La chromatine est une structure dynamique et fluide maintenue par des interactions protéine-ADN ainsi que par des interactions protéine-protéine. Les protéines histones et non histones sont impliquées dans le maintien de la structure de la chromatine. Comment ces interactions sont-elles médiées et comment la structure de la chromatine change-t-elle au cours des processus qui impliquent l’ADN comme substrat ?
De nombreuses techniques ont été développées pour faire la lumière sur la dynamique protéine-ADN ainsi que sur les interactions protéine-protéine. Il s’agit à la fois de techniques biophysiques telles que la spectroscopie CD et de méthodes biochimiques telles que la chromatographie par filtration sur gel. Cette collection met en évidence quelques-unes de ces techniques qui peuvent être utilisées pour explorer la dynamique de l’architecture de la chromatine.
L’intégrité de l’ADN peut être analysée par cytométrie en flux (FACS), et Ling et al.1 adaptent cette méthode pour détecter les défauts fonctionnels des spermatozoïdes humains. La physiologie des spermatozoïdes peut être évaluée à l’aide de biomarqueurs tels que les dommages à l’ADN, le potentiel de membrane mitochondriale et l’apoptose des spermatozoïdes. Ling et al. montrent que FACS peut être facilement adapté pour surveiller chacun de ces paramètres afin d’évaluer la physiologie des spermatozoïdes, démontrant ainsi que la technique est une boîte à outils pratique et fiable pour le diagnostic de l’infertilité masculine.
La spectroscopie CD est probablement l’une des méthodes les plus simples pour étudier la conformation des protéines et de l’ADN. Chaque conformateur d’ADN a un motif de bande signature. Le changement dans le modèle de bande peut être corrélé avec le changement dans la conformation de l’ADN et, ainsi, le changement dans l’architecture de l’ADN peut être surveillé en présence de protéines en interaction à l’aide d’un spectrophotomètre CD. Arya et al.2 utilisent cette technique pour étudier le changement de l’ADN induit par l’interaction avec la protéine de remodelage de la chromatine dépendante de l’ATP, SMARCAL1, en l’absence et en présence d’ATP. Ils montrent que les altérations de la structure de l’ADN peuvent être corrélées à l’activité transcriptionnelle de la protéine.
La chromatographie d’exclusion stérique et les tests pull-down sont couramment utilisés pour surveiller les interactions protéine-protéine. L’assemblage des nucléosomes est facilité par des chaperons d’histones qui se lient aux histones. Bobde et al.3 décrivent des méthodes et des tests qui peuvent être utilisés pour identifier si une fonction protéique donnée est un chaperon d’histones ou non.
Comment étudions-nous les mécanismes d’assemblage des nucléosomes en temps réel ? Des techniques d’imagerie à molécule unique telles que le rideau d’ADN ont été développées pour visualiser le processus d’assemblage en temps réel. Le rideau d’ADN est une technique hybride qui combine la fluidité lipidique, la microfluidique et la microscopie à réflexion interne totale pour imager l’interaction protéine-ADN en temps réel. Kang et al.4 décrivent le rideau d’ADN comme une technique permettant d’étudier le mécanisme sous-jacent à l’assemblage du chaperon d’histones, Abo1, à partir de S. pombe. Les techniques décrites permettent d’examiner la dynamique de la chromatine, qui joue un rôle important à la fois dans la stabilité génomique et la régulation épigénétique des processus impliquant le matériel génétique.
L’immunoprécipitation chromatinienne traditionnelle (ChIP) nécessite des anticorps spécifiques contre la protéine d’intérêt. Souvent, les anticorps ne sont pas assez spécifiques, ce qui conduit à des résultats faussement positifs, en particulier lors de l’exploration des sites de liaison des facteurs de transcription. De plus, les anticorps ne sont pas toujours disponibles pour les protéines dans tous les organismes.Candida albicans est l’un de ces organismes pour lesquels des anticorps ne sont pas disponibles. La méthode Cut and Run contourne ces limites en fusionnant la MNase au facteur de transcription d’intérêt. Qasim et al.5 décrivent l’utilisation de cette méthode pour déterminer les sites de liaison des facteurs de transcription chez C. albicans.
Les méthodes décrites dans cette collection donnent un aperçu des techniques à la disposition des chercheurs. Toutes ces méthodes sont polyvalentes et facilement adaptables pour répondre aux questions que se posent les chercheurs.