anesthésique ainsi que la durée et la voie d’administration ajoutent des variables confusionnelles à l’interprétation des données qui pourraient contribuer à la reproductibilité et aux échecs translationnels4. Un goulot d’étranglement majeur des études de neuroimagerie de rat éveillées et fixées sur la tête est la nécessité de garder le rat immobile et calme tout au long des processus de préparation et d’acquisition de données. De petits mouvements produisent des artefacts de mouvement injustifiés, qui peuvent nuire à l’analyse et à l’interprétation des données.

Un nouveau modèle de neuroimagerie à partir de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues personnalisées, d’implants de tête imprimés en trois dimensions (3D), de casques et d’un chevalement a été conçu qui offre plusieurs avantages pour une expérimentation facile. L’implant de tête 3D est léger et couvre une petite partie du crâne nécessaire à la transfixation. Les implants de tête et les capuchons imprimés en 3D sont conçus à l’aide d’un logiciel de conception assistée par ordinateur (CAO). Les protocoles de stimulation des moustaches, d’acquisition de données, d’analyse de données et les résultats de rats anesthésiés ont été décrits en détail dans des travaux antérieurs 5,6,7.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les procédures étaient conformes aux directives du National Institute of Health et approuvées par le comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Californie à Irvine. Sept rats mâles et une femelle (Sprague-Dawley, poids: 185-350 g) ont été utilisés dans cette étude. Une fois l’étude terminée, les rats ont été sacrifiés en utilisant une surdose de dioxyde de carbone.

1. Conception des différents composants

  1. Conception de l’implant de tête :
    1. Réalisez l’implant de tête à l’aide d’un logiciel de CAO (Figure 1C) et concevez-le de manière à imager la zone postérieure au bregma et adjacente à la ligne médiane centrée sur le cortex somatosensoriel. Assurez-vous que l’implant de tête couvre une zone de 0,9 mm à 1,9 mm sur le crâne, loin de la zone d’imagerie.
    2. Utilisez seulement trois vis pour ancrer l’implant de tête sur le crâne du rat. Concevez tous les trous de vis de manière à ce qu’ils restent du côté opposé de la ligne médiane dans l’hémisphère controlatéral de l’hémisphère imagée.
    3. Placez une barre, creusée de l’intérieur, dans la partie supérieure de l’implant de tête pour permettre aux fils de fixer le capuchon de tête à l’implant de tête, comme illustré à la figure 1D.
  2. Conception de l’embout :
    1. Assurez-vous que le capuchon couvre complètement la zone d’imagerie et la protège de tout type de traumatisme, comme le montre la figure 1A, B. Ajoutez une courbure au capuchon de tête afin qu’il s’aligne sur la forme de la tête sans causer de difficulté aux activités quotidiennes de l’animal dans les cages aménagées standard.
    2. Coupez la face interne du capuchon de tête dans une forme rectangulaire plus large afin que la partie supérieure de l’implant de tête puisse s’y insérer, comme le montre la figure 1E. Perpendiculairement à ce rectangle, coupez deux autres régions rectangulaires pour ancrer le capuchon de tête à l’implant de tête.
    3. Passez un fil à travers la barre supérieure creusée de l’implant de tête pour la fixation du capuchon de tête sur la tête du rat, comme le montre la figure 1E-G. Passez le deuxième fil de la même manière.
      REMARQUE: Ces fils peuvent être facilement retirés à l’aide de pinces ou de pinces. Les fichiers d’impression 3D sont fournis (format de fichier: STL) en tant que fichier supplémentaire 1 et fichier supplémentaire 2.
  3. Conception du chevalement de la tête :
    1. Concevez le cadre de tête de manière à ce qu’une pièce coupée puisse se déplacer à travers la barre supérieure de l’implant de tête et soit fixée à l’aide d’une pince.
    2. Inclinez l’autre partie coupée pour fournir une force supplémentaire pour garder la tête du rat fixée afin de rendre le côté controlatéral complètement accessible pour l’imagerie. Aux fins de la présente étude, couper la plaque d’acier avec des morceaux d’étain pour produire le chevalement (figure 1H, I).
      REMARQUE: Cette pièce peut également être imprimée en 3D.

2. Formation initiale des rats

  1. Permettez aux rats de s’acclimater à l’environnement du vivarium dans leurs cages pendant 2-3 jours.
  2. Commencez à manipuler le rat dans une pièce calme. Ouvrez la cage et demandez à l’expérimentateur de mettre sa main à l’intérieur de la cage près du rat pendant 15-20 minutes pour laisser le rat s’habituer.
  3. Une fois que le rat fait preuve de calme en ne se faisant pas sursauter ou en ne fuyant pas les mains de l’expérimentateur, ramassez doucement le rat pour le manipuler. Manipulez le rat pendant 30 à 45 minutes chaque jour avant l’entraînement à l’élingue.

3. Formation à l’élingue

  1. Entraînez les rats pendant au moins 2-3 jours dans les écharpes avant l’implantation chirurgicale de l’implant de tête et du capuchon de tête.
  2. Organisez la configuration de l’élingue comme illustré à la figure 2A. Nettoyez la configuration de l’élingue à l’aide de lingettes à l’éthanol.
    NOTA : Toutes les élingues sont cousues à la main et faites d’un matériau de filet sur le fond ou des deux côtés, comme le montre la figure 2A, B.
  3. Pour l’entraînement à l’élingue, anesthésier les rats en utilisant 4 % d’isoflurane pour l’induction et 1 % pour l’entretien jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de réflexe de pincement de la patte postérieure.
  4. Sous anesthésie à l’isoflurane, placer les rats sur une feuille de plastique souple mesurant 20 cm x 8 cm (longueur x largeur), où 10 cm x 8 cm de la feuille de plastique est entièrement recouverte de la partie la plus molle du velcro.
    REMARQUE: L’anesthésie des rats pour l’entraînement à l’élingue est une étape facultative, principalement utilisée pour réduire le stress et l’anxiété.
  5. Pendant les 2 premiers jours de la formation, mettez le rat confortablement dans une chaussette pour bébé (taille 0-3 mois) avec la tête sortie à travers un petit trou incisé au bout de la chaussette.
  6. Enroulez un petit morceau de tampon absorbant autour de la partie inférieure du corps pour garder le rat au sec et recueillir les excréments.
  7. Enveloppez le rat dans un chiffon en coton respirant (taille: 25 cm x 25 cm). Placez le rat sur une feuille de plastique sur laquelle sont collées des bandes Velcro.
  8. Fixez davantage le rat à la feuille de plastique à l’aide de bandes velcro de 0,5 cm de large à une distance de 3 à 6 mm les unes des autres.
  9. Fixez le rat dans l’écharpe. Retirez l’anesthésie gazeuse. Laissez le rat récupérer de l’anesthésie au gaz dans l’élingue.
  10. Lorsque le rat commence à fouetter, offrez quelques gouttes de solution de saccharose à 10% en récompense toutes les 10-15 minutes.
  11. Présentez au hasard au rat les stimuli sensoriels qui seront utilisés lors de l’imagerie (ici la stimulation des moustaches, toutes les 15-25 minutes) pour le rendre habitué aux stimuli sensoriels. Stimulez manuellement les moustaches à intervalles aléatoires.
  12. Entraînez le rat dans l’élingue pendant 1 h le jour 1, 2 h le jour 2 et 3 h le jour 3, comme le montre la figure 2C.

4. Préparation préchirurgicale

  1. Imprimez l’implant de tête et le capuchon à l’aide de l’imprimante 3D (Figure 1).
  2. Stérilisez tous les instruments chirurgicaux et les coiffes (implants et capuchons) en immergeant l’équipement dans le germicide Metricide28 pendant 10 heures. Rincez soigneusement les outils à l’eau stérile juste avant la chirurgie.
  3. Exposer le rat à 4 % d’isoflurane, puis maintenir à 1 % à 2 % d’isoflurane jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de réflexe de pincement de la patte postérieure. Cette chirurgie peut être réalisée sous de nombreux types d’anesthésie, tels que l’isoflurane, le pentobarbital sodique et la kétamine-xylazine.
  4. Injectez de l’atropine (0,05 mg / kg) par voie intramusculaire pour réduire les sécrétions muqueuses afin d’aider à respirer.
  5. Rasez la tête du rat de 5 mm centrée autour de la ligne médiane à l’aide d’une tondeuse à cheveux partant d’entre les yeux jusqu’à l’arrière des oreilles.
  6. Surveillez la saturation partielle en oxygène et la fréquence cardiaque à l’aide d’un oxymètre de pouls et d’une sonde de moniteur de fréquence cardiaque fixés à la patte arrière du rat.
  7. Essuyez la tête du rat et la zone environnante trois fois avec une alternance de séries de bétadine et de lingettes alcoolisées à 70%.
  8. Fixez le rat dans un système stéréotaxique.
  9. Insérez une sonde rectale lubrifiée à la vaseline pour mesurer la température corporelle du rat et maintenez-la grâce au système de rétroaction de la couverture chauffante pour éviter l’hypothermie après l’administration d’anesthésiques.
  10. Administrer du chlorhydrate de lidocaïne anesthésique local à une concentration de 20 mg / ml, 0,07 mg / kg +/- 0,2 poids corporel par voie sous-cutanée au site chirurgical.
  11. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour éviter le dessèchement.
  12. Administrer 2% d’anesthésique local par voie sous-cutanée sur le site chirurgical.
  13. Injectez 3 mL de solution de sonnerie lactate à température ambiante par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation et nourrir pendant la chirurgie.

5. Chirurgie

  1. Retirez la partie de la peau sur le site chirurgical (4 mm de diamètre centré autour de la ligne médiane et du centre de la tête) à l’aide de ciseaux chirurgicaux tranchants. Disséquer et enlever une partie de la peau (~2 mm de diamètre, sur le cortex somatosensoriel gauche) entre l’oreille et l’œil sur la partie temporale de la tête.
  2. Enlevez, à l’aide d’un scalpel, le tissu sous-jacent de la peau (péricrâne) pour exposer le crâne. Nettoyez le crâne à l’aide de gaze de coton stérilisée.
  3. Rétracter / réséquer le muscle temporal pour exposer la taille souhaitée pour la zone d’imagerie [7,5 mm par 7,5 mm pour cette étude].
  4. Exposez le crâne sur l’hémisphère controlatéral pour l’implant de tête. Placez l’implant de tête sur le crâne pour déterminer l’emplacement des vis d’ancrage de l’implant, comme illustré à la figure 2D-F.
  5. Marquez le crâne pour percer les vis à l’aide d’encre de Chine avec foret 1. Percez les trous de bavure pour les vis à l’aide du foret dentaire 3. Vissez l’implant de tête en place.
  6. Sécher le crâne à l’aide de gaze stérile. Appliquez une fine couche d’adhésif tissulaire autour et sous l’implant de tête pour le coller au crâne. Appliquez une couche de ciment dentaire pour soutenir davantage l’implant de tête en place et laissez le ciment sécher pendant 2-3 min.
    REMARQUE: L’utilisation d’adhésif tissulaire en plus du ciment dentaire assure une forte tenue8.
  7. À l’aide du foret dentaire 3, éclaircir une zone de 7,5 mm x 7,5 mm sur le côté gauche du crâne, juste en arrière du bregma et latéralement à la ligne médiane. Affiner le crâne à ~50 μm comme le montre la figure 3A.
  8. Appliquez une pommade antibiotique topique sur le site chirurgical, puis recouvrez-la d’une fine couche de caoutchouc de silicone pour protéger le crâne aminci comme le montre la figure 3B. Couvrir le site chirurgical à l’aide du capuchon de tête comme le montre la figure 3C. Fixez-le en place avec les deux petits morceaux de fils traversant à la fois l’implant de tête et le capuchon de tête, comme illustré à la Figure 3D, E. Appliquez du caoutchouc de silicone pour couvrir le capuchon et le crâne afin de stabiliser le capuchon de tête plus loin sur la tête du rat, comme le montre la figure 3F.
    REMARQUE: Le caoutchouc de silicone offre une protection supplémentaire au crâne aminci.
  9. Injectez au rat de la flunixine méglumine (2,5 mg/kg) par voie sous-cutanée pour la gestion de la douleur et de l’inflammation. Pour prévenir l’infection, injectez l’antibiotique enrofloxacine Enrosite (22,7 mg / ml, 10 mg / kg +/-0,01), par voie intrapéritonéale.
  10. Déplacez le rat vers la chambre de récupération pour aider à maintenir sa température corporelle avec une couverture chauffante et une lampe chauffante. Surveillez le rat en continu jusqu’à ce qu’il reprenne conscience et puisse maintenir une position couchée sternale.
  11. Remettez le rat dans sa cage séparée une fois qu’il se rétablit complètement.
  12. Pendant les 3 prochains jours, administrer la flunixine et la buprénorphine pour soulager l’inflammation et la douleur et enrosite pour prévenir l’infection deux fois par jour.

6. Imagerie éveillée

  1. Anesthésier le rat avec 4 % d’isoflurane pour l’induction et 1 % pour l’entretien lorsqu’il n’y a pas de réflexe de pincement de la patte postérieure. Injectez de l’acépromazine (0,3-0,5 mg / kg) par voie sous-cutanée.
    REMARQUE: Cette concentration d’acépromazine est inférieure aux niveaux de sédation légère et aide seulement à garder les rats calmes tout au long du processus d’imagerie.
  2. À l’aide de bandes de velcro personnalisées, fixez le rat sur la feuille de plastique utilisée pendant les procédures d’entraînement. Enveloppez la partie inférieure du corps à l’aide d’un tampon d’absorption et placez le rat bien ajusté dans l’élingue.
  3. Retirez le caoutchouc de silicium. Retirez le capuchon de tête en retirant les fils de fixation. Fixez le chevalement dans l’implant de tête comme illustré à la figure 2G.
  4. Verrouillez le chevalement dans des pinces comme illustré à la Figure 2H, I.
  5. Retirez l’anesthésie gazeuse. Rincer la zone d’imagerie avec une solution saline 3x et nettoyer avec de la gaze humide. Sécher la zone d’imagerie et faire un puits, en utilisant de la vaseline, autour de la zone d’imagerie. Remplir le puits avec une solution saline stérilisée et le recouvrir d’une lame de verre (figure 2E).
  6. Reportez-vous aux procédures d’acquisition pour l’imagerie optique du signal intrinsèque, le protocole de stimulation des moustaches et l’analyse et la présentation des données, qui ont été discutés en détail précédemment 6,7.
  7. Tout au long de l’expérience, surveillez les rats pour détecter les signes d’agitation et d’agitation, qui peuvent être encore réduits en couvrant les yeux des rats avec un chiffon doux ou de la gaze (facultatif).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les signaux d’imagerie optique représentatifs d’un seul essai sur un rat anesthésié et la réponse additionnée (de 40 essais recueillis) d’un rat éveillé sont présentés (Figure 4). L’intensité du signal pour la stimulation à moustache unique d’un rat éveillé peut être visualisée à un seuil plus élevé que pour le rat anesthésié, montrant un signal plus fort de l’animal éveillé. Les moustaches C2 des rats sont stimulées à 5 Hz pendant 1 s, et la réponse fonctionnelle est affichée comme un chang...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L’utilisation de l’imagerie éveillée et fixe de la tête chez le rat offre de nombreux avantages en termes de facilité et de personnalisation. Les élingues conçues sur mesure permettent aux rats d’être enveloppés dans un matériau de filet respirant, éliminant ainsi le besoin d’enfermer les animaux dans des chambres de retenue en plastique fermées pendant de longues périodes10,11. Les rats sont gardés calmes et sans stress pendant les longues durées des séances d’i...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Nous remercions Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha et Amirsoheil Zareh pour leur aide lors de l’entraînement des rats et de la préparation des frondes. Le financement a été fourni par les National Institutes of Health (NIH, numéro de subvention: NS119852) et la Fondation Leducq (numéro de subvention: 15CVD02).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
RatsCharles RiverSprague Dawley
IsofluranePivetal21295098Anesthésique général
Lidocaïne HCl 2 % injectionPhoenixL-2000-04Anesthésique local
Injection de sulfate d’atropineVedco5098907512Aide à la respiration
Solution injectable de LactateRinger Vedco
Flunixin injectionVedco6064408670Gestion de la douleur
Enrosite injection (Enrofloxacine 2,27 %)VetOne501084Avoid infection
PromAce injection (Maléate d’acépromazine)Beohringer Ingelheim136059
Animax onguentDechra Veterinary Products122-75ingrédients actifs de nystatine 1000 unités par gramme, sulfate de néomycine 2,5 mg par gramme, thiostrepton 2500 unités par gramme et acétonide de triamcinolone 1 mg par gramme
Puralube pommade ophtalmiqueDechra Veterinary Products211-38
Povidone-iode PVP tampons de préparationMedlineMDS093917Betadine générique
Alcool isopropylique tamponsBD326895
Vetbond tissu adhésif3M1469SB
Fraise (foret), carbure opératoire standardSS Fraises blanches14829#3
Vis à tête plate 00-90 x 1/8 en acier inoxydableJ.I. MorrisF0090CE125Vis d’ancrage
Système stéréotaxiqueKopf Instruments1430
Couverture chauffante homéothermiqueHarvard Apparatus50-7220-F
Oxymètre de pouls & cardiofréquencemètreKent ScientificMouseStat Jr.
PétrolatumFisher ScientificP66-1LBVaseline
générique Fil, cuivre nuFisher Scientific15-545-2C20 gauge
Teets Cold Cure powderPearson DentalC73-0054  ;matière active : Méthacrylate de méthyle
Teets Cold Cure liquidPearson DentalC73-0078  ;matière active : Méthacrylate de méthyle
Moule en silicone caoutchoucSmooth-OnBody Double Fastpolymère de silicium
Metricide 28 (Germicide)MetrexOct-05
Encre de Chine, noirPelikan301051
Foret dentaireNSK DentalUltimate XL-F
Imprimante 3DPrusa Researchi3 MK3S+
Attaches à coudre Velcro90030
Tissu utilitaire de protection pour animaux de compagnieJoann10173334Matériau de filet
Fraise (foret), carbure opératoire standardSS Fraises blanches14829#1 fraise
50989088317

Références

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).
  12. Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499(2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Imagerie d'éveilneuroimagerie chez le ratréponse fonctionnelleimagerie à travers le crâne aminciimplants imprimés en 3Dsystème stéréotaxiqueimagerie calciqueéchographie fonctionnelle
Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.