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Article de méthode

Reconstitution de la cytoarchitecture et de la fonction des tissus épithéliaux humains sur une puce organique à sommet ouvert

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DOI :

10.3791/64633

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17 février 2023

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1Merk Sharp & Dohme LLC, 2Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, 3Center for Stem Cell and Organoid Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center

Dans cet article

Résumé

Le présent protocole décrit les capacités et les modalités de culture essentielles de l’Open-Top Organ-Chip pour l’établissement et la maturation réussis de cultures d’organes sur puce de pleine épaisseur de tissus primaires (peau, alvéole, voies respiratoires et intestin), offrant la possibilité d’étudier différents aspects fonctionnels de l’interface épithéliale/mésenchymateuse et vasculaire humaine in vitro.

Résumé

Presque tous les organes humains sont tapissés de tissus épithéliaux, comprenant une ou plusieurs couches de cellules étroitement connectées organisées en structures tridimensionnelles (3D). L’une des principales fonctions de l’épithélium est la formation de barrières qui protègent les tissus sous-jacents contre les agressions physiques et chimiques et les agents infectieux. En outre, l’épithélium intervient dans le transport des nutriments, des hormones et d’autres molécules de signalisation, créant souvent des gradients biochimiques qui guident le positionnement et la compartimentation des cellules dans l’organe. En raison de leur rôle central dans la détermination de la structure et de la fonction des organes, les épithéliums sont des cibles thérapeutiques importantes pour de nombreuses maladies humaines qui ne sont pas toujours capturées par les modèles animaux. Outre les différences évidentes d’une espèce à l’autre, la réalisation d’études de recherche sur la fonction barrière et les propriétés de transport de l’épithélium chez les animaux est encore aggravée par la difficulté d’accéder à ces tissus dans un système vivant. Bien que les cultures de cellules humaines bidimensionnelles (2D) soient utiles pour répondre à des questions scientifiques fondamentales, elles donnent souvent de mauvaises prédictions in vivo . Pour surmonter ces limitations, au cours de la dernière décennie, une pléthore de plates-formes biomimétiques micro-modifiées, connues sous le nom d’organes sur puce, ont émergé comme une alternative prometteuse aux tests in vitro et animaux traditionnels. Ici, nous décrivons une puce d’organe à sommet ouvert (ou puce à toit ouvert), une plate-forme conçue pour modéliser les tissus épithéliaux spécifiques aux organes, y compris la peau, les poumons et les intestins. Cette puce offre de nouvelles possibilités de reconstituer l’architecture multicellulaire et la fonction des tissus épithéliaux, y compris la capacité de recréer un composant stromal 3D en incorporant des fibroblastes et des cellules endothéliales spécifiques aux tissus dans un système mécaniquement actif. Cette puce Open-Top fournit un outil sans précédent pour étudier les interactions épithéliales/mésenchymateuses et vasculaires à plusieurs échelles de résolution, des cellules individuelles aux constructions tissulaires multicouches, permettant ainsi la dissection moléculaire de la diaphonie intercellulaire des organes épithélialisés dans la santé et la maladie.

Introduction

Historiquement, les scientifiques se sont appuyés sur des tests précliniques sur des animaux pour la découverte de médicaments, mais un nombre croissant de ces méthodes ont été remises en question en raison d’une faible corrélation avec les résultats humains1. La mise en œuvre des principes des « 3R » pour remplacer, réduire et affiner l’expérimentation animale incite les scientifiques à trouver de nouvelles méthodes alternatives in vitro pour soutenir l’évaluation préclinique des risques toxicologiques et chimiques2. Cependant, de nombreux modèles in vitro développés à ce jour n’ont pas l’architecture biologique, la complexité cellulaire et l’environnement mécanique nécessaires pour récapituler la nature dynamique des organes vivants humains 3,4.

Les systèmes précliniques in vitro conventionnels utilisent généralement des monocultures 2D de cellules humaines cultivées sur une surface en plastique rigide. Ces méthodes fournissent un outil pour mener des études mécanistiques simples et permettent un dépistage rapide des candidats médicaments. En raison de leur coût relativement faible et de leur grande robustesse, les modèles 2D sont souvent associés à des systèmes automatiques à haut débit et utilisés pour l’identification rapide de candidats médicaments potentiels au début du processus de développement de médicaments 5,6. Cependant, de tels modèles 2D ne fournissent pas d’approche translationnelle pour modéliser les réponses tissulaires, organiques ou systémiques aux candidats thérapeutiques, ce qui est nécessaire pour prédire avec précision l’innocuité et l’efficacité des médicaments au cours de la phase préclinique de leur développement. Les cultures de cellules plates ne récapitulent pas le microenvironnement tissulaire natif, y compris l’interaction multicellulaire complexe, les propriétés biomécaniques et l’architecture tridimensionnelle (3D) des tissus humains7. Les cellules qui se développent sur une surface plane n’acquièrent souvent pas de phénotype mature et, par conséquent, ne peuvent pas répondre aux stimuli pharmacologiques comme elles le feraient dans le tissu natif. Par exemple, les cellules épithéliales alvéolaires humaines primaires cultivées in vitro présentent un phénotype épidermoïde et perdent des marqueurs phénotypiques clés, y compris les protéines surfactantes C et B (SP-C et SP-B)8. En plus d’une différenciation insuffisante, les cellules primaires deviennent souvent insensibles aux facteurs de stress biologiques in vitro, car certaines voies biochimiques associées à l’inflammation tissulaire deviennent non fonctionnelles9. Une telle perte de fonction cellulaire semble être principalement associée à l’utilisation de substrats rigides ainsi qu’à l’absence de facteurs solubles naturellement libérés par les cellules stromales spécifiques aux tissus telles que les fibroblastes pulmonaires et les cellules musculaires lisses10,11.

Comprendre que l’absence de complexité chimio-physique et biologique limite le comportement physiologique des cellules in vitro a favorisé le développement de modèles multicellulaires plus sophistiqués, qui se sont avérés mieux saisir la complexité des tissus humains à l’extérieur du corps12,13. Depuis la création des premiers modèles de co-culture au début des années1970 14, l’introduction d’hydrogels synthétiques et naturels a considérablement amélioré la capacité d’imiter les microenvironnements tissulaires natifs et est devenue un outil inestimable pour stimuler la différenciation cellulaire, guider l’auto-organisation des cellules dans des structures tissulaires et restaurer les fonctions tissulaires natives15,16. Par exemple, lorsqu’elles sont cultivées dans l’échafaudage 3D approprié, les cellules humaines peuvent s’auto-organiser en structures fonctionnelles telles que des sphéroïdes ou des organoïdes, exprimant des marqueurs de cellules souches, et sont capables de s’auto-renouveler17. En revanche, les cellules humaines (y compris les cellules souches), lorsqu’elles sont cultivées sur des substrats 2D traditionnels, vieillissent rapidement et subissent une sénescence après quelques passages18. En outre, les hydrogels peuvent être « adaptés » pour correspondre à des propriétés tissulaires spécifiques telles que la porosité, la taille des pores, l’épaisseur des fibres, la viscoélasticité, la topographie et la rigidité, ou modifiés avec des composants cellulaires dérivés de tissus et/ou des molécules bioactives permettant l’émulation des conditions physiologiques ou pathologiques19,20. Malgré leur énorme potentiel pour les tests de médicaments, les modèles 3D à base d’hydrogel utilisés dans la recherche pharmaceutique ne récapitulent pas complètement la cytoarchitecture complexe des tissus in vivo et manquent de stimuli hémodynamiques et mécaniques importants normalement présents dans le corps humain, y compris la pression hydrostatique, l’étirement cyclique et le cisaillement des fluides21.

Les systèmes microphysiologiques (MPS) tels que les organes sur puce (OOC) sont récemment apparus comme des outils capables de capturer des réponses physiologiques complexes in vitro22,23. Ces modèles utilisent souvent l’utilisation de plates-formes microfluidiques, qui permettent de modéliser le microenvironnement dynamique des organes vivants.

Nous avons combiné les principes de la bio-ingénierie tissulaire 3D et de la mécanobiologie pour créer un modèle de puce à toit ouvert de tissu épithélial humain complexe. Cela nous a permis de récapituler de près le microenvironnement multicellulaire et dynamique des tissus épithéliaux. Cela inclut les indices biochimiques et biomécaniques spécifiques aux tissus naturellement présents dans les organes vivants, mais souvent négligés par les modèles in vitro traditionnels24. L’Open-Top Chip comprend deux compartiments : un compartiment vasculaire (Figure 1A) et un compartiment stromal (Figure 1B) séparés par une membrane poreuse, permettant la diffusion des nutriments entre les deux chambres (Figure 1C). Le compartiment vasculaire est exposé à un écoulement continu de fluide pour récapituler le stress physiologique de cisaillement, tandis que la conception extensible de la chambre stromale permet de modéliser la contrainte mécanique associée aux mouvements respiratoires ou au péristaltisme intestinal. Le compartiment stromal abrite l’échafaudage d’hydrogel 3D accordable conçu pour soutenir la croissance physiologique des fibroblastes spécifiques aux tissus. Il possède un couvercle amovible qui facilite l’établissement d’une interface air-liquide, une condition qui permet une plus grande émulation de la physiologie humaine des tissus muqueux ainsi qu’un accès direct au tissu pour administrer des médicaments directement sur la couche épithéliale. La figure supplémentaire 1 présente certains des éléments clés de la conception de la puce à toit ouvert, y compris les dimensions et les compartiments biologiques (figure supplémentaire 1A-D), ainsi que les principales étapes techniques décrites dans le présent protocole (figure supplémentaire 1E).

La perfusion de la puce Open-Top est réalisée à l’aide d’une pompe péristaltique programmable (Figure 1D). La configuration de la pompe péristaltique permet de perfuser simultanément 12 puces à toit ouvert. La plupart des incubateurs peuvent héberger deux configurations permettant la culture de jusqu’à 24 puces par incubateur. L’étirement mécanique est réalisé à l’aide d’un régulateur de pression à vide programmable sur mesure (Figure 1E). Il se compose d’un régulateur de vide électropneumatique contrôlé électroniquement par un convertisseur numérique-analogique. En d’autres termes, le régulateur de vide électropneumatique génère un profil de vide sinusoïdal avec une amplitude et une fréquence déterminées par l’utilisateur. Une déformation cyclique allant de 0% à 15% est générée en appliquant une pression négative au canal de vide de la puce Open-Top à une amplitude allant de 0 à -90 kPa et une fréquence de 0,2 Hz. Il s’agit d’un système sur mesure équivalent à l’unité de contrainte Flexcell disponible dans le commerce précédemment adoptée et décrite dans d’autres documents25. Pour imiter la déformation mécanique des tissus associée, par exemple, au mouvement respiratoire du poumon ou au péristaltisme de l’intestin, l’actionneur pneumatique applique des ondes sinusoïdales de vide/déformation dont l’amplitude et l’amplitude peuvent être ajustées pour correspondre au niveau physiologique de déformation et à la fréquence que les cellules humaines subissent dans leur tissu natif.

Ici, nous décrivons une méthode efficace et reproductible pour l’ingénierie et la culture d’équivalents d’épithélium organotypiques sur un prototype de plate-forme Open-Top Chip. Il permet la génération de modèles d’organes complexes tels que la peau, l’alvéole, les voies respiratoires et le côlon tout en intégrant un écoulement de fluide vasculaire et des étirements mécaniques. Nous décrirons les aspects techniques clés qui doivent être pris en compte lors de la mise en œuvre des principes de l’ingénierie tissulaire pour générer des modèles épithéliaux complexes. Nous discuterons des avantages et des limites possibles de la conception actuelle.

Un aperçu des principales étapes utilisées pour atteindre la maturation des tissus et des organes, y compris les paramètres d’écoulement et d’étirement, est présenté dans : Figure 2 pour la peau, Figure 3 pour l’alvéole, Figure 4 pour les voies respiratoires et Figure 5 pour l’intestin. Des informations supplémentaires concernant la composition des milieux et les réactifs utilisés pour la culture des différents modèles d’organes sont incluses dans les tableaux supplémentaires (tableau supplémentaire 1 pour la peau; Tableau supplémentaire 2 pour l’alvéole; Tableau supplémentaire 3 pour les voies respiratoires et Tableau supplémentaire 4 pour l’intestin).

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Protocole

Les colonoïdes humains ont été obtenus à partir de résections intestinales conformément aux directives du Comité institutionnel de biosécurité de l’hôpital pour enfants de Cincinnati (IBC 2017-2011).

1. Activation de Surface

  1. Préparation du tampon d’activation
    1. Placer les réactifs tampons de réticulation et de solvant sous l’enceinte de biosécurité (ESB) et les laisser s’équilibrer à température ambiante (RT) pendant 10 minutes avant utilisation.
    2. Reconstituer 5 mg de réticulant dans 5 mL du tampon solvant à l’aide d’un contenant stérile imperméable à la lumière ou d’un tube conique transparent de 15 ml enveloppé dans une feuille d’aluminium pour protéger la solution de réticulation de l’exposition directe à la lumière.
    3. Vortex la solution pendant 1 min pour éliminer tous les touffes, puis pipeter 50 μL de la solution de réticulation directement dans le canal inférieur de la puce et 150 μL dans la chambre ouverte.
    4. Retirez tout excès de solution de réticulation de la surface de la puce à l’aide d’un aspirateur. Ensuite, pipeter 50 μL supplémentaires de la solution de réticulation directement dans le canal inférieur de la puce et 150 μL dans la chambre à dessus ouvert pour éliminer toute bulle d’air restante.
  2. Activation avec machine de réticulation UV
    1. Retirez délicatement le couvercle de la puce sous l’ESB et conservez-le dans un récipient stérile.
    2. Transférer les copeaux contenant la solution de réticulation dans une boîte de Pétri, fermer la boîte de Petri pour éviter toute contamination et placer la boîte avec les copeaux sous la réticulation UV.
      REMARQUE: Retirez le couvercle de la boîte de Petri pour maximiser l’exposition aux UV.
    3. Réglez la machine de réticulation UV avec une longueur d’onde maximale de 365 nm à une intensité de 100 μJ/cm2 et allumez la lumière UV pendant 20 min.
      REMARQUE: Après 20 min de traitement UV, la solution de réticulation aura l’air plus foncée (brune).
    4. Ramener les copeaux sous l’ESB et aspirer la solution de réticulation oxydée. Ensuite, rincez tous les copeaux trois fois avec le tampon solvant et laissez sécher les copeaux sous l’ESB pendant 5 à 10 minutes pour terminer la fonctionnalisation chimique de la surface du polydiméthylsiloxane (PDMS).

2. Préparation de l’équivalent stroma

  1. Préparation du tampon de reconstruction 10x (100 mL)
    1. Dissoudre 2,2 g de bicarbonate de sodium dans 75 mL de NaOH 0,067 M dans de l’eau bidistillée.
    2. Ajouter 4,76 g d’HEPES et porter le volume à 100 mL en utilisant de l’eau bidistillée.
    3. Filtrer stérile la solution sous l’ESB à l’aide d’un filtre stérile jetable à dessus de bouteille avec une membrane de 0,22 μm.
      REMARQUE: La solution est stable pendant environ 6 mois lorsqu’elle est stockée à 4 ° C.
  2. Estimation du volume de la solution de prégel
    1. Multipliez le nombre de copeaux nécessaires à l’expérience par 150 μL (volume intérieur de la chambre centrale ouverte) pour estimer la quantité de solution de prégel requise pour l’expérience :
      Volume nécessaire = (Nombre de puces x 150) μL
    2. Préparer la solution de prégel de collagène sur glace en mélangeant : 1 volume de 10x EMEM contenant les cellules au choix, 1 volume de tampon de reconstruction 10x (voir étape 2.1), 8 volumes de solution de collagène I (10 mg/mL) et 1 μL de solution 1 N NaOH pour chaque mg de collagène I.
      NOTE: Il est recommandé de préparer un volume supplémentaire de +15% pour tenir compte des erreurs expérimentales; L’exemple décrit à la section 2.2 fournit une procédure détaillée étape par étape pour préparer suffisamment de solution de prégel pour 12 copeaux et un volume supplémentaire de 15%.
  3. Préparation de la solution de pré-gel pour l’équivalent stroma (pour 12 copeaux)
    1. Apportez les solutions suivantes sous le BSC sur la glace : 10x EMEM; 10x Tampon de reconstruction (voir étape 2.1); Solution de collagène I (10 mg/mL); et solution stérile de NaOH 1 N.
    2. Cultivez des cellules mésenchymateuses spécifiques aux tissus selon les directives des fournisseurs jusqu’à ce que 80% à 90% confluentes, puis dissociez les cellules à l’aide de trypsine ou d’autres méthodes recommandées par le fournisseur de cellules. Recueillir les cellules dans une pastille par centrifugation à 250 x g pendant 5 min à 24 °C.
    3. Remettez en suspension la pastille de la cellule dans 225 μL d’EMEM 10x glacé et ajoutez 225 μL de tampon de reconstruction 10x glacé (voir étape 2.1). Mélanger la solution en pipetant doucement de haut en bas, puis ajouter 1 800 μL de solution de collagène I glacée.
    4. Pipeter de haut en bas 5-6 fois, en évitant les bulles pour mélanger la solution de prégel sur la glace.
  4. Incorporation de l’équivalent stroma sur puce (pour 12 puces)
    1. Neutraliser la solution de prégel avec 18 μL de NaOH 1 N. Mélanger doucement en pipetant de haut en bas 5-6 fois, puis pipeter 150 μL d’hydrogel chargé de cellules dans la chambre centrale de la puce Open-Top en évitant les bulles.
      REMARQUE : Si un micropatronage est nécessaire, veuillez passer à l’étape suivante (section 3).
    2. Regroupez les copeaux dans des boîtes de Petri distinctes, y compris un bouchon de tube de centrifugation rempli de 2 ml de ddH 2 O stérile dans chaque boîte de Pétri, et incuber la ou les boîtes de Petri dans l’incubateur à 37 °C, 5% CO2.
      REMARQUE: Après 90 min, l’hydrogel chargé de cellules sera complètement polymérisé.

3. Micropatterning de surface (facultatif)

  1. Effectuer un micromodelage de surface de l’hydrogel stromal après avoir pipeté l’hydrogel de collagène neutralisé (encore à l’état liquide) à l’aide de tampons imprimés en 3D.
    REMARQUE: Les timbres imprimés en 3D peuvent être obtenus dans divers modèles personnalisables, comme décrit précédemment ailleurs24.
  2. Pipeter 20 μL de la solution de pré-gel de collagène I neutralisée sur la surface à motifs d’un tampon stérile imprimé en 3D et insérer le tampon à l’intérieur (sur le dessus) de la chambre ouverte pendant que l’hydrogel stromal est encore sous forme liquide.
  3. Enlevez tout résidu d’hydrogel qui pourrait se répandre du haut de la chambre ouverte à l’aide d’un aspirateur (ou d’une pipette). Regroupez toutes les copeaux dans des boîtes de Petri distinctes et incluez un bouchon de tube conique centrifuge de 15 ml rempli de 2 ml de ddH2O stérile dans chaque boîte de Poutri.
  4. Incuber toutes les boîtes de Petri à 37 °C, 5 % de CO2 pendant 90 min, puis ramener les copeaux sous l’ESB et retirer délicatement les tampons à l’aide d’une pince à épiler de précision pour réduire le risque d’endommager l’hydrogel.

4. Recouvrir la surface épithéliale et vasculaire de protéines ECM spécifiques aux tissus

  1. Recouvrir la chambre microfluidique vasculaire de protéines de matrice extracellulaire
    1. Multipliez le nombre de puces nécessaires à l’expérience par 20 μL (volume du canal vasculaire) pour estimer le volume de solution de revêtement ECM vasculaire requis pour l’expérience :
      Volume nécessaire = (Nombre de puces x 20) μL
      REMARQUE : Il est recommandé de préparer un volume supplémentaire de 15 % pour tenir compte des erreurs expérimentales.
    2. Préparez la solution de revêtement ECM vasculaire pour toutes les puces (par exemple, 300 μL pour 12 puces) en utilisant du PBS ou du HBSS glacé.
      NOTA : Reportez-vous au tableau spécifique du protocole d’organe dans la section des matériaux supplémentaires (Tableau supplémentaire 1 pour la peau; Tableau supplémentaire 2 pour l’alvéole; Tableau supplémentaire 2 pour les voies respiratoires et Tableau supplémentaire 4 pour l’intestin) pour identifier les réactifs spécifiques et la composition ECM recommandée.
    3. Pipeter 20 μL de solution de revêtement ECM vasculaire dans le canal vasculaire de chaque puce.
  2. Recouvrir la surface apicale de l’équivalent stromal de protéines de matrice extracellulaire
    1. Multipliez le nombre de puces nécessaires à l’expérience par 50 μL (volume du canal vasculaire) pour estimer le volume de solution de revêtement ECM épithéliale nécessaire à l’expérience :
      Volume nécessaire = (Nombre de puces x 50) μL
      REMARQUE: il est recommandé de préparer un volume supplémentaire de 15% pour tenir compte des erreurs expérimentales.
    2. Préparez suffisamment de solution de revêtement ECM pour toutes les puces (par exemple, 750 μL par 12 puces) dans du PBS ou du HBSS glacé et transférez 50 μL de solution de revêtement ECM épithéliale directement sur la surface de l’hydrogel.
      NOTA : Reportez-vous au tableau spécifique du protocole d’organe dans la section des matériaux supplémentaires (Tableau supplémentaire 1 pour la peau; Tableau supplémentaire 2 pour l’alvéole; Tableau supplémentaire 2 pour les voies respiratoires et Tableau supplémentaire 4 pour l’intestin) pour identifier les réactifs spécifiques et la composition ECM recommandée.
    3. Regroupez les copeaux dans des boîtes de Petri distinctes, y compris un capuchon de tube conique centrifuge de 15 ml rempli de 2 ml de ddH 2 O stérile dans chaque boîte de Pétri, et incuber la ou les boîtes de Petri dans l’incubateur à 37 °C, 5% de CO 2 pendant2h avant de procéder à l’ensemencement des cellules épithéliales.

5. Ensemencement des cellules épithéliales sur l’équivalent stromal

  1. Culture de cellules épithéliales
    1. Culture de cellules épithéliales spécifiques aux tissus selon les directives des fournisseurs jusqu’à 80% à 90% confluents.
    2. Dissocier les cellules en utilisant des procédures enzymatiques protéolytiques recommandées par le fournisseur de cellules.
      REMARQUE: Pour de meilleurs résultats, récoltez les cellules épithéliales à faible passage (P1-P2) pendant la phase de croissance active lorsqu’elles atteignent entre 70% et 90% de confluence.
    3. Une fois dissociées, centrifuger les cellules et les recueillir sous forme de pastille.
    4. Remettez les cellules épithéliales en suspension à la densité de cellules/fragments appropriée indiquée dans le tableau du protocole spécifique des organes.
      REMARQUE : Dans cette étude, une solution cellulaire a été utilisée à une densité de 3 x 10 6 cellules/mL pour la peau, 1 x 10 6 cellules/mL pour l’alvéole, 6 x 10 6 cellules/mL pour les voies respiratoires et 8 x 10 6 fragments/mL pour l’intestin.
  2. Ensemencement des cellules épithéliales
    1. Transférer les puces de l’incubateur dans l’ESB. Aspirer la solution d’enrobage du canal vasculaire et rincer le canal microfluidique vasculaire trois fois avec 50 μL de milieu de culture de cellules endothéliales fraîches.
    2. Aspirer la solution d’enrobage de la surface de l’hydrogel et rincer la surface stromale trois fois avec 100 μL de milieu de culture cellulaire épithéliale frais pour éliminer tout excès de solution de revêtement.
    3. Aspirer le milieu ascendant et ensemencer la surface de l’hydrogel avec 50 μL de la suspension de cellules épithéliales en utilisant la densité cellulaire appropriée, comme indiqué dans les tableaux supplémentaires, puis transférer les copeaux dans l’incubateur pendant 2 h (ou toute la nuit pour les colonoïdes).
    4. Rincez doucement la surface de l’hydrogel avec le milieu de culture cellulaire deux fois pour éliminer les débris cellulaires. Enfin, rafraîchissez le milieu en l’autoclavant dans des récipients autoclavables scellés et connectez les copeaux à la pompe péristaltique.

6. Connexion des puces au flux

  1. Préparation des pièces fluidiques
    1. Couper 2 pouces de tube de transfert en élastomère thermoplastique (TPE) à base de polypropylène biocompatible (Table des matériaux) pour préparer le tube microfluidique court nécessaire pour connecter les copeaux aux réservoirs de support.
    2. Coupez 7,5 pouces de tube de transfert TPE biocompatible pour produire le long tube microfluidique.
    3. Préparez suffisamment de connecteurs métalliques 18 G et 19 G (Tableau des matériaux).
      NOTE: Il est recommandé de préparer et de stériliser les tubes et les connecteurs décrits aux étapes 6.1.1 et 6.1.2 au moins 1 jour avant de connecter les copeaux à toit ouvert aux pompes péristaltiques.
    4. Percez le couvercle de chaque réservoir moyen avec une aiguille hypodermique de 4 pouces (Tableau des matériaux).
  2. Dégazage moyen
    1. Laisser le milieu de culture cellulaire s’équilibrer à température ambiante (RT).
    2. Transférer le volume de milieu nécessaire dans un tube filtrant conique.
    3. Appliquer une pression de vide négative de -20 PSI pour dégazer le fluide (filtration sous vide).
      REMARQUE: Si un vide n’est pas disponible, le milieu de culture cellulaire peut être laissé à équilibrer dans l’incubateur pendant la nuit pour obtenir des résultats similaires.
  3. Préparez la puce à toit ouvert pour l’écoulement du fluide
    1. Amener les copeaux et les pièces fluidiques stériles sous l’ESB et aligner le couvercle (partie supérieure) de la puce à toit ouvert pour sceller le prototype de puce à toit ouvert avant de commencer l’écoulement du fluide.
    2. Pipeter 200 μL du milieu de culture cellulaire dégazé (voir les tableaux spécifiques aux organes) dans l’orifice d’entrée des canaux supérieur et inférieur de la puce tout en veillant à éviter les bulles.
    3. Pipeter 300 μL du milieu de culture dans le tube microfluidique court pour amorcer la surface interne des tubes et connecter le tube court aux entrées des canaux supérieur et inférieur de la puce.
  4. Connecter et amorcer les surfaces microfluidiques
    1. Placez les réservoirs de milieu dans le rack de la ferme, connectez l’aiguille hypodermique à l’entrée inférieure des copeaux et, enfin, accueillez tous les copeaux dans le ou les supports de logement à l’intérieur de l’incubateur.
    2. Connectez les puces à la pompe péristaltique, puis inspectez tous les connecteurs pour vous assurer que toutes les puces sont correctement connectées et qu’il n’y a pas de fuite visible du milieu de culture cellulaire.
    3. Utilisez le bouton Purger de la pompe et maintenez-la enfoncée pendant environ 15 s ou jusqu’à ce que les gouttelettes du milieu de culture cellulaire apparaissent à l’extrémité du tube de sortie.
    4. Utilisez le système de commande de la pompe pour régler le débit approprié des puces d’organe (Figure 2, Figure 3, Figure 4 et Figure 5).

7. Maintenance des puces

  1. Maintenance des puces d’organes
    1. Préparer le milieu de culture de cellules fraîches pour l’épithélium et/ou l’endothélium et effectuer les étapes de dégazage (comme décrit précédemment à l’étape 6.2).
    2. Mettez la pompe péristaltique en pause, débranchez soigneusement les copeaux de la pompe et extrayez le(s) support(s) du boîtier de copeaux. Transférer les copeaux de l’incubateur à l’ESB et retirer le volume de fluide restant dans les réservoirs.
    3. Remplacez le milieu de culture cellulaire dans les réservoirs d’entrée supérieur et inférieur par 5 mL de milieu de culture cellulaire frais et replacez le ou les supports de boîtier de copeaux dans l’incubateur. Connectez les copeaux à la pompe péristaltique et redémarrez le flux.
      REMARQUE: Il est recommandé d’utiliser la fonction Purge pour rafraîchir rapidement le milieu dans le compartiment vasculaire et réduire le risque de bulles d’air.
    4. Répétez les étapes 7.1.1 à 7.1.3 tous les deux jours, conformément à la figure 2, à la figure 3, à la figure 4 et à la figure 5.
  2. Mise en place d’une interface air-liquide (ALI)
    1. Mettez la pompe péristaltique en pause, débranchez soigneusement les copeaux de la pompe et extrayez le(s) support(s) du boîtier de copeaux. Transférez les copeaux de l’incubateur à l’armoire de biosécurité et retirez le volume de milieu restant dans le réservoir supérieur.
    2. Aspirez doucement tout le fluide du canal microfluidique supérieur et serrez le tube microfluidique court connecté aux entrées supérieures à l’aide de clips liants pour réduire l’évaporation du média et le maintien de l’ALI.
    3. Replacez la puce à toit ouvert sur le(s) support(s) de boîtier dans l’incubateur et reconnectez les puces à la pompe péristaltique.
      REMARQUE: Il est recommandé d’utiliser la fonction Purge pour rafraîchir rapidement le milieu dans le compartiment vasculaire et réduire le risque de bulles d’air.
    4. Reprenez l’écoulement en démarrant la pompe péristaltique.
  3. Étirement (facultatif)
    1. Mettez la pompe péristaltique en pause et connectez les orifices de vide des puces au module de vide à l’aide de deux longs tubes microfluidiques par puce.
    2. Utilisez le module de vide pour ajuster le réglage d’étirement à l’état recommandé pour chaque organe tel que spécifié dans les tableaux du protocole d’organes: Tableau supplémentaire 1 pour la peau; Tableau supplémentaire 2 pour l’alvéole; Tableau supplémentaire 2 pour les voies respiratoires; et le tableau supplémentaire 4 pour l’intestin.
    3. Inspectez visuellement les raccords du tube pour vous assurer que tous les copeaux sont correctement connectés et qu’il n’y a pas de gouttelettes visibles de fluide qui coule.
    4. Reprenez l’écoulement en démarrant la pompe péristaltique.

8. Ensemencement des cellules endothéliales dans le compartiment vasculaire

  1. Préparer les cellules et les puces pour l’ensemencement des cellules vasculaires
    1. Culture des cellules endothéliales spécifiques aux tissus selon les directives des fournisseurs jusqu’à ce que 80% à 90% confluent. Dissocier les cellules à l’aide d’une procédure enzymatique protéolytique (recommandée par le fournisseur) et, enfin, remettre les cellules endothéliales en suspension dans une solution de 3 x 106 cellules/mL.
      REMARQUE: Pour de meilleurs résultats, récoltez les cellules endothéliales à faible passage (P2-P4) pendant la phase de croissance active lorsqu’elles atteignent entre 70% et 90% de confluence.
    2. Mettez la pompe péristaltique en pause. Transférez les copeaux de l’incubateur à l’ESB, débranchez-les des réservoirs de média et de tout tube connecté, puis regroupez les copeaux dans des boîtes de Petri distinctes.
    3. Rafraîchir le milieu de culture cellulaire du compartiment épithélial avec un milieu de culture de cellules épithéliales fraîches. Rincer le canal vasculaire avec un milieu de culture de cellules d’endothélium frais deux fois, puis aspirer le milieu du compartiment vasculaire.
  2. Ensemencement des cellules endothéliales
    1. Ensemencer le canal inférieur (vasculaire) avec 25 μL de suspension de cellules endothéliales (3 x 106 cellules/mL), retourner les copeaux à l’envers pour permettre aux cellules endothéliales de se fixer à la surface supérieure de la chambre microfluidique.
      REMARQUE : Ajouter 50 μL de la suspension cellulaire par puce (600 μL par 12 puces).
    2. Regroupez les chips dans des boîtes de Pétri. Remettez-les dans l’incubateur à 37 °C, 5% de CO2, et laissez les cellules endothéliales se fixer pendant 1 h.
    3. Après 1 h, transférer les copeaux de l’incubateur à l’ESB. Rincer le canal vasculaire avec le milieu de culture de cellules endothéliales deux fois pour éliminer les débris cellulaires.
    4. Répétez les étapes 8.2.1-8.2.2 pour ensemencer à nouveau le canal vasculaire avec des cellules endothéliales et poser les copeaux à plat pour faciliter l’adhésion des cellules endothéliales à la surface inférieure du canal vasculaire.
  3. Reconnectez la puce à l’écoulement
    1. Remplir le réservoir du milieu vasculaire avec le milieu de culture cellulaire vasculaire dégazé sous l’ESB.
    2. Replacez les copeaux à l’intérieur du ou des supports de boîtier de puces et reconnectez les copeaux aux réservoirs de milieu à une extrémité à la pompe péristaltique à l’autre extrémité.
      REMARQUE: Il est recommandé d’utiliser la fonction Purge pour rafraîchir rapidement le milieu dans le compartiment vasculaire et réduire le risque de bulles d’air.
    3. Inspectez visuellement les connexions microfluidiques pour vous assurer que toutes les puces sont correctement connectées et qu’il n’y a pas de gouttelettes visibles de goutte moyenne. Ensuite, reprenez l’écoulement du fluide en démarrant la pompe péristaltique.

9. Tests d’évaluation communs

  1. Déconnecter les puces pour les tests des points de terminaison
    1. Mettez la pompe péristaltique en pause, débranchez soigneusement les copeaux de la pompe et extrayez le(s) support(s) du boîtier de copeaux. Transférez le(s) support(s) de boîtier de puces de l’incubateur à l’ESB et libérez les copeaux.
    2. Lavez doucement la chambre centrale de la puce Open-Top avec le milieu de culture de cellules épithéliales et le canal vasculaire avec le milieu de culture endothélium deux fois pour éliminer tout débris cellulaire.
    3. Retirez le couvercle de la puce Open-Top pour accéder au compartiment apical de la puce à l’aide d’une pince à épiler.
  2. Immunomarquage pour la microscopie à fluorescence
    1. Procéder à la fixation, à la perméabilisation et au blocage conventionnels des échantillons.
      NOTE: Dans cette étude, les échantillons ont été fixés dans 200 μL de paraformaldéhyde (PFA) à 4% pendant 1 h, suivis d’un rinçage au PBS, d’une perméabilisation dans du Triton X-100 à 0,1% pendant 40 min et d’un blocage dans 1% d’albumine sérique bovine pendant 1 h.
    2. Incuber les puces avec des anticorps primaires (Table of Materials) à 4 °C pendant une nuit. puis laver deux fois les compartiments épithéliaux et endothéliaux des puces avec 200 μL de PBS. Ensuite, continuez avec les anticorps secondaires appropriés pendant 2 h.
      REMARQUE: Diluer les anticorps primaires et les anticorps secondaires dans PBS + 1% BSA à une dilution de 1:100 (anticorps primaire) et 1:200 (anticorps secondaire).
  3. Immunohistochimie
    1. Extraire les équivalents stromaux de la chambre principale de la puce Open-Top à l’aide d’une pince à épiler, les recueillir dans un tube de 1,5 ml rempli de formol tamponné neutre à 10% et incuber pendant au moins 24 heures.
    2. Transférez l’équivalent stromal fixe au processeur de tissu et suivez les étapes ci-dessous pour obtenir une déshydratation optimale de l’échantillon.
      1. Immerger l’hydrogel dans de l’éthanol à 70% pendant 90 min.
      2. Retirer l’éthanol à 70% et immerger l’hydrogel dans de l’éthanol à 80% pendant 90 min.
      3. Retirer l’éthanol à 80% et plonger l’hydrogel dans de l’éthanol à 95% pendant 90 min.
      4. Retirer l’éthanol à 95% et immerger l’hydrogel dans de l’éthanol à 100% pendant 90 min deux fois.
      5. Retirer l’éthanol à 100% et immerger l’hydrogel dans une solution de xylène pendant 120 min deux fois.
      6. Retirer la solution de xylène et infiltrer deux fois les équivalents stromaux traités dans de la cire de paraffine pendant 120 min (~2 h).
    3. Intégrez les équivalents stromaux infiltrés dans les blocs de paraffine sectionnants.
    4. À ce stade, les équivalents stromaux peuvent être sectionnés en blocs de paraffine à l’aide d’un microtome et traités selon les techniques histologiques conventionnelles26.

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Résultats

Microstructuration de surface
La microstructure de la matrice extracellulaire (ECM) peut être utilisée pour reproduire la configuration spatiale de l’interface de la crypte intestinale. La configuration de la puce Open-Top peut être modifiée pour intégrer des timbres à micromotifs spécialement conçus pour imiter la topographie naturelle de l’interface épithélium-stroma colique (Figure 6A,B) et des cryptes intestinales à l’échelle micrométrique (Figure 6C-E

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Discussion

La puce Open-Top représente une plate-forme habilitante pour étudier l’interaction cellulaire complexe qui se produit entre l’endothélium, le stroma et l’épithélium dans un microenvironnement contrôlé, en temps réel. Cette technologie offre des avantages essentiels par rapport aux cultures organotypiques et organoïdes conventionnelles, tels que l’intégration de signaux physiques et biochimiques pertinents pour reconstituer le microenvironnement tissulaire humain, y compris le cisaillement fluidique (écoulement), l’étirem...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent les intérêts financiers / relations personnelles suivants, qui peuvent être considérés comme des intérêts concurrents potentiels: Varone Antonio est un ancien employé d’Emulate Inc. et peut détenir une participation dans Emulate.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10x EMEM  ;Lonza12-684FMoyen ; Stroma
Aiguille de calibre 18MicroGroup316H18RWTube en acier inoxydable 316 soudé, 18RW Full Hard  ;
Aiguille de calibre 19MicroGroup316H19RWTube en acier inoxydable 316 soudé, 19RW Full Hard
2-Stop PharMed BPT  ;Cole-Palmer  ;EW-95723-12Tube, 0,25 mm, 12/paquet
70 % d’éthanol et lingettes  ;  ;-  ;  ;-  ;Pour la stérilisation de surface  ;
Sel sodique monophosphate cyclique 8-bromoadénosine 3&prime ;,5&prime ;(8-Br-cAMP)SigmaB7880Supplément moyen  ;
A-83-01  ;Tocris  ;2939
AdénineSigmaA9795
DMEM/F12 avancé  ;Cellules
Lifeline Cell TechnologyFC-0016
Feuille d’aluminium  ;  ;-  ;  ;-  ;  ;-
Cellules alvéolairesProduits biologiques cellulairesH6621
Anti-ABCA3  ;   ;ABCAM  ;AB24751  ;Anticorps monoclonal de souris [3C9]  ;
Anti-Aquaporine5 Alexa Fluor 647  ;ABCAM  ;AB215225°C25 ;   ;Anticorps monoclonal de lapin [EPR3747]  ;   ;
Anti-Aquaporine5  ;ABCAM  ;AB92320  ;Anticorps monoclonal de lapin [EPR3747]  ;
Tubuline anti-bêta IV  ;   ;ABCAM  ;AB11315  ;Anticorps monoclonal de souris [ONS.1A6]  ;
Anti-CD31 (PECAM-1)  ;ABCAM  ;AB9498  ;Anticorps monoclonal de souris [JC/70A]  ;   ;
Anti-CK5  ;   ;ABCAM  ;AB75869°Lapin recombinant monoclonal [AY1E6]  ;
Anti-cytokératine 10  ;   ;ThermoFisher  ;MA5-13705  ;Anticorps monoclonal de souris (DE-K10)  ;
Anti-cytokératine 14  ;   ;ABCAM  ;AB7800°Anticorps monoclonal de souris
Anti-E-Cadhérine  ;   ;ABCAM  ;AB1416  ;   ;Anticorps monoclonal de souris
Anti-Filaggrine  ;   ;ThermoFisher  ;PA5-79267  ;Anticorps polyclonal de lapin   ;
Anti-HTI-56  ;Terrasse Biotech  ;TB-29AHT1-56  ;   ;Anticorps monoclonaux de souris (IgG1)  ;
Anti-HTII-280  ;Terrasse Biotech  ;TB-27AHT2-280  ;Anticorps monoclonaux (IgM) de souris  ;
Anti-Involucrine  ;   ;ThermoFisher  ;MA5-11803  ;Anticorps monoclonal de souris (SY5)  ;
Anti-Isoformes TA p63-&alpha ;, -&beta ;, -&gamma ;   ;   ;Biolengend  ;618902  ;Anticorps polyclonal de lapin   ;
Anti-Ki67  ;   ;ABCAM  ;AB8191  ;Anticorps monoclonal de souris [B126.1]  ;
Anti-LAMP3  ;   ;ABCAM  ;AB111090  ;Anticorps polyclonal de lapin
SP-B anti-mature  ;Sept collines  ;WRAB-48604  ;Anticorps polyclonal de lapin
Anti-MUC5AC  ;   ;ThermoFisher  ;PA5-34612  ;Anticorps polyclonal de lapin   ;
Anti-Mucine-2  ;SantaCruz Biotechnologysc-7314Anticorps monoclonal de souris (IgG1)  ;
Anti-p63  ;   ;Dako  ;GA662  ;Anticorps monoclonal de souris protéine p63 (Dako Omnis)  ; Cloner DAK-p63  ;
Anti-PCNA  ;   ;ThermoFisher  ;PA5-32541  ;Anticorps polyclonal de lapin   ;
Anti-podoplanine (AT-1&alpha ;)  ;   ;ABCAM  ;AB128994  ;Anticorps polyclonal de lapin
Anti-Pro + Tensioactif Mature Protéine B  ;ABCAM  ;AB40876  ;Anticorps polyclonal de lapin
Anti-tensioactif C  ;   ;   ;Sept collines  ;   ;WRAB-9337  ;   ;Anticorps polyclonal de lapin
Anti-utéroglobine/SCGB1A1  ;Hycult Biotech  ;HM2178  ;Anticorps monoclonal de souris [AY1E6]  ;
Anti-cadhérine VE  ;   ;ABCAM  ;AB33168  ;Anticorps polyclonal de lapin   ;
Anti-ZO-1  ;   ;ThermoFisher  ;33-9100  ;Anticorps monoclonal de souris [1A12]  ;
Acide ascorbiqueSigmaA4544
Pipettes d’aspiration  ;Corning / Falcon  ;357558  ;2 ml, polystyrène, emballé individuellement
Embouts d’aspiration  ;  ;-  ;  ;-  ;Stérile (autoclave)  ;
B27Thermo17504044
Blocker BSA (10X) en solution PBS  ;   ;ThermoFisher  ;37525  ;Agent bloquant  ;
Chlorure de calciumSigmaC7902
CHIR 99021Tocris4423
Collagène IAdvanced Biomatrix513310 mg/mL (Stroma)
Collagène I  ;Advanced BioMatrix50053 mg/mL (ECM vasculaire)
Collagène IVSigma  ; C5533
Collagène-IVSigma  ;C5533-5MG  ;Collagène du placenta humain, 5 mg en poudre, se reconstitue à 1 mg/mL  ;
Fibroblastes du côlon  ;Produits biologiques cellulaires  ; H6231
Cellules endothéliales microvasculaires du côlon Produits biologiques cellulairesH6203²
Tubes coniques  ;   ;  ;-  ;  ;-  ;15 mL et 50 mL  ; en polypropylène, stérile
Réticulant (ER-1)  ;Émuler  ;104615 mg en poudre  ;
DAPI (dilactate de 4',6-diamidino-2-phénylindole)  ;   ;ThermoFisher  ;D3571  ;Sonde ADN  ;
Fibroblastes dermiquesATCCPCS-201-010
Cellules endothéliales microvasculaires dermiquesATCCCRL-3243
DexaméthasoneSigmaD4902
DMEMThermoFisher11054020
DMEM/F-12  ;GIBCO  ;
DMEM/F-12, GlutaMAX  ;   ;GIBCO  ;10565-018  ;Milieu de base pour milieu ALI  ;
Âne Anti-Souris IgG H& L (Alexa Fluor 488)  ;   ;ABCAM  ;AB150105  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse   ;
Âne Anti-Souris IgG H& L (Alexa Fluor 568)  ;   ;ABCAM  ;AB175472  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse
Âne Anti-Souris IgG H& L (Alexa Fluor 647)  ;   ;ABCAM  ;AB150107  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse
Âne Anti-Lapin IgG H& L (Alexa Fluor 488)  ;   ;ABCAM  ;  ; AB150073  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse
Âne Anti-Lapin IgG H& L (Alexa Fluor 568)  ;   ;ABCAM  ;AB175470  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse
Âne Anti-Lapin IgG H& L (Alexa Fluor 647)  ;   ;ABCAM  ;AB150075  ;Anticorps secondaire Donkey Anti-Mouse
Dulbecco' s PBS (DPBS-/-) (sans Ca2+, Mg2+)  ;Corning  ;21-031-CV  ;1x  ;
Facteur de croissance épidermique (EGF) humain, recombinant dans E. coliPromoCellC-60170Medium supplément  ;
F-12 Ham' sInvitrogen  ;21700-108Pour la MEC vasculaire
FibriCol  ;BioMatrice avancée  ;5133-20ML  ;Solution de collagène I (10 mg/mL)
FibronectineCorning356008
Fibronectine humaine, naturelle,   ;Corning  ;47743-654  ;fibronectine plasmatique humaine  ;
Pince à épiler de précision à pointe fine  ;Aven18056États-Unis  ;Pince à épiler de précision en acier inoxydable Technik Style 5B-SA
GlutamaxInvitrogen  ;21700-108
Glutamax  ;Invitrogen  ;
Chèvre Anti-Souris IgG H& L (Alexa Fluor 594)  ;   ;ABCAM  ;AB150080  ;Anticorps secondaire anti-souris de chèvre  ;   ;
Chèvre Anti-Souris IgG H& L (Alexa Fluor 647)  ;   ;ABCAM  ;AB150115  ;Anticorps secondaire anti-souris de chèvre  ;   ;
Chèvre Anti-Souris IgG H& L (FITC)  ;   ;ABCAM  ;AB6785  ;Anticorps secondaire anti-souris de chèvre  ;   ;
Chèvre Anti-souris IgG1 Alexa Fluor 568  ;   ;ThermoFisher  ;A-21124  ;Anticorps secondaire IgG1 anti-souris de chèvre  ;
Chèvre Anti-souris IgM Alexa Fluor 488  ;   ;ThermoFisher  ;A-21042  ;Anticorps IgM IgM anti-souris de chèvre
Aspirateur à main  ;Corning  ;4930  ;  ;-  ;
Sérum HyClone FetalClone II inactivé par la chaleur (FCS)  ;GE Healthcare Life SciencesHémocytomètre SH30066.03
  ;-  ;  ;-  ;-  ;
Sel d’héparine sodique de la muqueuse intestinale porcineSigmaH3149
HEPESThermo15630080
Humain [Leu15] - Gastrin  ;SigmaG9145
Colonoïdes humainsObtenu à partir de résectionsObtenu à partir de résections cliniques
Protéine recombinante EGF humaine  ;Facteur
Thermo  ;
sérum HyClone FetalClone II (États-Unis)GE Healthcare  ;SH30066.02HI  ;   ;FBS stérile  ; inactivé par la chaleur  ;
Hydrocortisone 21-hemisuccinate sel sodiqueSigmaH4881
Hydrocortisone  ;PromoCell  ;   ;C-64420  ;Supplément moyen  ;   ;
Seau à glace  ;  ;-  ;  ;-  ;  ;-  ;
Ismatec IPC-N°C ;Cole-PalmerEW-78000-41Pompe péristaltique numérique à basse vitesse ; q24 canaux (1 pour 12 puces)
ITESBioWhittaker17-839Z
Facteur de croissance des kératinocytes (KGF), également connu sous le nom de facteur de croissance des fibroblastes de base 7 (FGF-7), humain, recombinant dans HEKPromoCellC-63821
KératinocytesATCCPCS-200-010
Laminine  ;BiolaminaCT521-0501  ;
Laminine, 521 CTG (CT521)  ;Biolamina  ;   ;CT521-0501  ;laminine recombinante humaine 521  ;   ;   ;   ;
biologiques de cellulesde fibroblastes pulmonairesH6013
cellules vitalesfibroblastesFC-0049
Cellules endothéliales microvasculaires pulmonairesLonzaCC-2527
Cellules musculaires lisses pulmonairesTechnologie de cellules LifelineFC-0046
Compteur manuel  ;  ;-  ;  ;-  ;  ;-
Tube de transfert Masterflex (TPE)  ;Cole-PalmerFV-96880-02PharMed BPT, 1/32 » ID x 5/32 » OD
Medium 199, sans rouge de phénolThermo  ;
Tube de microcentrifugation  ;  ;-  ;   ;  ;-  ;   ;1,5 ml, stérile
Microscope (avec caméra)  ;-  ;  ;-  ;Pour l’imagerie en fond clair  ;
N2Sigma17502001
N-acétyl cystéineSigmaA5099
Noggin (milieu conditionné HEK293T)SigmaN17001
Sérum de chèvre normal  ;   ;ThermoFisher  ;50062Z  ;Solution de blocage  ;   ;
O-phosphosryléthanolamine  ;SigmaP0503
Paraformaldéhyde (4 % en poids/vol)  ;   ;EMS  ;15710  ;Agent fixant  ;
Pénicilline StreptomycineGIBCO15140122
Pénicilline-streptomycine  ;Sigma  ;P4333  ;10 000 U/mL ; 10 mg/mL
Pointes de pipette   ;  ;-  ;  ;-  ;P20, P200 et P1000 Pipette stérile à faible adhérence
  ;Gilson  ;  ; F167380  ;P20, P200 et P1000
Remplacement du sérum PluriQ (ou alternativement remplacement du sérum KO)AMSBIO (OU Thermo)N/A (ou C1910828010)
Lames de microscope revêtues de poly-L-Lysine  ;   ;Sigma  ;P0425  ;Diapositives en verre  ;
PrimocinInvivoGenant-pm-1
ProgestéroneSigmaP8783
ProLong Gold  ;   ;ThermoFisher  ;P36931  ;Montage anti-décoloration avec DAPI  ;
Acide rétinoïque  ;SigmaR2625
inhibiteur de ROCK (Y27632)TocrisTB1254-GMP/10
R-spondin (milieu conditionné HEK293T)SigmaSCC111
SAGM SingleQuots suppléments  ;LonzaCC-4124
SAGMTM Croissance des cellules épithéliales des petites voies respiratoires moyen BulletKitTM  ;Lonza  ;CC-4124  ;Suppléments moyens  ;
SB2001190  ;Tocris  ;1264/10
Pipettes sérologiques  ;  ;-  ;  ;-  ;2 mL, 5 mL, 10 mL et 25 mL à faible teneur en endotoxine, stériles.
Milieu de croissance des cellules épithéliales des petites voies respiratoires (SAGM)Lonza  ;CC-4124  ;
Tampon de solvant (ER-2)  ;Émuler  ;10462Bouteille de 25 mL
Steriflip-HV  ;MilliporeSE1M003M00Tube conique filtrant stérile
Sterilin 100 mm Boîtes de Pétri carréesThermo103Stérile, 1 pour 6 puces  ;
Fioles T25  ;  ;-  ;  ;-  ;  ;-
Fioles T75  ;  ;-  ;  ;-  ;  ;-  ;
Tri-iodothyronineSigmaT5516
Triton X-100 (0,3 % (vol/vol)  ;   ;Sigma  ;T8787  ;Agent de perméabilisation  ;
Trypan bleu  ;Sigma  ;93595  ;solution à 0,4 %  ;
La solution TrypEE  ;Sigma  ;12604013Solution de détachement de cellules  ;
TWEEN-20  ;Sigma  ;P2287  ;Agent de perméabilisation  ;
Four à lumière UV (fréquence de crête 365 nm, intensité de 100 & micro ; J/cm2)VWR21474-598UVP, UV longue portée, 365 nm 60Hz Modèle CL-1000L
Configuration sous vide  ;  ;-  ;  ;-  ;Pression minimale : -70 kPa  ;
Facteur de croissance de l’endothélium vasculaire 165 (VEGF-165) humain, recombinant chez E. coliPromoCellC-64420
VEGF-165  ;   ;PromoCell  ;   ;C-64420  ;Supplément moyen  ;
Facteur de Von Willebrand FITC conjugué  ;   ;ABCAM  ;AB8822° ;Anticorps polyclonal de mouton
Bain-marie (ou perles)  ;  ;-  ;  ;-  ;Réglé sur 37 ° ; C  ;
Wnt3A (milieu conditionné L-Wnt3A)ATCCCRL-2647
épithéliales des voies respiratoires Thermo 12634010 1132008235050061 cliniques de croissance épithéliale humain thermo PHG0311L PHG0311Produits Technologie de de pulmonaires 11043023

Références

  1. Van Norman, G. A. Limitations of animal studies for predicting toxicity in clinical trials: Is it time to rethink our current approach. JACC: Basic to Translational Science. 4 (7), 845-854 (2019).
  2. Wange, R. L., Brown, P. C., Davis-Bruno, K. L. Implementation of the principles of the 3Rs of animal testing at CDER: Past, present and future. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 123, 104953(2021).
  3. Mosig, A. S. Organ-on-chip models: New opportunities for biomedical research. Future Science OA. 3 (2), (2017).
  4. Alépée, N., et al. State-of-the-art of 3D cultures (organs-on-a-chip) in safety testing and pathophysiology. Altex. 31 (4), 441-477 (2014).
  5. MacArron, R., et al. Impact of high-throughput screening in biomedical research. Nature Reviews Drug Discovery. 10 (3), 188-195 (2011).
  6. Hughes, J. P., Rees, S. S., Kalindjian, S. B., Philpott, K. L. Principles of early drug discovery. British Journal of Pharmacology. 162 (6), 1239-1249 (2011).
  7. Kitaeva, K. V., Rutland, C. S., Rizvanov, A. A., Solovyeva, V. V. Cell culture based in vitro test systems for anticancer drug screening. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 322(2020).
  8. Mao, P., et al. Human alveolar epithelial type II cells in primary culture. Physiological Reports. 3 (2), 12288(2015).
  9. Zaitseva, M., Vollenhoven, B. J., Rogers, P. A. W. In vitro culture significantly alters gene expression profiles and reduces differences between myometrial and fibroid smooth muscle cells. Molecular Human Reproduction. 12 (3), 187-207 (2006).
  10. Singh, A., Brito, I., Lammerding, J. Beyond tissue stiffness and bioadhesivity: Advanced biomaterials to model tumor microenvironments and drug resistance. Trends in Cancer. 4 (4), 281-291 (2018).
  11. Nawroth, J. C., et al. Stem cell-based Lung-on-Chips: The best of both worlds. Advanced Drug Delivery Reviews. 140, 12-32 (2019).
  12. Jensen, C., Teng, Y. Is it time to start transitioning from 2d to 3d cell culture. Frontiers in Molecular Biosciences. 7, 33(2020).
  13. Kapałczyńska, M., et al. 2D and 3D cell cultures - a comparison of different types of cancer cell cultures. Archives of Medical Science. 14 (4), 910-919 (2018).
  14. Sutherland, R. M., Inch, W. R., McCredie, J. A., Kruuv, J. A multi-component radiation survival curve using an in vitro tumour model. International Journal of Radiation Biology. 18 (5), 491-495 (1970).
  15. Chandra, P., Lee, S. J. Synthetic extracellular microenvironment for modulating stem cell behaviors. Biomarker Insights. 10, 105-116 (2015).
  16. Nicolas, J., et al. 3D extracellular matrix mimics: Fundamental concepts and role of materials chemistry to influence stem cell fate. Biomacromolecules. 21 (6), 1968-1994 (2020).
  17. Brassard, J. A., Lutolf, M. P. Engineering stem cell self-organization to build better organoids. Cell Stem Cell. 24 (6), 860-876 (2019).
  18. Lutolf, M. P., Gilbert, P. M., Blau, H. M. Designing materials to direct stem-cell fate. Nature. 462 (7272), 433-441 (2009).
  19. Mantha, S., et al. Smart hydrogels in tissue engineering and regenerative medicine. Materials. 12 (20), 3323(2019).
  20. Langhans, S. A. Three-dimensional in vitro cell culture models in drug discovery and drug repositioning. Frontiers in Pharmacology. 9, 6(2018).
  21. Li, H., et al. Biomechanical cues as master regulators of hematopoietic stem cell fate. Cellular and Molecular Life Sciences. 78 (16), 5881-5902 (2021).
  22. Donoghue, L., Nguyen, K. T., Graham, C., Sethu, P. Tissue chips and microphysiological systems for disease modeling and drug testing. Micromachines. 12 (2), 139(2021).
  23. Ma, C., Peng, Y., Li, H., Chen, W. Organ-on-a-chip: A new paradigm for drug development. Trends in Pharmacological Sciences. 42 (2), 119-133 (2021).
  24. Varone, A., et al. A novel organ-chip system emulates three-dimensional architecture of the human epithelia and the mechanical forces acting on it. Biomaterials. 275, 120957(2021).
  25. Hassell, B. A., et al. Human organ chip models recapitulate orthotopic lung cancer growth, therapeutic responses, and tumor dormancy in vitro. Cell Reports. 21 (2), 508-516 (2017).
  26. Sadeghipour, A., Babaheidarian, P. Making formalin-fixed, paraffin embedded blocks. Biobanking. 1897, 253-268 (2019).
  27. Grant, J., et al. Simulating drug concentrations in PDMS microfluidic organ chips. Lab on a Chip. 21 (18), 3509-3519 (2021).
  28. Barrile, R., et al. Organ-on-chip recapitulates thrombosis Induced by an anti-CD154 monoclonal antibody: Translational potential of advanced microengineered systems. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 104 (6), 1240-1248 (2018).
  29. Jain, A., et al. Primary human lung alveolus-on-a-chip model of intravascular thrombosis for assessment of therapeutics. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 103 (2), 332-340 (2018).
  30. Campbell, S. B., Wu, Q., Yazbeck, J., Liu, C., Okhovatian, S., Radisic, M. Beyond polydimethylsiloxane: Alternative materials for fabrication of organ-on-a-chip devices and microphysiological systems. ACS Biomaterials Science and Engineering. 7 (7), 2880-2899 (2021).
  31. Pun, S., Haney, L. C., Barrile, R. Modelling human physiology on-chip: Historical perspectives and future directions. Micromachines. 12 (10), 1250(2021).

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