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Article de méthode

Génération d’organoïdes rétiniens à partir de cellules souches pluripotentes saines et spécifiques à une maladie rétinienne

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DOI :

10.3791/64509

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9 décembre 2022

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1Centre for Ocular Regeneration, Prof. Brien Holden Eye Research Centre, LV Prasad Eye Institute, 2Manipal Academy of Higher Education, 3Schepens Eye Research Institute, Massachusetts Eye and Ear, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthode efficace pour différencier les CSPhi en groupes de champs oculaires et générer des organoïdes neuro-rétiniens en utilisant des conditions de culture simplifiées impliquant à la fois des systèmes de culture adhérents et en suspension. D’autres types de cellules oculaires, telles que l’EPR et l’épithélium cornéen, peuvent également être isolés à partir de champs oculaires matures dans des cultures rétiniennes.

Résumé

Les cellules souches pluripotentes peuvent générer des organoïdes tissulaires complexes qui sont utiles pour les études de modélisation in vitro des maladies et pour le développement de thérapies régénératives. Ce protocole décrit une méthode plus simple, robuste et progressive de génération d’organoïdes rétiniens dans un système de culture hybride composé de cultures monocouches adhérentes pendant les 4 premières semaines de différenciation rétinienne jusqu’à l’émergence d’amas primordiaux (EFP) distincts et auto-organisés. De plus, les îlots neuro-rétiniens circulaires et translucides en forme de beignet dans chaque EFP sont cueillis manuellement et cultivés sous suspension à l’aide de boîtes de culture non adhérentes dans un milieu de différenciation rétinienne pendant 1 à 2 semaines pour générer des ventouses optiques 3D multicouches (OC-1M). Ces organoïdes rétiniens immatures contiennent des précurseurs rétiniens multipotents proliférants PAX6+ et ChX10+. Les cellules précurseurs sont auto-assemblées linéairement dans les organoïdes et apparaissent comme des stries radiales distinctes. 4 semaines après la culture en suspension, les progéniteurs rétiniens subissent un arrêt post-mitotique et une différenciation de la lignée pour former des organoïdes rétiniens matures (OC-2M). La lignée photoréceptrice a commis des précurseurs dans les couches les plus externes des organoïdes rétiniens. Ces cellules photoréceptrices CRX+ et RCVRN+ mûrissent morphologiquement pour afficher des extensions de type segment interne. Cette méthode peut être adoptée pour générer des organoïdes rétiniens à l’aide de cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et de cellules souches pluripotentes induites (CSPi). Toutes les étapes et procédures sont clairement expliquées et démontrées pour assurer la reproductibilité et pour des applications plus larges en science fondamentale et en recherche translationnelle.

Introduction

La rétine est un tissu sensible à la lumière présent à l’arrière de l’œil des vertébrés qui convertit les signaux lumineux en impulsions nerveuses par un phénomène biochimique connu sous le nom de voie de photo-transduction. Les impulsions nerveuses initiales générées dans les cellules photoréceptrices de la rétine sont transduites à d’autres interneurones rétiniens et cellules ganglionnaires de la rétine (RGC) et atteignent le cortex visuel du cerveau, ce qui aide à la perception de l’image et à la réponse visuelle.

Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), environ 1,5 million d’enfants sont aveugles, dont 1 million en Asie. La dystrophie rétinienne héréditaire (IRD) est une maladie cécitante majeure qui touche 1 personne sur 4 000 dans le monde 1,2,3, tandis que la prévalence de la cécité associée à la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) varie de 0,6 % à 1,1 % dans les pays en développement 4. Les IRD sont causés par des défauts génétiques héréditaires dans plus de 300 gènes différents impliqués dans le développement et la fonction rétinienne5. De tels changements génétiques entraînent la perturbation des fonctions rétiniennes normales et la dégénérescence progressive des cellules rétiniennes, à savoir les cellules photoréceptrices et l’épithélium pigmenté rétinien (EPR), entraînant ainsi une perte de vision sévère et la cécité. D’énormes progrès ont été réalisés dans d’autres conditions de mise en aveugle impliquant la cornée, le cristallin, etc. Cependant, les dystrophies rétiniennes et les atrophies du nerf optique n’ont pas de traitement éprouvé à ce jour. Étant donné qu’une rétine humaine adulte n’a pas de cellules souches6, d’autres sources telles que les cellules souches embryonnaires (CSE) et les cellules souches pluripotentes induites (CSPi) dérivées de patients peuvent fournir un approvisionnement illimité de types cellulaires souhaités et sont très prometteuses pour le développement d’organoïdes tissulaires complexes nécessaires aux études de modélisation in vitro des maladies et au développement de thérapies régénératives7, 8,9,10.

Plusieurs années de recherche rétinienne ont permis de mieux comprendre les événements moléculaires qui orchestrent le développement rétinien précoce. La plupart des protocoles de génération de cellules rétiniennes et d’organoïdes 3D à partir de CSP visent à récapituler ces événements de développement in vitro, en cultivant les cellules dans un cocktail complexe de facteurs de croissance et de petites molécules pour moduler les processus biologiques connus de manière progressive. Les organoïdes rétiniens ainsi générés sont composés de cellules rétiniennes majeures : cellules ganglionnaires de la rétine (CGR), interneurones, photorécepteurs et épithélium pigmenté rétinien (EPR)11,12,13,14,15,16,17,18,19 . Malgré des tentatives réussies de modélisation des IRD à l’aide d’organoïdes rétiniens, l’exigence du cocktail complexe de facteurs de croissance et de petites molécules lors de la différenciation et l’efficacité relativement faible de la génération d’organoïdes rétiniens posent un défi majeur avec la plupart des protocoles. Ils comprennent principalement la formation de corps embryoïdes, suivie de leur différenciation progressive en lignées rétiniennes en utilisant des conditions de culture complexes à différents stades de développement in vitro 20,21,22.

Ici, une méthode simplifiée et robuste de développement d’organoïdes neuro-rétiniens 3D complexes à partir d’un contrôle sain et de CSPh spécifiques à une maladie rétinienne est rapportée. Le protocole décrit ici utilise la différenciation directe des cultures de CSPhi quasi confluentes sans avoir besoin de formation de corps embryoïdes. En outre, la complexité du milieu de culture est simplifiée, ce qui en fait une technique rentable et reproductible qui peut être facilement adoptée par les nouveaux chercheurs. Il s’agit d’un système de culture hybride constitué de cultures monocouches adhérentes pendant les 4 premières semaines de différenciation rétinienne jusqu’à l’émergence d’amas primordiaux (EFP) distincts et auto-organisés. De plus, les îlots neuro-rétiniens circulaires de chaque EFP sont cueillis manuellement et cultivés dans des cultures en suspension pendant 1 à 2 semaines pour préparer des coupes rétiniennes 3D multicouches ou des organoïdes constitués de précurseurs neuro-rétiniens proliférants PAX6+ et CHX10+. Une culture prolongée d’organoïdes rétiniens dans un milieu contenant de la taurine de 100 μM pendant 4 semaines supplémentaires a entraîné l’émergence de précurseurs de photorécepteurs RCVRN+ et CRX+ et de cellules matures avec des extensions rudimentaires en forme de segment interne.

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Protocole

Toutes les expériences impliquant des CSPh ont été réalisées de manière aseptique, conformément aux pratiques de laboratoire standard, aux lignes directrices en matière d’éthique et de biosécurité, et avec l’approbation d’organismes de réglementation tels que le Comité d’éthique institutionnel (CEI), le Comité institutionnel pour la recherche sur les cellules souches (IC-SCR) et le Comité institutionnel de biosécurité (IBSC).

1. Préparation de la culture iPSC et du milieu de différenciation rétinienne et des réactifs

  1. Culture iPSC et support de maintenance
    1. Cultiver et maintenir la lignée hiPSCnormale 23 (hiPSC-F2-3F1) et une lignée RB1-/ - hiPSC éditée par CRISPR (LVIP15-RB1-CS3, avec délétion biallélique, décalage de trame de 10 pb dans l’exon 18 du gène RB1 humain) dans un milieu Essential 8 sur des plaques de culture recouvertes de matrigel (recouvertes de matrice membranaire base; voir le tableau des matériaux) dans des conditions de culture sans alimentation.
      REMARQUE: Ce protocole peut être rendu totalement exempt de xéno en remplaçant la matrice de membrane basale par le revêtement de vitronectine recombinante (VTN-N). Préparer le milieu Essential 8 complet en ajoutant 50x le supplément Essential 8 (fourni avec le kit Essential 8 medium; voir le tableau des matières) et 100 U/ml de solutions de pénicilline-streptomycine. Alternativement, les hiPSC peuvent également être cultivés en utilisant le milieu mTeSR1 complet.
  2. Solution de dissociation cellulaire (1x CDS)
    1. Pour une dissociation et un passage sans enzymes des CSPi humaines, préparer le CDS contenant 0,5 mM d’EDTA, pH 8,0 et 30 mM de NaCl dans 1x solution saline tamponnée au phosphate (DPBS) de Dulbecco (voir le tableau des matériaux).
    2. Pour préparer 100 mL de 1x CDS, ajouter 100 μL de 0,5M d’EDTA et 1 mL de 3 M de solutions mères de NaCl à 99 mL de 1x DPBS, bien mélanger et filtrer stériliser à l’aide d’un filtre de 0,22 μm.
  3. Milieu d’induction de différenciation (DIM)
    1. Préparer le DIM en utilisant le milieu basal DMEM-F12 complété par 10% de remplacement de sérum knockout (KOSR), 1x acide aminé non essentiel (NEAA), 2 mM de GlutaMax, 100 U/mL de pénicilline-streptomycine, 200 μM d’acide L-ascorbique et 1% de supplément de N2 (voir le tableau des matériaux).
  4. Milieu de différenciation rétinienne (RDM)
    1. Préparer le RDM en utilisant le milieu basal DMEM-F12 complété par 10% de sérum knockout (KOSR), 1x acide aminé non essentiel (NEAA), 2 mM de GlutaMax, 100 U/mL de pénicilline-streptomycine, 200 μM d’acide L-ascorbique et 2% de supplément de B27 (avec vitamine A) (voir le tableau des matériaux).
  5. Surfaces de culture cellulaire recouvertes d’une matrice extracellulaire
    1. Décongeler la matrice membranaire basale homologuée CSEh pendant une nuit dans un seau à glace, de préférence à l’intérieur d’un réfrigérateur à une température de 4 à 8 °C. Diluer le stock matriciel 100x décongelé (5 mL) dans un rapport de 1:5 en ajoutant 20 mL de milieu basal DMEM-F12 glacé et mélanger en remuant doucement pour préparer une solution mère 20x.
      1. Préparer des aliquotes de 0,5 mL sur de la glace à l’aide d’embouts de pipettes préréfrigérés et de tubes de microcentrifugation stériles. Étiquetez les flacons comme des stocks 20x et conservez-les congelés dans un congélateur à -80 °C jusqu’à 6 mois.
    2. Pour le revêtement des surfaces de culture cellulaire (boîtes de culture ou plaques à 6 puits), décongeler une partie aliquote de 20x matrice sur glace et la diluer dans un rapport de 1:20 en utilisant un milieu basal DMEM-F12 glacé pour préparer 10 ml de solution de revêtement matriciel 1x, ce qui est suffisant pour enduire une capsule de 100 mm ou une plaque à 6 puits (1,5 mL/puits).
      REMARQUE : Prérefroidir les pipettes/micropointes en aspirant du DPBS glacé et stérile avant de manipuler la solution matricielle. La décongélation et toute manipulation de la matrice doivent être effectuées sur de la glace, à l’aide de pipettes ou de micropointes pré-réfrigérées pour éviter la polymérisation et la gélification à température ambiante.
    3. Ajouter 1,5 mL de solution de revêtement matriciel 1x à chaque puits d’une plaque à 6 puits, agiter doucement la plaque pour assurer un revêtement uniforme et incuber les plaques à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 . Laisser les plaques intactes pendant au moins 1 h pour assurer un revêtement uniforme de la matrice sur les surfaces de culture.
    4. Avant d’ensemencer les cellules, aspirez la solution d’enrobage à l’aide d’une pipette stérile de 5 ml et jetez les déchets liquides. Ajouter immédiatement le milieu de culture frais (2 mL/puits d’une plaque à 6 puits) et ensemencer les cellules à une densité de 150 000 à 200 000 cellules/puits. Ne laissez pas les plaques sécher pendant la manipulation.
      REMARQUE : Alternativement, un revêtement de vitronectine recombinante (VTN-N) à une concentration finale de 0,5 μg/mL peut être utilisé pour un protocole de culture sans xéno.

2. Établir des cultures humaines de CSPi

  1. Décongélation et renaissance des CSPh
    1. Enduisez un puits d’une plaque à 6 puits avec 1x solution de matrice membranaire. Incuber à 37 °C pendant 1 h pour permettre la polymérisation et l’enrobage uniforme de la surface de culture.
    2. Après 1 h d’incubation, retirer la solution d’enrobage et ajouter 1 mL de milieu Essential 8 complet préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de la rho-kinase, Y-27632 (1 μL/mL de 10 mM de stock; voir Tableau des matériaux), avant de raviver les cellules.
    3. Retirer un stock cryovial hiPSC (1 x 106 cellules/flacon) du récipient d’azote liquide. Décongeler rapidement le cryovial dans un bain-marie à 37 °C en tourbillonnant doucement.
      REMARQUE : Ne décongelez pas complètement le flacon; Notez le numéro de passage, stérilisez le flacon en surface et essuyez-le à l’aide d’un écouvillon non pelucheux contenant 70% d’alcool isopropylique.
    4. À l’aide d’un embout de pipette stérile de 1 mL, aspirer le contenu cryovial dans un tube frais de 15 mL composé de 2 mL de milieu Essential 8 complet préchauffé sans Y-27632. Centrifuger le tube à 1 000 x g pendant 4 min à température ambiante. Jetez le surnageant.
    5. Remettez en suspension la pastille de cellule dans 1,0 mL de milieu Essential 8 complet contenant 10 μM Y-27632.
    6. Ajoutez cette suspension cellulaire sur les surfaces recouvertes de matrice sans perturber la matrice en la distribuant le long des parois. Balancez doucement la plaque dans le sens transversal pour assurer la répartition uniforme des cellules.
    7. Incuber les plaques à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 pour permettre aux cellules d’adhérer et de commencer à proliférer.
    8. Après 12-24 h, remplacer le milieu usé et maintenir les cultures dans un milieu Essential 8 complet préchauffé sans Y-27632.
    9. Changez le milieu de culture toutes les 24 heures et passez les cultures une fois qu’elles atteignent 70%-80% de confluence.
      NOTE: Un rapport fractionné de 1:6 est systématiquement suivi pour les cultures hiPSC et est passé à intervalles réguliers de 3-4 jours.
  2. Passage et placage des CSPh pour initier la différenciation de la lignée rétinienne
    1. Aspirer le milieu usé à partir de cultures iPSC humaines confluentes à 70% à 80% dans des plaques à 6 puits.
    2. Ajouter 1 mL de CDS (étape 1.2) à chaque puits et incuber à 37 °C pendant 5-7 minutes jusqu’à ce que les cellules s’arrondissent. Retirer délicatement le CDS, en prenant soin de ne pas détacher les cellules, ajouter 2 ml de milieu frais Essential 8 et triturer doucement à l’aide d’une pipette.
    3. Recueillir la suspension cellulaire d’un puits d’une plaque à 6 cellules dans un tube à centrifuger de 15 ml et faire tourner le tube à 1 000 x g pendant 4 minutes à température ambiante. Jetez le surnageant.
    4. Resuspendre la pastille de la cellule dans 1,2 mL de milieu Essential 8 et distribuer 200 μL de la cellule 200 μL de la suspension cellulaire (rapport de fractionnement 1:6) dans chaque puits d’une plaque à 6 puits revêtue de matrice contenant 1,5 mL de milieu de culture iPSC contenant 10 μM Y-27632, comme décrit à l’étape 1.5.
    5. Après 12-24 h, remplacer le milieu usé et maintenir les cultures dans un milieu Essential 8 complet préchauffé sans Y-27632.
    6. Changez le milieu de culture toutes les 24 heures jusqu’à ce que les cultures atteignent 70%-80% de confluence.

3. Différenciation des CSPh en champs oculaires et lignée rétinienne

REMARQUE : Un aperçu schématique du processus de différenciation est présenté à la figure 1.

  1. Lancer la procédure de différenciation une fois que les cultures hiPSC atteignent 70%-80% de confluence.
  2. Au jour 0, remplacer le milieu d’entretien hiPSC par DIM (étape 1.3) contenant 1 ng/mL de FGFb et 1 ng/mL de Noggin. Ajouter 2,0 mL de milieu par puits d’une plaque à 6 puits et maintenir les cellules à 37 °C dans un incubateur à 5 % de CO2 .
    NOTE: Le retrait progressif du FGFb induit la différenciation des CSP, et l’ajout de concentrations croissantes de Noggin (inhibiteur de plusieurs BMP) au cours des stades initiaux induit la différenciation de la lignée ectodermique et la neuralisation11,12 et bloque l’engagement du mésoderme et de l’endoderme. Alternativement, Noggin peut être remplacé par LDN193189. Contrairement à la stratégie d’inhibition SMAD double rapportée précédemment20,21, ce protocole ne nécessite pas l’ajout d’Activin ou de SB-431542.
  3. Le jour 1, changer le milieu usé et ajouter DIM contenant 1 ng/mL de FGFb et 10 ng/mL de Noggin. Ajouter 2,0 mL par puits d’une plaque de 6 puits. Incuber et maintenir les cellules à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 .
  4. Le jour 2-3, retirer le milieu usé et ajouter DIM contenant seulement 10 ng/mL de Noggin. Ajouter 2,0 mL par puits d’une plaque de 6 puits et changer le milieu toutes les 24 heures. Incuber et maintenir les cellules à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 .
    NOTE: Toujours préchauffer le milieu de culture à 30-37 ° C avant utilisation. Un excès de corps flottants et de cellules mortes peut être observé dans les cultures de différenciation précoce. Dans de telles conditions, laver les cultures une fois avec 1x DPBS et ajouter le milieu de différenciation rétinienne. Les tests de stérilité sur le milieu usé peuvent être effectués chaque semaine ou au besoin.
  5. Le jour 4, retirez le milieu usé et ajoutez le RDM (étape 1.4). Ajouter 2,0 mL par puits d’une plaque à 6 puits et continuer à maintenir les cultures en RDM à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 , avec un changement de milieu frais tous les jours.
    NOTE : Alternativement, les CSP peuvent être cultivées en suspension du jour 1 au jour 3, dans des plaques non adhérentes et à fond rond à 96 puits, à une densité cellulaire de 5 x 103 cellules/100 μL/puits pour former des corps embryoïdes (EB) dans des conditions de culture identiques en DIM. Les EB bien formés au jour 4 peuvent être plaqués sur des plaques recouvertes de matrice contenant RDM et sont autorisés à adhérer, prolifèrent et se différencient comme décrit ci-dessous.
  6. Vers le 14-18e jour, observer les cultures au microscope à un grossissement de 10x pour l’émergence de domaines neuronaux ressemblant à des rosettes constitués de progéniteurs précoces du champ oculaire (Figure 2B).
  7. Vers le jour 21-28 (3-4 semaines), observer les cultures au microscope à un grossissement de 4x et 10x pour observer l’émergence de PFE auto-organisés et distincts, avec un îlot central de structures neuro-rétiniennes 3D circulaires entourées d’excroissances contiguës du neuroépithélium et de l’épithélium de surface oculaire (Figure 2C,D).
    NOTE: Environ 20-30 EFP peuvent être observés par puits d’une plaque à 6 puits d’une culture normale de différenciation rétinienne hiPSC. Ce nombre peut varier avec d’autres lignées hiPSC spécifiques à la maladie, en fonction de leur bagage génétique et de leur potentiel de différenciation de la lignée rétinienne.

4. Prélèvement d’organoïdes rétiniens

  1. Traction à la flamme de pipettes Pasteur en verre pour la cueillette manuelle des tasses rétiniennes.
    REMARQUE: Utilisez des pipettes Pasteur en verre autoclavées et stériles pour la cueillette du champ oculaire.
    1. Allumez un brûleur Bunsen. Prenez une pipette Pasteur stérile et tenez la base dans une main et l’extrémité capillaire dans l’autre. Stériliser à la flamme et chauffer la région près du milieu de la pointe capillaire, avec des mouvements de rotation jusqu’à ce que le verre devienne souple. Ensuite, éloignez-vous de la flamme et tirez rapidement vers l’extérieur pour créer une pointe capillaire fine avec une lumière fermée.
    2. Tenez la pointe fine horizontalement devant la flamme et passez-la rapidement à travers la flamme dans un mouvement vers l’extérieur pour créer un crochet lisse ou une pointe capillaire en forme de L.
    3. Utilisez la zone de courbure externe lisse du crochet capillaire comme une fine cuillère pour soulever et détacher doucement les cupules neuro-rétiniennes intactes des grappes EFP.
      REMARQUE: L’angle lisse du crochet capillaire en verre ne cause pas d’endommager les cellules ni ne crée de rayures sur les surfaces de culture. Cet outil simple peut également être utilisé efficacement pour la division individuelle des colonies de hiPSC dans des modèles de grille et pour les faire passer sous forme de petits amas cellulaires pendant l’expansion clonale.
  2. Culture et entretien de cupules rétiniennes pour générer des organoïdes rétiniens 3D.
    1. Au jour 25-30, ajouter 4,0 mL de milieu de différenciation rétinienne préchauffé dans une boîte de 60 mm à faible attachement avant de préparer la récolte des coupes neuro-rétiniennes.
    2. Travaillez sous un stéréomicroscope à un grossissement de 0,63 x à 4,5 x pour observer et prélever manuellement des coupes neuro-rétiniennes bien formées parmi les PFE individuels.
      REMARQUE: L’apparition de procroissances de cellules pigmentées RPE aide à identifier facilement les EFP et les cupules neuro-rétiniennes placées au centre. Les cupules rétiniennes apparaissent comme des structures 3D circulaires et translucides en forme de beignet, avec des stries radiales claires, formées par les cellules souches rétiniennes disposées linéairement et auto-assemblées, par opposition aux amas sphériques ou irréguliers étroitement emballés et formés par les neurones du SNC ou les cellules de la crête neurale23.
    3. Utilisez les crochets de pipette Pasture tirés au feu pour pousser doucement et extraire l’îlot neuro-rétinien central dans les EFP individuels.
    4. Régler une micropipette de 1 mL pour aspirer 100 μL et utiliser des micropointes de 1 mL avec des ouvertures larges pour aspirer et transférer les gobelets rétiniens flottants dans les plats de culture frais et peu adhérents préparés à l’étape 4.2.1.
      REMARQUE: L’utilisation d’embouts avec une taille d’alésage plus petite et une pression d’aspiration plus élevée peut provoquer un cisaillement et affecter l’intégrité des ventouses rétiniennes. Les dimensions approximatives des cupules rétiniennes sont d’environ 1-2 mm de diamètre.
    5. Maintenir les cupules rétiniennes dans le RDM sous forme de cultures de suspension non adhérentes et les incuber à 37 °C dans un incubateur à 5% de CO2 .
    6. Jour 30-45: Changez le milieu tous les jours en inclinant doucement le plat et en laissant les ventouses rétiniennes se déposer pendant environ 30 s. Suivre une méthode d’alimentation partielle, en retirant la moitié des volumes de milieu épuisé et en les remplaçant par des volumes égaux de milieu frais.
      REMARQUE: Évitez les aspirations et les transferts répétés pour éviter tout dommage aux cupules rétiniennes. Après 1 à 2 semaines de culture en suspension, les cupules rétiniennes grossissent légèrement (1 à 3 mm) et se transforment en organoïdes rétiniens 3D auto-organisés (OC-1M) composés de progéniteurs neuro-rétiniens précoces disposés linéairement exprimant PAX6 et CHX10 (Figure 3Bi).
    7. Jour 45-60: Culture des organoïdes rétiniens pendant 4 semaines supplémentaires dans un RDM contenant 100 μM de taurine (voir le tableau des matériaux) pour soutenir une meilleure survie et différenciation de la lignée des progéniteurs neuro-rétiniens et le développement de type de cellules rétiniennes matures (OC-2M).
      REMARQUE: Environ 70% à 80% des cupules rétiniennes ou optiques prélevées dans les EFP restent intactes, conservent leur lamination et se développent en organoïdes rétiniens matures après 4 semaines de culture en suspension (OC-2M).
    8. Vérifier que les organoïdes rétiniens matures à 4 semaines de culture en suspension montrent l’émergence de précurseurs des photorécepteurs RCVRN+ et CRX+ et de cellules matures avec une extension rudimentaire en forme de segment interne dans les couches cellulaires les plus externes, récapitulant ainsi le développement rétinien normal et le processus de maturation in vitro (Figure 3Bii).
      REMARQUE: Après avoir retiré les cupules neuro-rétiniennes, les cultures de différenciation peuvent être maintenues en continu dans RDM. Les excroissances épithéliales proximales entourant la neuro-rétine contiennent des précurseurs de cellules épithéliales pigmentées rétiniennes (EPR), qui se dilatent et mûrissent pour former des monocouches pigmentées d’EPR avec une morphologie pavée typique (Figure 4). Les excroissances distales sont principalement constituées d’épithélium de surface oculaire qui contribue au cristallin et àl’épithélium cornéen. Les types de cellules souhaités peuvent être récoltés dans différentes zones d’excroissances EFP et enrichis davantage pour établir des cultures pures.

5. Caractérisation des organoïdes rétiniens

  1. Caractérisation morphologique et moléculaire
    1. Observez les EFP adhérents et les organoïdes rétiniens flottants au microscope à contraste de phase à un grossissement de 4x et 10x et documentez leur morphologie et leurs dimensions.
    2. Recueillir environ 20 organoïdes rétiniens à différents stades de maturation (étapes 4.2.3-4.2.6) dans des tubes microcentrifuges de 1,5 mL à l’aide d’embouts de 1 000 μL de grand alésage. Laissez les organoïdes s’installer au fond et aspirer le milieu. Lavez les tasses avec 1x PBS.
    3. Retirez l’excès de PBS et ajoutez 1,0 mL de réactif TRIzol (voir le tableau des matières). Incuber à température ambiante pendant 5 min. Homogénéiser le tissu à l’aide d’un pilon tubulaire et triturer à l’aide d’une pipette de 1,0 mL.
    4. Préparer l’ARN total en suivant la méthode standard d’isolement et de purification de l’ARN réactif, conformément aux instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux).
    5. Vérifiez la qualité de l’ARN sur le gel d’agarose et quantifiez-la à l’aide du spectrophotomètre NanoDrop (voir le tableau des matériaux).
    6. Convertir 1 à 2 μg d’ARN total en ADNc à l’aide de l’enzyme transcriptase inverse conformément aux instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux). Voir le tableau 1 pour une liste d’amorces spécifiques aux gènes.
    7. En bref, préparer le mélange maître ARN-amorce dans 10 μL de volume total comme mentionné dans le tableau 2 et incuber le tube à 65 °C pendant 5 minutes dans un cycleur thermique. Transférer le tube du thermocycleur à la glace pendant 2 min.
    8. Pendant ce temps, préparer le mélange maître 2 avec les réactifs mentionnés dans le tableau 3. Ajouter ce mélange maître au tube de mélange d’amorce à ARN préparé à l’étape 5.1.7. Mélanger délicatement.
    9. Incuber l’échantillon à 50 °C pendant 50 min, puis 85 °C pendant 5 min, puis maintenir à 4 °C pour arrêter la réaction.
    10. Utilisez l’ADNc synthétisé comme modèle dans les réactions PCR pour vérifier l’expression du progéniteur neuro-rétinien et des marqueurs cellulaires rétiniens matures.
    11. Normaliser les modèles d’ADNc totaux de chaque échantillon, à savoir F2-UD (hiPSC-F2-3F1; cellules indifférenciées), OC-1M (coupelle optique de 1 semaine en culture de suspension) et OC-2M (coupelle optique de 4 semaines en culture de suspension) par PCR semi-quantitative en utilisant les gènes ménagers tels que hE1fα ou GAPDH.
    12. Préparer le mélange maître pour la PCR semi-quantitative, comme mentionné dans le tableau 4, et placer les tubes d’échantillon d’essai pour l’amplification dans un cycleur thermique. Les conditions d’amplification de la PCR sont mentionnées dans le tableau 5.
  2. Histologie et immunohistochimie
    1. Recueillir les ventouses optiques dans un tube microcentrifuge de 2,0 ml et aspirer l’excès de milieu (étapes 4.2.3-4.2.6). Rincer les organoïdes avec 1x PBS, puis les laver et les suspendre dans 500 μL de paraformaldéhyde à 4% pour les fixer pendant la nuit à température ambiante.
    2. Le lendemain, lavez les tasses à l’eau désionisée. Laisser les tasses reposer dans de l’alcool à 95% (trois changements, 15-20 min chacun), suivis de 100% d’alcool (trois changements, 15-20 min chacun), d’un mélange 1:1 d’alcool absolu et de xylène pendant 15 min, de xylène (deux changements, 15 min chacun) et de paraffine (trois changements, 15 min chacun). Intégrez ce tissu pour préparer un bloc de paraffine en suivant les procédures standard. Laissez-le refroidir et se solidifier.
    3. Préparer des sections minces (~4-5 μm d’épaisseur) à l’aide d’un microtome et les placer sur des lames microscopiques recouvertes de silane (voir le tableau des matériaux) en suivant les procédures histologiques standard.
    4. Pour la déparaffinisation, chauffer les lames à 70 °C sur un bloc chauffant pendant 15-20 min. Une fois la cire fondue, lavez les lames avec du xylène (trois changements, 3-4 min chacun), ce qui éliminera complètement la paraffine.
      REMARQUE: L’élimination incomplète de la paraffine entraîne une coloration médiocre / inégale des sections avec une énorme quantité de bruit de fond.
    5. Réhydrater les lames en utilisant différents pourcentages d’éthanol (100%, 90% et 80%) pendant 3 minutes chacune. Rincez les lames à l’eau distillée et procédez au prélèvement de l’antigène.
    6. Avant de commencer le prélèvement de l’antigène, préchauffer le tampon de citrate (pH 6,0) dans un pot Coplin (voir le tableau des matériaux) à l’aide d’un four à micro-ondes jusqu’à ce qu’il atteigne 95-100 °C.
    7. Plongez les lames dans un tampon de citrate préchauffé et chauffez le pot pendant 15 minutes dans un four à micro-ondes. Retirez le pot Coplin du four et laissez-le refroidir à température ambiante.
    8. Bloquer les sections pour la peroxydase endogène en ajoutant un mélange 1:1 de méthanol et de peroxyde d’hydrogène pendant 5 min, puis en lavant les sections trois fois avec 1x PBS.
    9. Perméabiliser les sections en utilisant 0,5% de Triton-X 100 pendant 15 min. Lavez les lames trois fois avec 1x PBS.
    10. Bloquer la liaison non spécifique de l’anticorps primaire en incubant les sections avec 10% de sérum fœtal bovin (FBS) dans 1x PBS pendant 1 h.
    11. Incuber les coupes avec l’anticorps primaire pendant 1 h à température ambiante ou pendant une nuit à 4 °C. Lavez les lames trois fois avec 1x PBS pendant 3-5 minutes chacune pour enlever l’anticorps non lié.
    12. Ajouter l’anticorps secondaire conjugué à un colorant fluorescent approprié et incuber pendant 45 min. Lavez les lames trois fois avec 1x PBS pendant 3-5 min chacune.
      NOTE: Les anticorps et leurs dilutions respectives sont mentionnés dans le tableau des matériaux. Les coupes organoïdes rétiniennes ont été immunomarquées à l’aide de PAX6 et CHX10 pour détecter les cellules précurseurs neuro-rétiniennes précoces, et à l’aide de Recoverin et CRX pour détecter les cellules précurseurs rétiniennes et photoréceptrices engagées. De même, l’anti-PAX6 et l’anti-MITF ont été utilisés pour détecter les précurseurs de l’EPR, et l’anti-CRALBP et l’anti-RPE65 ont été utilisés pour détecter les cellules RPE matures pigmentées par immunocytochimie de cultures monocouches 2D.
    13. Contre-teindre les sections avec DAPI ou PI et montez-les sur une lame de verre à l’aide du support de montage antidécoloration (voir Tableau des matériaux).
    14. Imager et documenter les coupes immunomarquées d’organoïdes rétiniens et de cultures d’EPR à l’aide d’un microscope à balayage laser confocale ou à fluorescence pour examiner différentes couches cellulaires exprimant différents marqueurs rétiniens.

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Résultats

La différenciation des CSPh en lignées oculaires est obtenue en cultivant les cellules dans différents cocktails de milieu de culture contenant des suppléments et des facteurs de croissance par étapes séquentielles à différents moments, comme décrit à la figure 1. Les cultures hiPSC sont maintenues dans le milieu Essential 8, le milieu de maintien des cellules souches pluripotentes. Une fois qu’ils atteignent une confluence de 70 % à 80 % (Figure 2A), le milieu ...

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Discussion

Les CSPhi sont un outil puissant pour étudier le développement des organes et des tissus in vitro. Récapituler le phénotype de la maladie en différenciant les CSPh saines des CSP spécifiques à la maladie vers la lignée rétinienne peut aider à mieux comprendre la physiopathologie des différentes formes de dystrophies rétiniennes héréditaires. Plusieurs protocoles ont été décrits et adoptés pour la différenciation in vitro des CSP en types de cellules rétiniennes. La plupart d’entre eux impliquent l’utili...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs n’ont pas de conflit d’intérêts ou de divulgation financière.

Remerciements

Les auteurs remercient la Dre Chitra Kannabiran, généticienne, pour son soutien scientifique et technique; Dr Subhadra Jalali, consultant en rétine; Dr Milind Naik, chirurgien oculoplastique; et le Dr Swathi Kaliki, oncologue oculaire au LV Prasad Eye Institute, Hyderabad, vers la génération de lignées iPSC normales et spécifiques au patient. Les auteurs remercient les subventions de R&D du Science and Engineering Research Board, Department of Science and Technology (IM), (SB/SO/HS/177/2013), Department of Biotechnology (IM), (BT/PR32404/MED/30/2136/2019) et les bourses de recherche senior de l’ICMR (S.M., D.P.), UGC (T.A.) et CSIR (V.K.P.), gouvernement de l’Inde.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,22 et micro ; m Filtres à seringueTPP99722  ;
Tube à centrifuger 15 mLTPP91015
Tube à centrifuger 50 mLTPP91050
Plaques à 6 puitsTPP92006
Anti-Chx10 ; Anticorps anti-CRX monoclonalde souris Santa CruzSC365519dilution 1:50
; Lapin monoclonalAbcamab140603dilution 1:300
Anticorps anti-MiTF, Souris monoclonalAbcamab3201dilution 1:250
Anticorps anti-récupérine ; Lapin polyclonal  ;   ;   ;   ;   ;MilliporeAB5585dilution 1:300
(50x), sans sérumThermo Fisher17504044
Facteur de croissance des fibroblastes basiques (bFGF)Centrifugeuse Sigma AldrichF0291
5810REppendorf
Coplin Jar (50 mL)Tarson
Corning Matrigel hESC Matrix Corning
CryoTubesThermo FisherV7884
DMEM/F-12, supplément GlutaMAX (milieu basal)Thermo Fisher10565-018
DreamTaq DNA polyméraseThermo FisherEP0709
Dulbeco' s Phosphate salin tamponnéThermo Fisher14190144
Essential 8 kit moyenThermo FisherA1517001
Éthylène diamine tétraacétique sel disodique dihydraté (EDTA)Sigma AldrichE5134
Falcon Non traité TC Boîte de Pétri traitée, 60 mm  ;Corning351007
fœtal  ; Bovins  ; Sérum, qualifié, États-Unis  ;Gibco26140079
GelDocXR+ avec le logiciel de laboratoire d’imagesSystème de documentation BIO-RADAgarose Gel  ;
Supplément GlutaMAXThermo Fisher35050061
Chèvre anti-Souris IgG (H+L), Alexa Fluor 488InvitrogenA11001dilution 1:300
Chèvre anti-Souris IgG (H+L), Alexa Fluor 546InvitrogenA11030dilution 1:300
Chèvre anti-Lapin IgG (H+L), Alexa Fluo 546InvitrogenA11035dilution 1:300
Chèvre anti-IgG Lapin (H+L), Alexa Fluor 488InvitrogenA11008Dilution 1:300
HistoCore MULTICUTLeicaPour la coupe
KnockOut Serum ReplacementThermo Fisher10828028
L-AcsorbicSigma AldrichA92902
MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100x)Thermo Fisher11140-050
N2 supplément (100x)Thermo Fisher17502048
NanoDrop 2000Thermo FisherPour quantifier l’ARN
ParaformaldéhydeQualigènes23995
Pasteur Pipets, 9 pouces, Non Stérile, UnpluggedCorning7095D-9
Pénicilline-Streptomycine  ;Thermo Fisher15140-122
Anticorps recombinant anti-Otx2, Rabbit monoclonalAbcamab183951dilution 1:300
Anticorps recombinant anti-PAX6 ; Lapin MonoclonalAbcamab195045Dilution 1:300
Anticorps recombinant Anti-RPE65, Lapin MonoclonalAbcamab231782Dilution 1:300
Recombinant Protéine de Noggin HumaineR& D Systems6057-NG
SeaKem LE AgaroseLonza50004
Pipettes sérologiques 10 mLTPP94010
Pipettes sérologiques 5 mLTPP94005
Chlorurede sodium Sigma AldrichS7653
Citrate de sodium Tribasique dihydratéSigma AldrichS4641
Starfrost ( lames microscopiques Knittel
SuperScript III Système de synthèse premier brinThermo Fisher18080051
SuperScript III Système de synthèse premier brin pour RT-PCRInvitrogen18080051
Triton X-100Sigma AldrichT8787
TRIzol  ; RéactifInvitrogen15596026
UltraPure 0,5 M EDTA, pH 8,0Thermo Fisher15575020
VECTASHIELD Milieu de montage anti-effacement avec DAPI  ;Laboratoires VecteursH-1200  ;
VitronectineThermo FisherA27940
Y-27632 dichlorhydrate (inhibiteur de la rho-kinase)Sigma AldrichY0503
Zeiss LSM 880Microscope confocalZeiss
Supplément B-27 354277 acid

Références

  1. Dandona, R., et al. Moderate visual impairment in India: the Andhra Pradesh Eye Disease Study. British Journal of Ophthalmology. 86 (4), 373-377 (2002).
  2. Hartong, D. T., Berson, E. L., Dryja, T. P. Retinitis pigmentosa. Lancet. 368 (9549), 1795-1809 (2006).
  3. Sen, P., et al. Prevalence of retinitis pigmentosa in South Indian population aged above 40 years. Ophthalmic Epidemiology. 15 (4), 279-281 (2008).
  4. Nazimul, H., Rohit, K., Anjli, H. Trend of retinal diseases in developing countries. Expert Review of Ophthalmology. 3 (1), 43-50 (2008).
  5. RetNet - Retinal Information Network. , Available from: https://sph.uth.edu/retnet/ (2022).
  6. Cicero, S. A., et al. Cells previously identified as retinal stem cells are pigmented ciliary epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (16), 6685-6690 (2009).
  7. Guo, Y., et al. Modeling retinitis pigmentosa: retinal organoids generated from the iPSCs of a patient with the USH2A mutation show early developmental abnormalities. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 361(2019).
  8. Lane, A., et al. Modeling and rescue of RP2 Retinitis pigmentosa using iPSC-derived retinal organoids. Stem Cell Reports. 15 (1), 67-79 (2020).
  9. Li, Y. P., Deng, W. L., Jin, Z. B. Modeling retinitis pigmentosa through patient-derived retinal organoids. STAR Protocols. 2 (2), 100438(2021).
  10. Gonzalez-Cordero, A., et al. Recapitulation of human retinal development from human pluripotent stem cells generates transplantable populations of cone photoreceptors. Stem Cell Reports. 9 (3), 820-837 (2017).
  11. Meyer, J. S., et al. Optic vesicle-like structures derived from human pluripotent stem cells facilitate a customized approach to retinal disease treatment. Stem Cells. 29 (8), 1206-1218 (2011).
  12. Zhu, J., Lamba, D. A. Small molecule-based retinal differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells. Bio-Protocol. 8 (12), 2882(2018).
  13. Nakano, T., et al. Self-formation of optic cups and storable stratified neural retina from human ESCs. Cell Stem Cell. 10 (6), 771-785 (2012).
  14. Reichman, S., et al. From confluent human iPS cells to self-forming neural retina and retinal pigmented epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (23), 8518-8523 (2014).
  15. Zhong, X., et al. Generation of three-dimensional retinal tissue with functional photoreceptors from human iPSCs. Nature Communications. 5, 4047(2014).
  16. Wahlin, K. J., et al. Photoreceptor outer segment-like structures in long-term 3D retinas from human pluripotent stem cells. Scientific Reports. 7 (1), 766(2017).
  17. Capowski, E. E., et al. Reproducibility and staging of 3D human retinal organoids across multiple pluripotent stem cell lines. Development. 146 (1), (2019).
  18. Chichagova, V., et al. Differentiation of retinal organoids from human pluripotent stem cells. Current Protocols in Stem Cell Biology. 50 (1), 95(2019).
  19. Kelley, R. A., Chen, H. Y., Swaroop, A., Li, T. Accelerated development of rod photoreceptors in retinal organoids derived from human pluripotent stem cells by supplementation with 9-cis retinal. STAR Protocols. 1 (1), 100033(2020).
  20. Zhou, S., et al. Differentiation of human embryonic stem cells into cone photoreceptors through simultaneous inhibition of BMP, TGFbeta and Wnt signaling. Development. 142 (19), 3294-3306 (2015).
  21. Chambers, S. M., et al. Highly efficient neural conversion of human ES and iPS cells by dual inhibition of SMAD signaling. Nature Biotechnology. 27 (3), 275-280 (2009).
  22. Mellough, C. B., et al. IGF-1 signaling plays an important role in the formation of three-dimensional laminated neural retina and other ocular structures from human embryonic stem cells. Stem Cells. 33 (8), 2416-2430 (2015).
  23. Susaimanickam, P. J., et al. Generating minicorneal organoids from human induced pluripotent stem cells. Development. 144 (13), 2338-2351 (2017).

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