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Article de méthode

Un modèle d’impact cartilagineux reproductible pour générer de l’arthrose post-traumatique chez le lapin

2.4K vues

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DOI :

10.3791/64450

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21 novembre 2023

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1Department of Anatomy, Cell Biology and Physiology, Indiana University School of Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery, Indiana University School of Medicine, 3Indiana Center for Musculoskeletal Health, Indiana University School of Medicine, 4School of Mechanical Engineering, Purdue University, 5Large Animal Resource Center, Indiana University School of Medicine, 6Department of Mechanical and Energy Engineering, Indiana University-Purdue University Indianapolis

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le modèle d’impact du condyle fémoral médial ouvert chez le lapin est fiable pour l’étude de l’arthrose post-traumatique (PTOA) et de nouvelles stratégies thérapeutiques pour atténuer la progression de la PTOA. Ce protocole génère un défaut cartilagineux isolé du condyle fémoral médial postérieur chez le lapin à l’aide d’une tour de chute basée sur un chariot avec une tête d’impacteur.

Résumé

L’arthrose post-traumatique (PTOA) est responsable de 12% de tous les cas d’arthrose aux États-Unis. La PTOA peut être déclenchée par un seul événement traumatique, tel qu’une charge d’impact élevée agissant sur le cartilage articulaire, ou par une instabilité articulaire, comme cela se produit avec la rupture du ligament croisé antérieur. À l’heure actuelle, il n’existe aucun traitement efficace pour prévenir la PTOA. La mise au point d’un modèle animal fiable de PTOA est nécessaire pour mieux comprendre les mécanismes par lesquels les lésions cartilagineuses se produisent et pour étudier de nouvelles stratégies de traitement afin d’atténuer ou de prévenir la progression de la PTOA. Ce protocole décrit un modèle d’impact de condyle fémoral de lapin basé sur une tour de chute ouverte pour induire des dommages au cartilage. Ce modèle a fourni des charges de pointe de 579,1 ± 71,1 N et des contraintes de pointe de 81,9 ± 10,1 MPa avec un temps de charge de pointe de 2,4 ± 0,5 ms. Le cartilage articulaire des condyles fémoraux médians (CMF) inclus présentait des taux plus élevés de cellules apoptotiques (p = 0,0058) et présentait des scores plus élevés de 3,38 ± 1,43 par rapport aux CMF controlatérales non incluses (0,56 ± 0,42) et aux autres surfaces cartilagineuses du genou touché (p < 0,0001). Aucune différence dans les scores OARSI n’a été détectée entre les surfaces articulaires non impactées (p > 0,05).

Introduction

L’arthrose post-traumatique est l’une des principales causes d’invalidité dans le monde et représente 12 à 16 % des arthroses symptomatiques1. L’étalon-or actuel pour la prise en charge de l’arthrose terminale est l’arthroplastie totale du genou et de la hanche2 ou arthrodèse, comme dans le cas de l’arthrite tibiotalienne ou sous-talienne terminale. Bien qu’elle soit largement couronnée de succès, l’arthroplastie peut entraîner des complications coûteuses et morbides3. De plus, l’arthroplastie est moins souhaitable chez les patients de moins de 50 ans, étant donné le faible taux de survie sans révision de l’implant de 77 % à 83 %4,5. À l’heure actuelle, il n’existe aucun traitement approuvé par la FDA pour prévenir ou atténuer la progression de la PTOA.

La PTOA affecte l’ensemble de l’articulation, y compris le tissu synovial, l’os sous-chondral et le cartilage articulaire. Elle se caractérise par une dégénérescence du cartilage articulaire, une inflammation synoviale, un remodelage osseux sous-chondral et la formation d’ostéophytes 6,7. Le phénotype de la PTOA se développe via un processus complexe d’interaction entre le cartilage, la synoviale et l’os sous-chondral. La compréhension actuelle est que les lésions cartilagineuses conduisent à la libération de composants de la matrice extracellulaire (MEC) tels que le collagène de type 2 (COL2) et l’aggrécan (ACAN). Ces fragments de composants de l’ECM sont pro-inflammatoires et provoquent une production accrue d’IL-6, d’IL-1β et d’espèces réactives de l’oxygène. Ces médiateurs agissent sur les chondrocytes, provoquant une régulation à la hausse des métalloprotéinases matricielles (MMP), telles que MMP-13, qui dégradent le cartilage articulaire tout en diminuant la synthèse matricielle, conduisant à un environnement catabolique global pour le cartilage articulaire8. De plus, il existe des preuves d’une augmentation de l’apoptose des chondrocytes dans l’arthrose primaire et la PTOA 9,10. Le dysfonctionnement mitochondrial survient après une charge supraphysiologique du cartilage 11,12,13,14, ce qui peut entraîner une augmentation de l’apoptose des chondrocytes 12,15. L’amélioration de l’apoptose des chondrocytes a été associée à une augmentation de l’épuisement des protéoglycanes et du catabolisme cartilagineux et il a été démontré qu’elle précède les changements dans le cartilage et le remodelage osseux sous-chondral16,17,18.

Comme pour la plupart des maladies humaines, des modèles fiables et translationnels de PTOA sont nécessaires pour mieux comprendre la physiopathologie de la maladie et tester de nouvelles thérapies. Les grands animaux tels que les porcs et les canidés ont été utilisés dans les modèles de fracture intra-articulaire et d’impact de PTOA17,19, mais ils sont coûteux. Les modèles animaux plus petits, tels que les souris, les rats et les lapins, sont moins coûteux et sont utilisés pour étudier la PTOA générée par la déstabilisation articulaire, qui implique généralement une section chirurgicale du ligament croisé antérieur (LCA) et/ou une rupture du ménisque médial 20,21,22,23,24,25. Bien que les traumatismes articulaires puissent entraîner diverses conséquences, y compris une lésion ligamentaire26, une surcharge mécanique du cartilage se produit dans presque tous les cas.

Il existe de nouvelles preuves que la pathologie à l’origine du développement de la PTOA après une instabilité ligamentaire (comme dans la transection du LCA) et une lésion chondrale aiguë est due à des mécanismes distincts27. Par conséquent, il est important de développer des modèles de lésions directes du cartilage. Il existe actuellement un nombre limité de modèles d’impact générant des lésions ostéochondrales ou chondrales chez le rat et la souris28,29. Cependant, le cartilage murin n’est pas bien adapté pour générer des défauts chondrals isolés. En effet, le cartilage articulaire murin n’a que 3 à 5 couches cellulaires d’épaisseur et n’a pas de zones cartilagineuses superficielles, radiales et transitionnelles organisées, ainsi que l’épaisse couche de cartilage calcifié que l’on trouve chez les humains et les animaux de plus grande taille. Les modèles murins présentent également une résolution spontanée des défauts partiels du cartilage30,31. Par conséquent, nous avons choisi le lapin pour ce modèle d’impact car l’épaisseur et l’organisation de son cartilage sont similaires à celles des humains, et c’est le plus petit modèle animal qui permettra de délivrer un impact chondral cohérent qui se traduit par une PTOA. Des modèles chirurgicaux ouverts antérieurs d’impact sur le condyle fémoral chez le lapin ont utilisé un pendule32, un dispositif d’impaction cartilagineux à ressort portatif 33 et une tour de chute qui a permis la création d’impacteurs spécifiques au lapin34. Cependant, ces études manquaient de données in vivo. D’autres ont rapporté des données in vivo avec des dispositifs d’impact à pendule35, pneumatiques 36 et à ressort37 10, et ces études montrent un taux élevé de variabilité des taux de contrainte et de charge de pointe entre les méthodes. Pourtant, le domaine manque d’une approche cohérente pour modéliser de manière fiable les traumatismes cartilagineux aigus in vivo.

Le protocole actuel utilise un système basé sur une tour de chute pour fournir un impact constant sur le condyle médial postérieur du genou du lapin. Une approche postérieure du genou est utilisée pour exposer le condyle fémoral médial postérieur. Une broche Steinman est ensuite placée sur les condyles fémoraux, de la partie médiale à la partie latérale, dans l’alignement de la surface articulaire, et fixée à la plate-forme. Une fois fixée, une charge est délivrée au condyle fémoral médial postérieur. Cette méthode permet d’acheminer des lésions cartilagineuses constantes vers la surface portante du fémur distal du lapin.

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Protocole

La procédure suivante a été réalisée avec l’approbation du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’École de médecine de l’Université de l’Indiana. Toutes les chirurgies de survie ont été effectuées dans des conditions stériles, comme le soulignent les directives du NIH. Les risques de douleur et d’infection ont été gérés avec des analgésiques et des antibiotiques appropriés pour optimiser les résultats positifs. Des lapins blancs de Nouvelle-Zélande mâles squelettiques, pesant de 3,0 à 4,0 kg, ont été utilisés pour la présente étude.

1. Fabrication de tours de chute

  1. Générez des dessins CAO pour les composants de la tour de chute, de la plate-forme de base et du mécanisme pour fixer la goupille Steinman (figures supplémentaires 1 à 14).
  2. Achetez des composants disponibles dans le commerce (voir le tableau des matériaux).
  3. Procurez-vous les pièces de la machine de l’appareil ou donnez des dessins CAO à un machiniste pour la fabrication.
    NOTA : Un machiniste de haute précision ayant la capacité de fabriquer des outils est nécessaire pour fabriquer la pointe de l’impacteur de 3 mm de diamètre (figure supplémentaire 1, partie 20 et figures supplémentaires 13 et 14). La face d’impact de la tête de l’impacteur présentait des courbures de 7,14 mm et de 5,56 mm dans les plans sagittal et coronal, respectivement, pour se conformer à la courbure du condyle médian du lapin35 (figures supplémentaires 13,14).
  4. Assemblez les pièces de manière à ce que la tour de chute soit constituée d’un chariot se déplaçant sur deux tiges verticales via des roulements à billes linéaires à alignement fixe, et que la plate-forme de base supporte le lapin et fixe la goupille Steinman (Figure 1 et Figure 2).
    REMARQUE : La traverse du chariot de cette conception a une rigidité à la flexion égale à celle d’une tour de chute précédente38 avec un niveau de vibration acceptable.

2. Préparation des animaux

  1. Peser le lapin et l’anesthésier à l’aide de 2,5 mg/kg d’alfaxalone et de 0,15 mg/kg de midazolam IM (voir le tableau des matériaux). Appliquez une pommade oculaire sur les deux yeux après l’induction. Maintenir l’anesthésie en utilisant ~2 à 3 % d’isoflurane. Administrer de la buprénorphine SR (0,1 mg/kg) SQ pour l’analgésie et de l’enrofloxacine périopératoire (10 mg/kg) SQ. À la place de la buprénorphine, des AINS tels que le carprofène, 4 mg / kg ou le méloxicam, 0,2 à 0,3 mg / kg ou le kétoprofène, 3 mg / kg peuvent être administrés sous forme d’injections SQ.
  2. Rasez la patte arrière du lapin de la cheville à l’arrière-train. Une prudence accrue est recommandée lors de l’épilation des lapins pour éviter la contamination de l’incision. Il est important d’utiliser un ensemble de tondeuses à poils de lapin dédiées et tranchantes.
  3. Placez le bloc de jambe avant en acier inoxydable (Figure supplémentaire 1, pièce n° 2 et Figure supplémentaire 4) sous l’extrémité de la plate-forme d’impact et couvrez la plate-forme avec un coussin chauffant. Placez le lapin sternal (c’est-à-dire couché) sur le coussin chauffant. Placez une bosse rembourrée sous la hanche controlatérale.
    1. Assurez-vous que l’extrémité opératoire a le genou centré et repose sur le bloc de polyéthylène (Figure 2A1). Utilisez du ruban adhésif en soie pour rétracter doucement la queue supérieure et controlatérale à l’extrémité opératoire.
  4. Essuyez le site chirurgical avec de la chlorohexidine et de la gaze stérile imbibée d’alcool à 70 %. Frottez le site chirurgical, en commençant par la partie postérieure du genou, avec un balayage circulaire vers l’extérieur. Répétez au moins 3 fois avec des gommages frais, en terminant avec 70% d’alcool.
  5. Placez un gant stérile sur le pied opératoire jusqu’à la cheville et enveloppez-le d’un bandage cohésif stérile.
  6. Draper stérilement le site chirurgical avec trois champs : un directement sous l’extrémité opératoire et les deux autres pour couvrir le reste du corps. Fixez les rideaux avec des pinces à serviettes.

3. Exposition chirurgicale

REMARQUE : Avant la chirurgie et l’impact, le poids et la hauteur de chute qui causent des dommages visibles au cartilage sans fracture osseuse sous-chondrale doivent être déterminés empiriquement pour la souche, l’âge et le sexe spécifiques du lapin.

  1. Palpez la position de la rotule vers l’avant pour estimer la position de l’articulation du genou, qui est située distale par rapport à la rotule. À l’aide d’une lame à 15 lames, faites une incision de 3 à 4 cm le long de la face postérieure du genou étendu à partir du niveau du pôle supérieur de la rotule distalement.
  2. Effectuez des dissections émoussées et nettes à travers le fascia superficiel sous-jacent. Développer l’intervalle entre la peau médialement et le gastrocnémien médial latéralement. Placez un enrouleur Weitlaner auto-retenu dans cet intervalle (voir le tableau des matériaux).
    1. Une couche fasciale secondaire deviendra visible juste au-dessus de l’artère et de la veine saphènes. Disséquer latéralement à la saphène et rétracter le système vasculaire médialement et le complexe gastrocsoléaire postérieur latéralement.
      REMARQUE : Veillez à ne pas couper ce système vasculaire. Si cette artère est endommagée, assurez-vous d’une ligature appropriée, car un choc hémorragique postopératoire peut survenir.
  3. Disséquer distalement jusqu’à ce qu’une petite fabella mobile soit identifiée sur le condyle fémoral médial postérieur. Effectuer une arthrotomie pour mobiliser la fabella sérolatérale, exposant le condyle fémoral médial sous-jacent. Retirez délicatement les tissus mous par dissection émoussée et tranchante pour exposer la face postérieure du condyle fémoral médial. Utilisez un dispositif de retenue Freer et Cricket (voir le tableau des matériaux) pour rétracter les tissus mous à ce niveau.
  4. Tout en gardant le condyle exposé, avancez une broche de Steinman de 0,062 pouce (voir le tableau des matériaux) à travers le fémur distal, en commençant par la face supérieure du condyle fémoral médial et centré dans la direction antéro-postérieure du condyle fémoral médial, à environ 5 mm de la face postérieure du condyle.
    1. Enfoncez le fil latéralement à travers l’os et la peau latérale parallèlement à la surface de l’articulation à l’aide d’un tournevis à broches Steinman alimenté par batterie. La palpation de l’épicondyle latéral permettra d’assurer la trajectoire appropriée de la broche de Steinman.
  5. Retirez les écarteurs et fermez la peau avec une suture polysorbée 3-0 (voir le tableau des matériaux) en courant. Couvrez l’incision avec de la gaze stérile.

4. Impact du condyle fémoral

  1. Retirez le drapé sous le membre opératoire et fixez la goupille Steinman à une plate-forme d’impact personnalisable et réglable en hauteur. Tout d’abord, placez l’aspect inférieur réglable en hauteur de l’appareil de fixation de la goupille Steinman sous la goupille (Figure 2A2). Assurez-vous que le fil est parallèle au sol sur cette plate-forme en ajustant la hauteur des vis au besoin.
    1. Après vous être assuré que la goupille Steinman est parallèle au sol, placez l’aspect supérieur vissé de la plate-forme sécurisée (Figure 2A3) sur l’aspect inférieur vissé de la pièce réglable en hauteur. Assurez-vous que la goupille Steinman est bien fixée en vissant la barre supérieure dans la partie inférieure réglable en hauteur de la plate-forme porte-goupille (Figure 2A2).
  2. Une fois que la broche Steinman est fixée à la plate-forme, retirez la suture et rouvrez l’incision. Exposez le condyle fémoral médial à l’aide d’écarteurs Weitlaner et cricket auto-retenus. Un Freer supplémentaire peut être nécessaire pour rétracter les tissus mous supplémentaires hors de la trajectoire de l’extrémité de l’impacteur (Figure 2B).
  3. Essuyez la tour de chute avec un désinfectant approuvé. Fixez la tête d’impact stérile de 3 mm (Figure 2A4) au chariot de la tour de chute. Amenez la tour de chute au-dessus de l’extrémité opératoire et placez sa base (Figure 2A6) sous la plate-forme d’impact (Figure 3A).
  4. Abaissez doucement l’impacteur (figure supplémentaire 2, partie 20 et figure supplémentaire 13) au centre du condyle fémoral médial postérieur. Assurez-vous qu’aucun tissu mou ne se trouve sur la trajectoire de l’impacteur.
    1. Déplacez le lapin ou la tour au besoin pour vous assurer que la tête de l’impacteur est centrée sur le condyle fémoral médial postérieur (figure 3B). Chaque fois que le lapin est déplacé ou repositionné, ce site chirurgical doit être évalué pour détecter toute rupture possible de la stérilité et la zone doit être stérilisée à nouveau si nécessaire.
  5. Une fois que la trajectoire appropriée est assurée, fixez la tour sur la plate-forme à l’aide des pinces à genouillère (Figure 2A5,  voir le tableau des matériaux).
  6. Administrer une dose d’alfaxalone par voie intraveineuse (0,5 à 0,7 mg/kg) 5 à 10 minutes avant l’impact pour une anesthésie plus profonde sans augmenter l’anesthésie par inhalation.
    REMARQUE : Un manque de réflexe palpébral, de retrait de la pédale et de réflexe du pavillon de l’oreille témoigne d’une anesthésie plus profonde. Cette anesthésie plus profonde permet de prévenir d’éventuelles réactions des membres lors de la mise en place dans l’appareil et lors de l’impact.
    ATTENTION : S’il est administré trop rapidement, l’alfaxalone peut provoquer une apnée transitoire et une hypoxie chez les lapins et doit être administré lentement pendant 1 à 2 minutes. En cas d’hypoxie, assurez-vous d’une oxygénation adéquate et d’une restauration des signes vitaux avant de procéder.
  7. Placez l’impacteur sur la tour de chute à la hauteur souhaitée au-dessus du condyle fémoral médial. Pour l’ensemble de chariot actuel, y compris les roulements, d’une masse de 1,41 kg, il s’agit d’une hauteur de 7 cm.
    REMARQUE : La hauteur de la tour de chute a été déterminée à partir d’études pilotes sur des tissus de cadavres. Cette hauteur a généré des lésions cartilagineuses visibles, mais pas de fracture osseuse sous-chondrale chez les lapins de cette étude.
  8. Cliquez sur le bouton Démarrer du logiciel d’acquisition de données LabVIEW (Fichier de codage supplémentaire 1) juste avant de libérer la butée de broche (Figure supplémentaire 2, article n° 14) pour libérer le chariot et lui permettre de tomber sous l’effet de la gravité.
    REMARQUE : Le logiciel d’acquisition de données recueillera les données d’un capteur de pesage (Figure 1, 6) positionné entre l’impacteur et le chariot et d’un accéléromètre (Figure 1, 7) lors de l’impact à 100 kHz à l’aide d’un ordinateur portable connecté à un module d’acquisition de données.
  9. Placez le fichier txt généré par le logiciel d’acquisition de données dans le même dossier que le code d’analyse des données Matlab (Supplementary Coding File 2) et exécutez le code d’analyse des données pour filtrer les données brutes et calculer les paramètres d’impact.
  10. Assurez-vous que la charge maximale est identifiée. Le point temporel associé est considéré comme le temps de déformation maximale et de vitesse nulle.
    REMARQUE : Le code d’analyse des données analysera tous les fichiers txt du dossier et rapportera les résultats pour chaque fichier. Le code déterminera le début et la fin de l’impact en fonction des modifications apportées aux données de temps de chargement. Les données de l’accéléromètre seront intégrées numériquement pour calculer la vitesse et intégrées à nouveau pour calculer le déplacement. Le code d’analyse des données calculera numériquement l’énergie d’impulsion, de travail et de cinétique à partir des formules suivantes :
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    où F est la force mesurée par le capteur de charge, x 0 et t 0 sont le déplacement et le temps au début de l’impact, et x et tf sont le déplacement et le temps à la fin de l’impact. La vitesse de chargement sera calculée numériquement comme la moyenne de dσ/dt dans la phase de chargement de l’impact. La contrainte de pointe sera calculée en divisant la charge de pointe par la surface de contact de la tête de l’impacteur.
  11. Visualisez la surface du cartilage pour déterminer si des dommages cartilagineux appropriés se sont produits (Figure 4A).

5. Fermeture du site chirurgical

  1. Retirez la tour de chute au-dessus de l’extrémité opératoire. Mettez de côté tous les outils chirurgicaux usagés et enfilez de nouveaux gants stériles.
    REMARQUE : Étant donné que la tour de chute n’est pas stérile, tous les outils utilisés jusqu’à l’impact doivent maintenant être considérés comme contaminés.
  2. Réappliquez un champ stérile sur le membre inférieur et obtenez des auto-écarteurs stériles inutilisés.
  3. Réexposez le condyle fémoral médial et irriguez soigneusement le site chirurgical avec 50 à 60 ml de solution saline stérile.
  4. Fermez la capsule postérieure avec une suture polysorbée 5-0, suivie d’une fermeture cutanée avec une suture monosorbable 4-0 (voir le tableau des matériaux).
  5. Injecter 2 mL de lidocaïne/bupivacaïne pour une analgésie locale autour de l’incision intradermique.
  6. Retirez la goupille Steinman à l’aide d’un jeu de tournevis électriques (voir le tableau des matériaux) en l’oscillant pour minimiser les lésions des tissus mous.
  7. Pansez la plaie avec un pansement non adhésif, suivi d’un ruban adhésif. Effectuer une radiographie de l’extrémité opératoire pour s’assurer qu’aucune fracture ne s’est produite et que la broche est bien placée (Figure 4B).

6. Prise en charge post-opératoire

  1. Remettez le lapin dans sa cage et surveillez-le sur des couvertures chauffantes jusqu’à ce qu’il se remette de l’anesthésie (~25 min).
  2. Continuez à surveiller de près les lapins pendant plusieurs jours après la chirurgie pour vous assurer qu’ils guérissent correctement et retrouvent leur mobilité. Administrer de l’enrofloxacine (10 mg/kg) pendant 2 jours postopératoires pour la prophylaxie de l’infection. Administrer l’analgésie buprénorphine SR (0,1 mg/kg) par voie sous-cutanée tous les 2 à 3 jours après la chirurgie et au besoin. À la place de la buprénorphine, des AINS tels que le carprofène, 4 mg / kg SQ par jour, le méloxicam, 0,2 à 0,3 mg / kg SQ par jour jusqu’à 3 jours ou le kétoprofène, 3 mg / kg SQ par jour peuvent être administrés 3 à 5 jours après la chirurgie et au besoin.
    NOTE : Nous avons réussi à prévenir la déhiscence postopératoire de la plaie, due au léchage ou à la mastication du lapin, en plaçant des pantalons néonatals humains sur les membres postérieurs39. Si le lapin mâche à travers le pantalon, un collier élisabéthain (voir le tableau des matériaux) peut être placé pour empêcher la mastication de l’incision.

7. Évaluation histologique

  1. À 16 semaines après la blessure, prélever les genoux des lapins euthanasiés, les fixer dans du formol tamponné neutre à 10 % pendant 48 h, suivi de l’enrobage de paraffine et de la section en tranches de 5 μm d’épaisseur.
  2. Après la déparaffinisation et la réhydratation, colorer les sections avec de la safranine O vert rapide selon les protocoles standard40,41.
  3. Effectuer le test de marquage de l’extrémité de l’entaille (TUNEL) de la désoxynucléotidyl transférase terminale sur les sections à l’aide du kit de détection de l’apoptose chromogène TUNEL en suivant les instructions du fabricant, contre-coloré avec de l’hématoxyline42 (voir le tableau des matériaux).

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Résultats

Le succès de cette intervention a été surveillé immédiatement après l’impact par la visualisation du condyle par le chirurgien (figure 4A) et par radiographie pour s’assurer qu’aucune fracture ne s’est produite (figure 4B). Il existe un risque de rupture d’impact conduisant à une fracture peropératoire du condyle. Cela était généralement dû à un mauvais placement des broches Steinman (Figure 5). En utilisant ce modèle, il y avait un...

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Discussion

Cette intervention chirurgicale vise à générer des lésions cartilagineuses constantes sur la surface portante du condyle fémoral médial du lapin dans un modèle de PTOA. L’un des avantages de cette procédure est que l’approche postérieure du genou permet une visualisation directe du condyle fémoral médial postérieur complet, et qu’elle peut être réalisée en environ 37 minutes (tableau 2). Il convient également de noter qu’il s’agit d’un modèle de blessure ouverte et qu’il peut entraîner des changements in...

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Déclarations de divulgation

Roman Natoli donne des conférences pour AO Trauma North America, est rédacteur en chef de la section Current Osteoporosis Reports et a reçu des redevances pour les manuels scolaires de Morgan et Claypool. Todd McKinley reçoit des royalties d’Innomed. Les autres auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par le Doer Peer Reviewed Medical Research Program - Investigator-Initiated Research Award W81XWH-20-1-0304 de l’U.S. ARMY MEDICAL RESEARCH ACQUISITION ACTIVITY, par le NIH NIAMS R01AR076477 et un programme complet de formation musculo-squelettique T32 du NIH (AR065971) et par la subvention NIH NIAMS R01 AR069657. Les auteurs tiennent à remercier Kevin Carr d’avoir apporté son expertise en usinage et en fabrication à ce projet, ainsi que Drew Brown et le centre d’histologie osseuse du Centre de santé musculo-squelettique de l’Indiana pour leur aide en histologie.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Vis à tête plateMcMaster-Carr92210A194Vis à tête plate à entraînement hexagonal en acier inoxydable, 8-32, lames de scalpel 1/2"
#15 Scalpel1029066McKesson No. 15 Acier inoxydable / plastique Poignée classique Stérile jetable
1/2 »-20 tige filetéeMcMaster-Carr99065A1201/2 »-20 tige filetée
seringue de 10 mLMcKesson1031801Pour l’irrigation ; Seringue à usage général McKesson 10 mL Blister Package Luer Lock Tip Without Safety
SeringueMcKesson1031804Pour injection de lidocaïne/bupiviacaïne ; Seringue à usage général McKesson 3 ml blister pack Luer Lock Tip sans sécurité.
3-0 polysorbEthiconJ332H3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 cercle, 26 mm, conique
4-0 monosorbEthiconZ397H4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 cercle, 19mm, tranchant
5-0 polysorbMed Vet InternationalNC9335902Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
AccéléromètreKistler8743A5Accéléromètre
Adson-Browns Outilsde précision Forceps World500177Pince Adson-Brown, 12 cm, droite, TC Jaws, 7 x 7 dents
AlfaxaloneJurox49480-002-01Alfaxan Multidose de Jurox : 10 mg/mL
BuprénorphinePar Pharmaceuticals42023-0179-05Buprénorphine HCL injection : 0,3 mg/mL
Butorphanol  ;Zoetis54771-2033Butorphanol tartrate  ; 10mg/ml by Zoetis
Chlorhexidine Hand ScrubBD371073BD E-Z Scrub 107 Brosse à récurer chirurgicale/éponge, 4 % CHG, Pince rouge
STRYKER14023Stryker 4100-62 fil Pince 0.28-0.71'' Pince
filSTRYKEROR-S4300Stryker 4300 CD3 Pilote sans fil 3 pièce à main
Cricket RetractorsNovosurgicalG3510 212x Heiss (Holzheimer) Cross Action Retractor
Dissector CiseauxJorvet labsJ0662Aesculap AG, Metzenbaum, Ciseaux, Droit 5 3/4&Prime ;
Collier ElizabethienElizaSoft62054ElizaSoft Collier de récupération élisabéthain
EnrofloxacineMédicamentsEnrofloxacine composé par des médicaments personnalisés
Pommade pour les yeuxPivetal  ;46066-753-55Déchirures artificielles pivetales - récemment rappelées
Collier d’arbre à montage frontalMcMaster-Carr5631T11Collier d’arbre à montage frontal
Vert rapideMillipore SigmaF7258Vert rapide
FreerJorvet labsJ0226Qd’ascenseur Freer
-1McMaster-Carr91251A197Vis à tête creuse en acier allié à l’oxyde noir, 8-32, Vis à tête creuse de 3/4 po
-2McMaster-Carr92196A194Vis à tête creuse en acier inoxydable, 8-32, Vis à tête 1/2 po
-3McMaster-Carr92196A146Vis à tête creuse en acier inoxydable, 8-32, Vis à tête 1/2 po
-4McMaster-Carr92196A151Vis à tête creuse en acier inoxydable, 6-32,
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n/an/a
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Vue de laboratoireNational Instrumentsn/a n/a
Capteur de chargeKistler9712B5000Capteur de charge
MATLABThe MathWorks Inc.n/an/a
MicroscopeLeicaDMi-8Microscope Leica DMi8 avec logiciel LAS-X
MidazolamAlmaject72611-749-10 Injection dechlorhydrate de midazolam : 5 mg/ml par
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à pince Bras mobilePhilips718095BV  ; Pulsera, bras
mobile Bras en C Roulement linéaire à billes McMaster-Carr9338T7Roulement linéaire à billes monté
Tournevisà aiguilles A2Z ScilabA2ZTCIN39TC Webster Porte-aiguille Mâchoires lisses 5",
PentobarbitalVortech0298-9373-68Pentobarbital 390 mg/mL de Vortech
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Solution saline stérileICU Medical6139-22AquaLite Solution Pour Flacons, 250 mL
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Gants chirurgicauxMcKesson1044729Gant chirurgical McKesson Perry Taille 6,5 Paire stérile Latex Longueur du brassard allongé Lisse Brun Pas de chimio Blouse
chirurgicaleapprouvée McKesson1104452Blouse chirurgicale non renforcée avec serviette McKesson Grand bleu stérile AAMI Niveau 3
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Weitlaner RetractorsFine Science Tools17012-112x Weitlaner-Locktite Retractors
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Références

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