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Utilisation d’une combinaison de calorimétrie indirecte, de thermographie infrarouge et de glycémie pour mesurer la thermogenèse du tissu adipeux brun chez l’homme

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DOI :

10.3791/64451

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2 juin 2023

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1La Trobe Institute for Molecular Science, Department of Rural Clinical Sciences, La Trobe University, 2School of Biomedical Sciences, Department of Physiology, The University of Melbourne, 3Melbourne Medical School, Department of Rural Health, The University of Melbourne

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour quantifier l’importance physiologique de l’impact de l’activité du tissu adipeux brun (MTD) sur le métabolisme humain. Ceci est réalisé en combinant la charge glucidique et la calorimétrie indirecte avec des mesures des changements supraclaviculaires de température. Cette nouvelle approche peut aider à développer une cible pharmacologique pour la thermogenèse des MTD chez l’homme.

Résumé

Chez les mammifères, le tissu adipeux brun (MTD) est activé rapidement en réponse au froid afin de maintenir la température corporelle. Bien que les MTD aient été largement étudiées chez les petits animaux, il est difficile de mesurer l’activité des MTD chez l’homme. Par conséquent, on sait peu de choses sur la capacité de production de chaleur et l’importance physiologique des MTD chez l’homme, y compris la mesure dans laquelle les composants de l’alimentation peuvent activer les MTD. Cela est dû aux limites de la méthode actuellement la plus utilisée pour évaluer l’activation du glucose radiomarqué par MTD (fluorodésoxyglucose ou 18FDG) mesurée par tomographie informatisée par tomographie par émission de positrons (TEP-CT).

Cette méthode est généralement pratiquée chez les sujets à jeun, car l’alimentation induit l’absorption du glucose par les muscles, ce qui peut masquer l’absorption du glucose dans la MTD. Cet article décrit un protocole détaillé pour quantifier la dépense énergétique humaine totale du corps et l’utilisation du substrat de la thermogenèse BAT en combinant la calorimétrie indirecte, la thermographie infrarouge et la surveillance de la glycémie chez les hommes adultes chargés de glucides. Pour caractériser l’importance physiologique des MTD, il est essentiel de mesurer l’impact de l’activité des MTD sur la santé humaine. Nous démontrons un protocole pour y parvenir en combinant la charge glucidique et la calorimétrie indirecte avec des mesures des changements de température supraclaviculaires. Cette nouvelle approche aidera à comprendre la physiologie et la pharmacologie de la thermogenèse des MTD chez l’homme.

Introduction

Le tissu adipeux brun (MTD) diffère notamment du tissu adipeux blanc (WAT) par son contenu mitochondrial, son innervation sympathique, ses gouttelettes lipidiques multiloculaires, sa capacité à générer de la chaleur et sa distribution anatomique. On considérait que la MTD n’existait que chez les nourrissons et les petits mammifères jusqu’à la confirmation de sa présence chez les humains adultesen 2009 1,2,3. Ainsi, jusqu’à relativement récemment, le rôle de la MTD dans la physiologie humaine et l’homéostasie métabolique était mal compris. Des études approfondies sur de petits animaux ont montré que lors d’une exposition au froid, plus de la moitié du métabolisme est due à la capacité thermogénique non frissonnante de BAT4. Plusieurs études ont démontré qu’en cas d’exposition légère au froid (17-18 °C), l’augmentation de la dépense énergétique et de l’absorption de glucose dans la MTD est fortement corrélée à la thermogenèse des MTD chez l’homme 5,6,7. De plus, la thermogenèse des MTD peut contribuer jusqu’à 10 % de la dépense énergétique au repos chez l’homme pendant l’exposition au froid (pour une revue, voir Van Schaik et al.8). L’étude de la physiologie et de l’impact des MTD sur la santé et les maladies humaines est actuellement limitée par les limites du protocole. Il est donc essentiel de disposer d’une méthode précise pour mesurer l’impact métabolique réel des MTD afin de mieux comprendre l’impact de la thermogenèse des MTD sur l’obésité et ses complications métaboliques chez l’homme.

La distribution anatomique des MTD humaines rend difficile l’obtention de mesures précises de la MTD. Chez l’homme, la MTD est distribuée à l’intérieur des dépôts de WAT dans l’abdomen, le thorax et, plus particulièrement, le cou9. Des autopsies et des études cadavériques ont été utilisées pour caractériser anatomiquement la MTD10,11, mais ces méthodes ne peuvent pas fournir d’informations fonctionnelles. Il est difficile de distinguer la MTD à l’aide de techniques d’imagerie conventionnelles en raison des densités similaires de WAT et de BAT8. Un autre problème déconcertant est que les dépôts de graisse beige sont également situés dans les mêmes couches étroites de fascia ou dans certains dépôts avec le WAT8, ce qui rend difficile la distinction à l’aide de techniques d’imagerie conventionnelles.

Pour surmonter ce problème, le volume de MTD est généralement mesuré en combinant la tomographie par émission de positrons (TEP) et la tomodensitométrie (TDM). L’analogue de glucose radiomarqué 18 F-fluourodésoxyglucose (18F-FDG) est le traceur le plus couramment utilisé pour étudier BAT 12. Cependant, il souffre de plusieurs limitations, telles que l’exposition des sujets aux rayonnements ionisants et être invasif et coûteux. De plus, la plus grande limitation du traceur 18F-FDG est qu’il mesure l’absorption d’un analogue du glucose, ce qui n’est pas idéal étant donné que les acides gras libres sont les substrats préférés pour la thermogenèse BAT13. La technique TEP/TDM 18F-FDG ne mesure pas l’absorption des acides gras libres comme substrat pour la thermogenèse et, par conséquent, ne mesure pas l’importance physiologique de la thermogenèse BAT. Il existe d’autres techniques utilisées pour évaluer les MTD humaines, notamment la mesure de l’absorption d’oxygène 15 marqué à l’eau (15 O-O2), 14,11 C-acétate15, un acide gras à longue chaîne (acide F-fluoro-6-thia-heptadécanoïque)16 ou adénosine17, ainsi que la spectroscopie par résonance magnétique 18 et l’imagerie par résonance magnétique 19, mais ceux-ci sont encore extrêmement coûteux et exposent les sujets aux rayonnements ionisants. Par conséquent, il n’existe pas d’étalon-or fiable, peu coûteux et, surtout, sûr pour la quantification des MTD humaines.

La thermographie infrarouge (IRT) est une technique alternative d’imagerie non invasive20,21 qui mesure la température de la peau recouvrant un dépôt de MTD connu. Bien que cela implique une dépense énergétique accrue, si la température mesurée ne dépasse pas la température centrale, il est impossible de déterminer si le changement de température mesuré est simplement une conséquence d’une altération du flux sanguin. De plus, une augmentation mesurée de la température locale ne fournit pas de valeurs de la dépense énergétique altérée, qui est souvent le paramètre souhaité. Un certain nombre de groupes de recherche ont utilisé l’IRT pour mesurer une augmentation de la température dans les dépôts de MTD humaine à la suite d’une intervention à la caféine ou d’un stimulus froid; Ce dépôt est la fosse supraclaviculaire 22,23,24,25,26,27.

Cependant, il n’est pas clair si l’action de la caféine sur la MTD est directe ou médiée par des circuits neuronaux. Il existe des preuves que la caféine induit des caractéristiques de brunissement dans les adipocytes in vitro22, et des travaux antérieurs ont démontré que la caféine (100 mg) augmente la variabilité de la fréquence cardiaque, ce qui peut être un indicateur d’une augmentation de la pulsion nerveuse sympathique systémique dans le corps27. Ceci est conforme aux preuves chez les rongeurs, dans lesquelles la caféine via le système nerveux central augmente la thermogenèse sans impact cardio-dynamique indésirable28.

Comme le substrat préféré pour la thermogenèse des MTD est constitué d’acides gras libres dérivés des triglycérides13 et que les MTD actives séquestrent les lipides circulants pour soutenir la thermogenèse29, les mesures de l’utilisation du substrat sont importantes pour évaluer l’activation physiologique des MTD. Le rapport d’échange respiratoire (RER) est le rapport entre le volume d’oxygène consommé (V̇O 2) et le dioxyde de carbone produit (V̇CO2)30. Un RER de 0,7 indique le métabolisme des acides gras, et un RER de 1,0 indique le métabolisme des glucides31. Par conséquent, la preuve d’une préférence pour l’utilisation des acides gras par rapport à une augmentation de la dépense énergétique est un corrélat clé de la thermogenèse BAT.

De plus, étant donné que l’absorption de glucose est un corrélat connu de l’activité des MTD (voir ci-dessus), une baisse de la glycémie parallèlement à la modification de l’utilisation du substrat sont des corrélats clés de la thermogenèse des MTD. Des études antérieures utilisant la calorimétrie indirecte seule, ou avec l’enregistrement de la température chez les individus à jeun, ont rapporté peu ou pas de changement aigu dans l’utilisation du substrat32,33. Comme cela est probablement masqué par l’état de jeûne (où le métabolisme préabsorbant favorise l’utilisation des graisses), nous proposons de combiner l’IRT et la calorimétrie indirecte avec la charge glucidique.

Cet article vise à fournir une approche étape par étape que les chercheurs cliniques peuvent utiliser pour quantifier de manière fiable et, surtout, en toute sécurité l’importance physiologique de la MTD chez l’homme en combinant l’IRT, la calorimétrie indirecte et la glycémie. Cette technique est mieux utilisée après que les sujets ont été chargés de glucides et exposés à des agents pharmacologiques MTD ou à des stimuli environnementaux. Les résultats de cette approche peuvent être utilisés pour étudier l’activité des MTD, l’utilisation du substrat et la dépense énergétique après l’activation de la MTD chez des sujets d’étude individuels27.

Protocole

Tous les participants (n = 8) ont fourni un consentement éclairé écrit, et toutes les expériences ont été approuvées par le Comité d’éthique humaine de l’Université; les données proviennent de Van Schaik et coll.27.

1. Installation de l’équipement et du logiciel

  1. Mesurer la masse grasse par absorptiométrie à rayons X à double énergie (DXA) selon Van Schaik et al.27.
  2. Estimer l’utilisation du substrat et la dépense énergétique du gaz expiré; Mesurez cela à l’aide d’un analyseur de gaz respiratoire conformément aux directives du fabricant.
  3. Prélever des échantillons de sang par ponction des doigts (capillaires) et déterminer les niveaux de glucose sanguin à l’aide d’un glucomètre conformément aux directives du fabricant.
  4. Utilisez un thermomètre infrarouge sans contact pour déterminer les mesures de la température corporelle centrale conformément aux directives du fabricant (l’erreur de cet appareil est de ±0,2 °C).

2. Procédures préalables aux visites des participants

  1. Examinez l’état de santé de tous les participants.
  2. Définissez les critères d’exclusion suivants : un indice de masse corporelle de >30 kg/m2 (en raison de l’activité MTD inversement corrélée à l’adiposité34,35), les participants utilisant des médicaments prescrits et le diabète sucré.
  3. Avant ou après la séance de test, assurez-vous que les participants subissent un scanner DXA pour mesurer leur masse grasse, car l’activité de la MTD est inversement corrélée à l’adiposité34,35.
  4. Pendant 24 heures avant d’arriver pour l’étude, assurez-vous que les participants s’abstiennent de tout exercice ou activité intense et sont à jeun d’eau pendant 10 heures avant d’arriver au laboratoire.

3. Procédures de la journée d’étude

  1. Assurez-vous que la température ambiante à laquelle les données sont recueillies est réglée sur une température constante afin de minimiser les facteurs de confusion externes dus aux différences de température ambiante.
    REMARQUE: Cela peut entraîner des mesures thermiques ou métaboliques incorrectes. Pour les besoins de cette expérience, on a utilisé une pièce à température contrôlée maintenue à 22 °C dans des conditions thermiquement neutres.
  2. Demandez aux participants d’arriver au laboratoire à 8h00 pour tenir compte des rythmes hormonaux quotidiens.
  3. Mesurez la taille et le poids des participants.
  4. Demandez aux participants de s’allonger sur un socle pendant au moins 30 minutes avant que les mesures de base ne soient prises.
  5. Sur une période de 120 minutes, mesurer l’IRT, la calorimétrie indirecte, la glycémie et la température centrale des participants toutes les 15 minutes suivant l’expiration du prélèvement d’O 2 et de CO2(Figure 1).
  6. Après les mesures de base, assurez-vous que les participants sont chargés de glucides grâce à la consommation de trois gels glucidiques (90 g de glucose chacun) entre les points de temps de 0 min et 15 min.
  7. S’assurer que les participants ingèrent le traitement 45 min suivant la charge glucidique. Pour suivre ce protocole, utilisez 100 mg de capsules de caféine comme intervention27.
    REMARQUE : Une période de sevrage de 7 jours entre l’intervention et le placebo est requise, ce qui signifie qu’une période de 7 jours est nécessaire entre le traitement à la caféine et le placebo.

4. Calorimétrie indirecte

  1. Estimer la dépense énergétique et les valeurs d’utilisation du substrat du gaz expiré, telles que mesurées à l’aide d’un analyseur de gaz respiratoire. Terminez l’étalonnage de l’analyseur de gaz respiratoire en suivant les instructions du fabricant.
  2. Adapter le masque en silicone stérilisé à froid au participant pour permettre la livraison de l’air ambiant et l’acquisition de données métaboliques. Assurez-vous que le masque est équipé d’une valve préstérilisée non rérespiratoire (valve bidirectionnelle non réinhalante) et fixez-la sur le visage du participant avec un accessoire en filet et vérifiez les fuites.
  3. Assurez-vous que les tubes inspiratoire et expiratoire sont connectés.
  4. Exportez le fichier de données numériques sous forme de feuille de calcul.
  5. Prélever les échantillons de O 2 et de CO2expirés avec une moyenne de 5 s. Celui-ci mesure la dépense énergétique et le rapport d’échange respiratoire (Figure 1). Retirez le masque facial pour compléter les mesures supplémentaires.
  6. Calculer les taux d’oxydation du substrat (oxydation des glucides et des lipides) et la dépense énergétique totale à l’aide des équations de Weir non protéiques 1-331,36:
    Taux d’oxydation des matières grasses (g/min−1) = (1,695 VO 2)-(1,701 VCO2) (1)
    Taux d’oxydation des glucides (g/min−1) = (4,585 VCO 2) -(3,226 VO 2) (2)
    Dépense énergétique (kcal/min) = (3,94 × VO 2)+ (1,1 × VCO2) (3)

5. Mesures de la glycémie plasmatique

  1. Effectuer des lectures de glycémie à l’aide d’une piqûre au doigt et d’un glucomètre après chaque série de mesures de gaz périmés (figure 2).

6. Température à cœur

  1. Enregistrer la température centrale (Tcore) après chaque série de mesures de gaz expirés. Idéalement, mesurez la température centrale par voie rectale ou intra-auditive (Figure 2).
    REMARQUE : En raison des pratiques sécuritaires liées à la COVID-19, réduisez au minimum les contacts de personne à personne.
  2. Assurez-vous que les participants sont couchés sur le dos et que leur tête est dans une position neutre. Dirigez constamment le thermomètre sans contact vers le centre du front du participant.

7. Thermographie infrarouge

  1. Effectuer l’IRT après chaque série de mesures de gaz expirés (Figure 2).
  2. Demandez aux participants de s’asseoir dans une posture verticale en regardant droit devant eux, avec la région de la poitrine à la région du cou exposée (figure 3).
  3. Utilisez une caméra thermique pour acquérir des images infrarouges de la région antérieure du cou et de la partie supérieure de la poitrine.
    1. Placez l’appareil photo sur un trépied au niveau du cou à 1 m du visage du sujet (Figure 4D). Utilisez les paramètres suivants : type de détecteur = microbolomètre non refroidi; pas du détecteur = 17 μm; gamme spectrale de la caméra = 7,5-14,0 μm; sensibilité thermique = 20 mK à 30 °C; objectifs = 36 mm; Résolution = 1 024 pixels x 768 pixels.
    2. Allumez l’appareil photo.
    3. Ajustez la mise au point de l’appareil photo en faisant pivoter la bague de mise au point.
      REMARQUE: Il est très important d’ajuster la mise au point correctement. Un réglage incorrect de la mise au point affecte la mesure de la température.
    4. Pointez le pointeur laser sur la ligne médiane du cou du participant.
    5. Prenez l’image.
      REMARQUE: L’image sera enregistrée automatiquement si une carte mémoire est utilisée.

8. Analyse d’images

  1. Choisir trois régions du thorax antérieur et du cou pour l’analyse de la température de surface : bilatéralement la BAT sus-jacente dans la fosse sus-claviculaire (SCF) et la région latérale du cou, la zone sternale étant considérée comme un point de référence de contrôle (Tref), car cette zone ne contient pas de MTD (Figure 4A-C).
  2. Placez des régions d’intérêt triangulaires (ROI) dans les zones SCF gauche et droite et un ROI circulaire sur la région sternale.
  3. Lorsque les régions requises ont été croisées, vérifiez que le logiciel affiche la moyenne et l’écart type de la température pour chaque région sélectionnée.

9. Analyse des données

  1. Utiliser une approche en double aveugle pour l’analyse des interventions à l’aide des techniques décrites. Demandez à un chercheur qui ne participe pas à la collecte ou à l’analyse des données de coder les interventions de manière générique.
  2. Effectuez l’analyse statistique.
    1. Calculez les moyennes pour les données IRT, de température centrale et de glycémie à partir du point de temps unique mesuré.
    2. Calculez les moyennes pour le RER, l’oxydation des graisses, l’oxydation des glucides et la dépense énergétique en 10 minutes.
    3. Pour la dépense énergétique, additionnez le taux de dépense énergétique pour chaque groupe et séparez-le en avant et après l’intervention.
      REMARQUE : Consulter Van Shaik et coll. pour les tests statistiques permettant d’analyser les données27.

Résultats

La figure 1 et la figure 2 présentent un organigramme de la conception de l’étude. Les images de la configuration du protocole sont représentées à la figure 3. Les caractéristiques des participants se trouvent dans le tableau 1. Des exemples représentatifs d’IRT des images d’un participant, y compris la ligne de base (Figure 4A), la charge post-glucidique (Figure 4B) et 60 minutes après la supplémentation en caféine (Figure 4C), avec une image représentative de la configuration de la caméra, sont présentés à la Figure 4D. Notamment, la figure 4A-C fournit une représentation visuelle des changements de température de la fosse supraclaviculaire (Tscf) après l’intervention; les différences de température sont particulièrement marquées entre la figure 4B et la figure 4C.

Dans la figure 5A-C, les résultats de Van Schaik et al. montrent le Tscf (Figure 5A), la température d’un point de référence (Tref; Figure 5C) et la température à cœur (Tcore; Figure 5B) de la ligne de base (0 min) à la fin de la collecte des données (120 min). Les données montrent une intervention à base de caféine par rapport au placebo27. Les résultats décrits dans ce manuscrit sont purement représentatifs de cet article publié. De plus, les données sur Tscf ne montrent pas d’effet de groupe. Les statistiques peuvent être trouvées dans les données supplémentaires de Van Schaik et al.27.

L’augmentation marquée de la température supraclaviculaire coïncide avec des changements dans l’utilisation du substrat et une baisse rapide de la glycémie après l’intervention, comme le montre la figure 6. Ces résultats, combinés à l’absence de changement de température pour les températures Tref et Tcore (Figure 5B,C) sont indicatifs de la thermogenèse BAT. De plus, à mesure que la dépense énergétique augmente (Figure 6E), le RER diminue (Figure 6A), ce qui coïncide avec l’augmentation de l’oxydation des graisses (Figure 6B) après l’intervention.

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Figure 1 : Schéma des mesures avec le temps nécessaire pour effectuer chaque période de 15 minutes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Schéma de l’organigramme de la conception de l’étude. Processus expérimental. Carré noir = temps de charge glucidique; cercle noir = temps d’intervention. Abréviations : IRT = thermographie infrarouge; BGL = glycémie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Images représentatives du protocole. (A) Installation sans la présence du participant; B) collecte de données sur les participants au départ; C) ordinateur à calorimétrie indirecte; (D) participant consommant la charge glucidique après les mesures de référence. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Exemples représentatifs de l’IRT et de la configuration de la caméra. Images thermiques d’un participant, à (A) la ligne de base, (B) la charge post-glucidique, et (C) 60 minutes après l’intervention de caféine, avec (D) une image représentative de la configuration de la caméra. Abréviation : IRT = thermographie infrarouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Effets de l’intervention sur les mesures de température. Changements de température brute de base de (A) Tscf, (B) Tcore et (C) Tref chez les participants après une charge glucidique (point temporel = 0) et l’administration d’une intervention à base de caféine ou d’une capsule placebo (durée = 45 min à 120 min)27. Cette figure est tirée de Van Schaik et al.27. (A-C) Case gris clair 1 = temps de charge glucidique; encadré 2 = pré-intervention; case gris foncé 3 = post-intervention; cercles bleus = intervention à la caféine; Triangles noirs = intervention placebo. Les données sont exprimées du minimum au maximum, tous les points étant indiqués dans les diagrammes de la boîte et des moustaches. La variance est exprimée en moyenne ± écart-type, n = 8 par intervention; * représente l’effet d’interaction caféine (*p < 0,05). Les valeurs des données ont été analysées à l’aide d’une analyse de variance tripartite à mesures répétées. Abréviations : Tscf = température dans la fosse susclaviculaire; Tcore = température centrale; Tref = point de référence de contrôle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Effets de l’intervention sur les mesures métaboliques. Changements dans (A) RER, (B) le taux d’oxydation des graisses, (C) le taux d’oxydation des glucides, (D) la glycémie et (E) la dépense énergétique chez les participants après une charge glucidique (temps = 0) et l’administration d’une capsule de caféine ou d’une capsule placebo (temps = 45 min à 120 min). Case gris clair 1 = temps de charge glucidique; case 2= pré-intervention; case gris foncé 3 = post-intervention; cercles bleus = intervention à la caféine; Triangles noirs = intervention placebo. Les données sont exprimées du minimum au maximum, tous les points étant indiqués dans les diagrammes de la boîte et des moustaches. E) Avant et après l’administration des interventions; barre grise = intervention placebo; barre bleue = intervention en caféine. La variance est exprimée en moyenne ± écart-type, n = 8 par intervention; * représente l’effet d’interaction caféine (*p < 0,05). Les valeurs des données ont été analysées à l’aide d’une analyse de variance tripartite à mesures répétées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tous les participants
n8
Âge, années22 ± 2
Hauteur, cm176 ± 5
Poids, kg74 ± 8
IMC, kg/m2 23 ± 2
Graisse corporelle, %20 ± 8

Tableau 1 : Données démographiques des participants. Les valeurs sont des moyennes ± ET, sauf indication contraire. Ce tableau est tiré de Van Schaik et coll.27.

Discussion

La méthode que nous avons montrée ici est un protocole techniquement simple, sûr et rentable pour mesurer la thermogenèse BAT chez l’homme. Le protocole répond aux préoccupations liées à la fiabilité de l’utilisation de l’IRT seule pour distinguer le réchauffement local dû à une altération du flux sanguin cutané et le réchauffement plus profond dû à la thermogenèse en corrélant l’IRT avec les mesures de la dépense énergétique (EE) et l’utilisation du substrat. Comme cette technique n’utilise pas de rayonnements ionisants, elle permet une analyse à mesures répétées, ce qui n’est pas possible avec les techniques d’imagerie TEP. Enfin, bien que les techniques d’imagerie TEP puissent identifier l’activation des MTD, elles ne rendent pas compte des résultats physiologiques (augmentation de la température et EE) mesurés par ce protocole.

La force du protocole décrit ici est qu’il existe quatre sources de données qui appuient la conclusion de la thermogenèse des MTD évoquées : (1) augmentation de la Tscf mesurée, parallèlement à une température centrale inchangée et à une température cutanée stable dans la région de référence adjacente; (2) l’augmentation des dépenses énergétiques; 3° un changement dans l’utilisation du substrat; et (4) une baisse de la glycémie. Les observations convergentes sont toutes cohérentes avec les résultats prévus pour la thermogenèse BAT. La partie essentielle du protocole est la charge en glucides des participants pour assurer le métabolisme des glucides avant l’intervention. La thermogenèse BAT fait passer le métabolisme du substrat des glucides aux acides gras libres, comme le montre la baisse du RER. Bien que le substrat préféré pour la thermogenèse des MTD soit les acides gras libres, une absorption significative du glucose dans les MTD actives est bien établie 5,6,7. Par conséquent, nous observons une baisse de la glycémie en même temps que la thermogenèse BAT. Il ne serait pas possible d’observer le changement mutuel dans l’utilisation du substrat (RER) et la baisse de la glycémie à jeun.

Des études antérieures ont conclu qu’une augmentation de Tscf (mesurée par IRT) est suffisante pour conclure à la thermogenèse BAT. Cependant, cette conclusion n’est certaine que si le Tscf dépasse la température centrale. Si le Tscf est inférieur ou égal à la température centrale, un changement local de température dû à une augmentation du flux sanguin cutané ne peut être exclu. Une revue systématique a conclu que l’IRT seule n’est pas en mesure de déterminer si les augmentations de la température cutanée supraclaviculaire sont dues à la thermogenèse BAT37. L’examen a noté que la méthode la plus courante (18F-FDG PET/CT) mesure l’absorption du glucose dans la MTD37. Cependant, le substrat préféré pour la thermogenèse des MTD est les acides gras13. Ce problème méthodologique empêche toute comparaison significative entre les données TEP/TDM lors de la validation des données IRT, car l’une ou l’autre de ces mesures ne constitue pas à elle seule une mesure appropriée de l’activité métabolique réelle de la MTD car elle ne peut pas indiquer le changement de la dépense énergétique et de l’utilisation du substrat dû à la thermogenèse des MTD. Néanmoins, avec le protocole décrit ici, non seulement nous pouvons quantifier le changement de température, mais nous pouvons également confirmer une augmentation de la dépense énergétique - un résultat physiologique clé de la thermogenèse BAT. L’IRT est une méthode sans contact, non invasive et relativement peu coûteuse pour mesurer la température et les changements de température associés à la thermogenèse BAT. En revanche, la TEP-TDM est coûteuse et expose les individus aux rayonnements ionisants, limitant ainsi l’applicabilité de cette méthode à de petites analyses rétrospectives d’études d’imagerie clinique. L’application du protocole actuel aux essais cliniques randomisés à grande échelle serait relativement simple et rentable.

Il est important de noter que la diminution de l’oxydation des glucides après une intervention à la caféine peut s’expliquer par le changement d’utilisation du substrat en raison de l’augmentation de la thermogenèse des MTD due à l’intervention. Les mesures de la signalisation de l’insuline rendraient les résultats de cette étude plus robustes. Cependant, il n’est pas clair, sur la base des résultats de cette étude, si la caféine affecterait la signalisation de l’insuline via une action sur la MTD ou si la chute de la glycémie est le résultat de la MTD absorbant plus de substrats énergétiques.

La méthode TEP/TDM 18F-FDG présente plusieurs limites inhérentes lorsqu’elle est utilisée pour quantifier et mesurer l’activité physiologique des MTD, en particulier lorsqu’il s’agit d’étudier l’influence des nutriments ou des ingrédients alimentaires sur l’activité des MTD. La méthode 18F-FDG PET/CT exige que les sujets soient à jeun pour éviter les augmentations induites par l’alimentation de l’absorption de glucose par le tissu musculaire, ce qui peut réduire considérablement la détection de la BAT et de la fonction BAT38. De plus, cette technique ne peut à elle seule mesurer l’impact physiologique ou l’étendue de l’activation des MTD. De plus, l’utilisation de rayonnements ionisants dans les études d’imagerie TEP est un obstacle éthique, de santé et de sécurité pour la conception d’études croisées à mesures répétées. De plus, 18F-FDG représente uniquement l’absorption du glucose, ce qui n’est pas la même chose que la mesure du métabolisme du glucose. Cette méthode consistant à charger des glucides sur des sujets avant de mesurer la température de la MTD et à combiner les niveaux de glucose sanguin avec la calorimétrie indirecte nous permet de mesurer rigoureusement l’impact physiologique de la thermogenèse et de l’utilisation modifiée du substrat, qui ne serait autrement pas disponible à jeun.

Forces et limites
Ce protocole a des implications plus larges que la simple étude des MTD. Par les participants chargés de glucides avant l’intervention, l’oscillation des niveaux de glucose sanguin en réponse à la fois à la charge en glucides et à l’intervention en caféine, ainsi que des changements dans l’utilisation du substrat, peuvent être observés. Par conséquent, cette technique peut être utilisée pour améliorer les études de calorimétrie indirecte humaine et les mesures métaboliques. On ne sait pas encore si les résultats de cette étude peuvent être reproduits après d’autres interventions, telles que l’exposition au froid ou la stimulation adrénergique. Cependant, les résultats de cette étude ont été reproduits à la suite d’une intervention avec un ingrédient alimentaire différent, à savoir Capsicum annuum27. Une rigueur et une confiance supplémentaires dans les résultats pourraient être obtenues en utilisant une approche en double aveugle pour l’analyse des interventions utilisant les techniques décrites, et cela pourrait être facilement mis en œuvre27.

La confusion potentielle de la température ambiante variée n’est pas pertinente dans ce protocole, car la température ambiante a été maintenue stable d’un participant à l’autre. De plus, l’humidité a été prise en compte lors de l’étalonnage de l’analyseur de gaz respiratoire. Ceci est déduit dans la configuration de cet équipement, car l’étalonnage est effectué conformément aux instructions du fabricant.

Les intervalles de temps pour la mesure et le traitement ont été déterminés à la suite d’une petite étude pilote dans laquelle le dépannage du protocole a été effectué. Essentiellement, les intervalles de temps pour la mesure ont été déterminés en fonction du temps nécessaire au chercheur pour effectuer les mesures et pour le confort du participant. Le temps de l’intervention a été déterminé en fonction du temps nécessaire au métabolisme des glucides après la charge glucidique pour déterminer si l’intervention a augmenté l’oxydation des acides gras libres (c.-à-d. thermogenèse MTD) et réduit l’oxydation des glucides.

Il existe notamment des différences entre les taux de glucose capillaire et veineux39. Cependant, dans le contexte des soins extrahospitaliers, la façon la plus courante de mesurer la glycémie est au moyen d’un échantillon de sang d’origine capillaire analysé par un glucomètre portatif au point de service40. De plus, chez les personnes en bonne santé (semblables à celles incluses dans ce protocole) dans un contexte non clinique, il existe une différence statistiquement significative, mais non cliniquement significative, entre les niveaux de glycémie capillaire et veineuse lorsqu’elle est mesurée à l’aide d’un glucomètre capillaire au point de service41. Dans ce contexte, le prélèvement capillaire resterait l’approche optimale en raison du fait que la plupart des glucomètres disponibles sur le marché sont conçus pour analyser des échantillons de sang capillaire41. D’un point de vue clinique, on pourrait soutenir que la glycémie veineuse est la meilleure méthode d’analyse. Cependant, le prélèvement sanguin veineux est non seulement coûteux et nécessite de l’équipement spécialisé (ibid.), mais il est également invasif. Les considérations éthiques d’augmentation du risque d’événements indésirables au cours du protocole doivent être mises en balance avec la littérature rapportée montrant la forte corrélation et la fiabilité de la glycémie capillaire comme mesure indirecte de la glycémie veineuse42. La clé ici, bien sûr, est que nous n’avons pas entrepris de diagnostiquer le diabète, mais de mesurer les changements dans les niveaux de glucose dans le sang, pour lesquels la surveillance de la glycémie capillaire est un protocole plus que approprié.

Le glucose peut induire la thermogenèse et les repas uniques peuvent activer le BAT43. Cependant, et c’est assez important, les données incluses dans ce manuscrit ne montrent aucun effet significatif de la charge en glucose dans le groupe d’intervention ou le groupe placebo. De plus, les données incluses dans le manuscrit ont été dérivées des résultats de Van Schaik et al., qui comprenaient une troisième intervention (Capsicum annuum), et la charge en glucose n’a pas produit d’effet significatif sur les mesures27.

Il convient de noter que ce protocole n’a été utilisé que chez les participants masculins ayant une faible graisse corporelle et une MTD active (pour réduire le nombre de variables contrôlables, les femmes ont été exclues de l’étude). Il existe une corrélation inverse connue entre l’adiposité et la masse de la MTD chez l’homme44. En outre, il est connu que les personnes auparavant obèses qui ont perdu du poids par l’alimentation et l’exercice ont un taux métabolique de base inférieur et doivent consommer des régimes hypocaloriques pour maintenir un poids normal45,46. En outre, l’activité des MTD peut stimuler la croissance des MTD8. La méthode décrite ici permettra des études à long terme pour étudier les changements dans l’activité des MTD associés aux maladies métaboliques d’une manière qui n’est pas offerte par d’autres techniques.

Conclusion
En conclusion, nous démontrons une approche de mesure pour quantifier l’activité du tissu adipeux brun humain en utilisant l’IRT et la calorimétrie indirecte suite à une charge glucidique. Les étapes critiques comprennent 1) la charge en glucides des participants qui sont à jeun avant de mesurer la température de la MTD tout en combinant la calorimétrie indirecte et la glycémie pour permettre la quantification de l’étendue physiologique de la thermogenèse des MTD et de l’utilisation modifiée du substrat; 2) évaluer les dépôts et les températures pertinents des MTD IRT à partir d’un point de référence et de la température centrale pour démontrer toute augmentation de Tscf qui indiquerait une activation de la MTD en fonction de l’emplacement anatomique. Nous pensons que ces mesures quantitatives permettent une évaluation plus précise de la contribution des MTD au métabolisme énergétique et à la thermorégulation chez l’homme adulte. Cette approche approfondie devrait être utilisée par les chercheurs pour étudier la physiologie des MTD et servir de nouvelle norme pour le développement d’approches d’activation des MTD humaines à l’avenir.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Nous tenons à remercier tous les volontaires de l’étude pour leur participation à notre étude. Ces travaux ont été soutenus par la Holsworth Research Initiative, l’Université La Trobe et le Defence Science Institute (DSI, Australie).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tensiomètre automatiséOmron SEM-2 advanced, Omron, Kyoto, Japon
Scanner absorptiométrique à rayons X à double énergie  ;Hologic Horizon, Hologic Inc., Bedford, MA, États-Unis Électrodes
ECGAmbu Blue Sensor R, Malaisie
ECG à cinq dérivationsMedilog AR12 plus ; Schiller, Allemagne
Caméra FLIR E60FLIR Systems Australie, Melbourne , Australie
FLIR Research Studio ProfessionalEdition FLIR Systems Australia, Melbourne , Australie
Freestyle Optium XceedAbbott Diabetes Care, Alameda, Canada
Glucose GelWinners Sports Nutrition, Mt Martha, Victoria, Australie
MasqueUn masque en silicone stérilisé à froidsérie 7400 Masque oro-nasal, Hans Rudolph
Medilog Darwin2 logicielProfessionnel ; Schiller, Allemagne
Thermomètre infrarouge sans contact  ;Berrcom, JXB-178, Guangdong, Chine
Bandelette de glucose Optium XceedAbbott Diabetes Care, Alameda, Canada
ParvoMedics TrueOne 2400 analyseur de gaz respiratoireParvoMedics Inc, East Sandy, UT, USA
Valve non réinspiration pré-stériliséeValve non réinspiration à deux voies Configuration en forme de T, 2600 Medium ou 2700 Large, Hans Rudolph

Références

  1. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. The New England. Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  2. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. The New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  3. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  4. Abreu-Vieira, G., Xiao, C., Gavrilova, O., Reitman, M. L. Integration of body temperature into the analysis of energy expenditure in the mouse. Molecular Metabolism. 4 (6), 461-470 (2015).
  5. Orava, J., et al. Different metabolic responses of human brown adipose tissue to activation by cold and insulin. Cell Metabolism. 14 (2), 272-279 (2011).
  6. Chen, K. Y., et al. Brown fat activation mediates cold-induced thermogenesis in adult humans in response to a mild decrease in ambient temperature. Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 98 (7), 1218-1223 (2013).
  7. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. The Journal of Clinical Investigation. 122 (2), 545-552 (2012).
  8. Van Schaik, L., Kettle, C., Green, R., Irving, H., Rathner, J. Effects of caffeine on brown adipose tissue thermogenesis and metabolic homeostasis: A review. Frontiers in Neuroscience. 15, 54(2021).
  9. Lee, P., et al. Temperature-acclimated brown adipose tissue modulates insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (11), 3686(2014).
  10. Heaton, J. M. The distribution of brown adipose tissue in the human. Journal of Anatomy. 112 (1), 35-39 (1972).
  11. Sievers, W., et al. Innervation of supraclavicular adipose tissue: A human cadaveric study. PLoS One. 15 (7), 0236286(2020).
  12. Chondronikola, M., Beeman, S. C., Wahl, R. L. Non-invasive methods for the assessment of brown adipose tissue in humans. The Journal of Physiology. 596 (3), 363-378 (2018).
  13. Carpentier, A. C., et al. Brown adipose tissue energy metabolism in humans. Frontiers in Endocrinology. 9, 447(2018).
  14. Raiko, J., et al. Human brown adipose tissue [15O] O2 PET imaging in the presence and absence of cold stimulus. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 43 (10), 1878-1886 (2016).
  15. Blondin, D. P., et al. Selective impairment of glucose but not fatty acid or oxidative metabolism in brown adipose tissue of subjects with type 2 diabetes. Diabetes. 64 (7), 2388-2397 (2015).
  16. Blondin, D. P., et al. Dietary fatty acid metabolism of brown adipose tissue in cold-acclimated men. Nature Communications. 8, 14146(2017).
  17. Lahesmaa, M., et al. Regulation of human brown adipose tissue by adenosine and A2A receptors-studies with [15O] H2O and [11C] TMSX PET/CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 46 (3), 743-750 (2019).
  18. Koskensalo, K., et al. Human brown adipose tissue temperature and fat fraction are related to its metabolic activity. The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 102 (4), 1200-1207 (2017).
  19. Gifford, A., Towse, T. F., Walker, R. C., Avison, M. J., Welch, E. B. Characterizing active and inactive brown adipose tissue in adult humans using PET-CT and MR imaging. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 311 (1), 95-104 (2016).
  20. Law, J., et al. Thermal imaging is a noninvasive alternative to PET/CT for measurement of brown adipose tissue activity in humans. Journal of Nuclear Medicine. 59 (3), 516-522 (2018).
  21. Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
  22. Velickovic, K., et al. Caffeine exposure induces browning features in adipose tissue in vitro and in vivo. Scientific Reports. 9 (1), 9104(2019).
  23. Pérez, D. I. V., et al. Physically active men with high brown adipose tissue activity showed increased energy expenditure after caffeine supplementation. Journal of Thermal Biology. 99, 103000(2021).
  24. Symonds, M. E., et al. Thermal imaging to assess age-related changes of skin temperature within the supraclavicular region co-locating with brown adipose tissue in healthy children. The Journal of Pediatrics. 161 (5), 892-898 (2012).
  25. Salem, V., et al. Glucagon increases energy expenditure independently of brown adipose tissue activation in humans. Diabetes, Obesity and Metabolism. 18 (1), 72-81 (2016).
  26. Lee, P., et al. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
  27. Van Schaik, L., et al. Both caffeine and Capsicum annuum fruit powder lower blood glucose levels and increase brown adipose tissue temperature in healthy adult males. Frontiers in Physiology. 13, 870154(2022).
  28. Van Schaik, L., et al. but not anxiogenic, doses of caffeine act centrally to activate interscapular brown adipose tissue thermogenesis in anesthetized male rats. Scientific Reports. 11 (1), 113(2021).
  29. McNeill, B. T., Morton, N. M., Stimson, R. H. Substrate utilization by brown adipose tissue: What's hot and what's not. Frontiers in Endocrinology. 11, 571659(2020).
  30. Schmidt-Nielsen, K. Animal Physiology: Adaptation and Environment. , Cambridge University Press. Cambridge, UK. (1997).
  31. Peronnet, F., Massicotte, D. Table of nonprotein respiratory quotient: An update. Canadian Journal of Sport Sciences. 16 (1), 23-29 (1991).
  32. Galgani, J. E., Ryan, D. H., Ravussin, E. Effect of capsinoids on energy metabolism in human subjects. British Journal of Nutrition. 103 (1), 38-42 (2010).
  33. Ohnuki, K., et al. CH-19 sweet, a non-pungent cultivar of red pepper, increased body temperature and oxygen consumption in humans. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 65 (9), 2033-2036 (2001).
  34. Wang, Q., et al. Brown adipose tissue activation is inversely related to central obesity and metabolic parameters in adult human. PLoS One. 10 (4), 0123795(2015).
  35. Vijgen, G. H., et al. Brown adipose tissue in morbidly obese subjects. PLoS One. 6 (2), 17247(2011).
  36. Cunningham, J. Calculation of energy expenditure from indirect calorimetry: Assessment of the Weir equation. Nutrition. 6 (3), 222-223 (1990).
  37. Jimenez-Pavon, D., et al. Infrared thermography for estimating supraclavicular skin temperature and BAT activity in humans: A systematic review. Obesity. 27 (12), 1932-1949 (2019).
  38. Roman, S., et al. Brown adipose tissue and novel therapeutic approaches to treat metabolic disorders. Translational Research. 165 (4), 464-479 (2015).
  39. Sirohi, R., Singh, R. P., Chauhan, K. A comparative study of venous and capillary blood glucose in a tertiary care hospital. Indian Journal of Public Health Research and Development. 11 (7), 740(2020).
  40. Funk, D. L., Chan, L., Lutz, N., Verdile, V. P. Comparison of capillary and venous glucose measurements in healthy volunteers. Prehospital Emergency Care. 5 (3), 275-277 (2001).
  41. Topping, J., et al. A comparison of venous versus capillary blood samples when measuring blood glucose using a point-of-care, capillary-based glucometer. Prehospital and Disaster Medicine. 34 (5), 506-509 (2019).
  42. Akinbami, F., et al. Tale of two sites: capillary versus arterial blood glucose testing in the operating room. The American Journal of Surgery. 203 (4), 423-427 (2012).
  43. Saito, M., Matsushita, M., Yoneshiro, T., Okamatsu-Ogura, Y. Brown adipose tissue, diet-induced thermogenesis, and thermogenic food ingredients: from mice to men. Frontiers in Endocrinology. 11, 222(2020).
  44. Yoneshiro, T., et al. Age-related decrease in cold-activated brown adipose tissue and accumulation of body fat in healthy humans. Obesity. 19 (9), 1755-1760 (2011).
  45. Fothergill, E., et al. Persistent metabolic adaptation 6 years after "The Biggest Loser" competition. Obesity. 24 (8), 1612-1619 (2016).
  46. Hall, K. D. Energy compensation and metabolic adaptation: "The Biggest Loser" study reinterpreted. Obesity. 30 (1), 11-13 (2021).

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Thermogen se du tissu adipeux brunD pense nerg tiqueTemp rature supraclaviculaireOxydation des substratsOxydation des graissesSignalisation de l insuline
Utilisation d’une combinaison de calorimétrie indirecte, de thermographie infrarouge et de glycémie pour mesurer la thermogenèse du tissu adipeux brun chez l’homme
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