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Article de méthode

Dépistage des spermatozoïdes pour l’isolement rapide des modifications de la lignée germinale chez le poisson zèbre

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DOI :

10.3791/64686

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10 février 2023

 ,  , 
1Department of Molecular Biosciences, The University of Texas at Austin, 2Department of Nutritional Sciences, The University of Texas at Austin

Dans cet article

Résumé

Les technologies CRISPR-Cas ont révolutionné le domaine de l’édition du génome. Cependant, trouver et isoler la modification souhaitée de la lignée germinale reste un goulot d’étranglement majeur. Par conséquent, ce protocole décrit une méthode robuste pour dépister rapidement les spermatozoïdes de poisson-zèbre injectés par F0 CRISPR pour les modifications de la lignée germinale en utilisant des techniques standard de PCR, de digestion de restriction et d’électrophorèse sur gel.

Résumé

L’avènement des technologies de nucléase CRISPR-Cas ciblées a révolutionné la capacité d’effectuer une édition précise du génome dans les systèmes modèles établis et émergents. Les systèmes d’édition du génome CRISPR-Cas utilisent un ARN guide synthétique (sgRNA) pour cibler une endonucléase associée à CRISPR (Cas) sur des loci d’ADN génomique spécifiques, où l’endonucléase Cas génère une cassure double brin. La réparation des cassures double brin par des mécanismes intrinsèques sujets aux erreurs conduit à des insertions et/ou des délétions, perturbant le locus. Alternativement, l’inclusion de donneurs d’ADN double brin ou d’oligonucléotides d’ADN simple brin dans ce processus peut susciter l’inclusion de modifications précises du génome allant des polymorphismes mononucléotidiques aux petites étiquettes immunologiques ou même aux grandes constructions de protéines fluorescentes. Cependant, un goulot d’étranglement majeur dans cette procédure peut être de trouver et d’isoler la modification souhaitée dans la lignée germinale. Ce protocole décrit une méthode robuste pour le dépistage et l’isolement des mutations germinales à des loci spécifiques chez Danio rerio (poisson zèbre); Cependant, ces principes peuvent être adaptables dans n’importe quel modèle où la collecte de sperme in vivo est possible.

Introduction

Le système CRISPR (Clustered Regular Interspaced Short Palindromic Repeats)/Cas est un outil puissant pour effectuer une mutagénèse spécifique aux loci et une édition précise du génome dans le système modèle Danio rerio (poisson zèbre) 1,2,3,4. La Cas-ribonucléoprotéine (RNP) est composée de deux composants principaux : une endonucléase Cas (communément Cas9 ou Cas12a) et un ARN guide synthétique spécifique au locus (ARNs)5. Ensemble, le Cas-RNP génère une rupture double brin (DSB) dans le locus désiré qui peut être réparée par l’un des deux mécanismes de réparation intrinsèques. Le mécanisme de réparation de l’assemblage d’extrémité non homologue (NHEJ) est sujet aux erreurs et entraîne souvent diverses insertions ou suppressions (indels) autour de l’ORD. Ces indels peuvent être délétères s’ils introduisent une mutation de décalage de trame ou un arrêt prématuré dans la séquence protéique résultante. Alternativement, le mécanisme de réparation dirigée par homologie (HDR) utilise un modèle de donneur avec des régions d’homologie entourant le site DSB pour réparer les dommages. Les chercheurs peuvent tirer parti du système HDR pour générer des modifications génomiques précises. Plus précisément, ils peuvent co-injecter une construction de donneur d’ADN double brin qui contient les modifications souhaitées ainsi que les régions d’homologie flanquant le site DSB dans le génome. L’économie d’échelle accrue pour ces composants CRISPR produits commercialement a considérablement réduit les obstacles au dépistage de plusieurs loci et à la mise en place d’efforts à plus grande échelle pour une édition précise du génome. Cependant, dans les modèles animaux à reproduction sexuée, un goulot d’étranglement majeur est l’identification et l’isolement des animaux mutants stables à la lignée germinale.

Le système modèle du poisson zèbre présente plusieurs qualités clés qui améliorent son utilisation dans les études génétiques inverses. Ils sont faciles à élever en grand nombre avec un équipement de base pour les logements aquatiques, et les femelles présentent une fécondité élevée toute l’année6. De plus, leur ponte externe et leur fécondation les rendent propices à la micro-injection de composants CRISPR/Cas. Le Cas-RNP est couramment injecté dans des embryons de poisson-zèbre au stade unicellulaire pour générer des DSB / réparation qui sont, en théorie, hérités par toutes les cellules filles. Cependant, les génomes diploïdes nécessitent deux événements DSB/réparation pour mutagène les deux chromosomes homologues. De plus, bien que le Cas-RNP soit injecté au stade monocellulaire, le DSB/réparation peut ne pas se produire avant des points ultérieurs du développement. Ensemble, ces facteurs contribuent à la nature mosaïque des poissons injectés de F0. Une pratique courante consiste à croiser les poissons injectés par F0 et à dépister la descendance F1 pour détecter les indels / modifications spécifiques. Cependant, comme tous les poissons injectés par F0 ne possèdent pas de mutations germinales, cette pratique entraîne de nombreux croisements improductifs qui ne génèrent pas la modification souhaitée. Le dépistage de la lignée germinale F0 plutôt que du tissu somatique F1 augmente la probabilité d’isoler la modification de la lignée germinale souhaitée et réduit le nombre d’animaux requis dans ce processus.

Le sperme peut facilement être recueilli à partir de poisson-zèbre injecté par F0 sans avoir besoin d’euthanasie. Cette caractéristique permet la cryoconservation et la redérivation de stocks de spermatozoïdes congelés7 mais peut également être exploitée pour dépister, identifier et isoler rapidement les porteurs germinales des mutations génomiques souhaitées 8,9. Brocal et al. (2016) ont précédemment décrit une méthode basée sur le séquençage pour le dépistage des modifications de la lignée germinale chez le poisson-zèbre mâleinjecté F0 10. Bien qu’utile pour identifier les allèles mutés présents dans la lignée germinale, cette approche peut devenir coûteuse à haut débit et peut ne pas être accessible à tous les laboratoires. En revanche, le protocole actuel offre une stratégie accessible et rentable basée sur l’électrophorèse pour identifier les modifications de la lignée germinale. Plus précisément, ce protocole décrit une méthode robuste pour le dépistage et l’isolement des mutations germinales à des loci spécifiques en utilisant l’électrophorèse sur gel d’agarose à haute résolution. En outre, ce protocole décrit une stratégie similaire pour identifier l’intégration réussie d’un concept de donneur contenant des modifications spécifiques. Comme toujours, si des modifications spécifiques sont souhaitées, les stratégies basées sur le séquençage peuvent être exécutées en tandem avec le protocole décrit ci-dessous. Bien que ce protocole soit spécifique au système modèle du poisson zèbre, ces principes devraient être adaptables à tout modèle dans lequel la collecte de spermatozoïdes est une procédure de routine. Ensemble, ces stratégies permettront d’identifier les mâles injectés de F0 avec des indels / modifications germinales qui peuvent être résolus sur un gel après une réaction en chaîne de la polymérase (PCR) standard et / ou un digestion de restriction.

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Protocole

Cette étude a été réalisée conformément aux directives du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health. Le protocole a été approuvé par le comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université du Texas à Austin (AUP-2021-00254).

1. Conception de l’ARNg pour la mutagénèse CRISPR

  1. Obtenir la séquence d’exons contenant les loci ciblés.
  2. Concevoir un ARN guide synthétique (ARNg) avec un site de motif adjacent protospacer (PAM) spécifique à l’endonucléase Cas.
    1. Si vous co-injectez une construction donneuse, concevez l’ARNg de manière à ce qu’un site de coupe prévu soit aussi proche que possible des modifications souhaitées.
      REMARQUE: APE est un logiciel gratuit avec un outil pour trouver des sites Cas9 sgRNA11. Alternativement, des outils tels que CHOPCHOP peuvent être utilisés, qui offre une interface en ligne pour la conception de sgRNAs qui considère les différents sites PAM de Cas9 et d’autres endonucléases Cas12.
  3. Concevez des amorces avant et arrière pour amplifier la région entourant le site de coupe CRISPR/Cas conçu. Le produit PCR doit avoir une longueur d’environ 200 à 400 paires de bases (pb) pour pouvoir résoudre les petits indels sur un gel plus tard dans le protocole.
    REMARQUE: CHOPCHOP11 conçoit automatiquement des amorces pour chaque sgRNA qu’il produit.
  4. Facultatif : Concevez une construction de donneur d’ADN avec la ou les modifications souhaitées.
    1. Obtenir la séquence génomique de l’exon contenant les loci de la mutation désirée.
      REMARQUE: Les séquences introniques peuvent varier d’un individu à l’autre, il est donc préférable d’éviter l’inclusion de séquences introniques dans la construction donneuse, car cela pourrait interférer avec la voie de réparation dépendante de l’homologie.
    2. Si un changement d’acide aminé spécifique est souhaité, modifiez le codon spécifique en conséquence.
      REMARQUE: Lorsque vous effectuez ces modifications, tenez compte de la fréquence du codon. Si possible, choisissez un codon avec une utilisation élevée.
    3. Pour empêcher la digestion CRISPR/Cas de la construction du donneur, faites des mutations synonymes supplémentaires qui (i) perturbent le PAM et/ou (ii) perturbent la séquence de l’ARNg, la préférence étant plus élevée accordée aux modifications non synonymes plus près du site PAM.
    4. Utilisez un outil de recherche de sites de restriction (APE11 a également cette fonctionnalité) pour trouver des sites de restriction uniques (ceux qui ne se produisent qu’une seule fois) dans le produit PCR prédit de la séquence de type sauvage.
      1. Répétez ce processus pour le produit PCR prévu qui reflète l’intégration réussie du concept du donneur.
      2. Comparez la liste des sites de restriction entre les séquences de type sauvage et les séquences intégrées au donneur pour trouver un site de restriction présent uniquement dans la séquence modifiée.
      3. Si aucun site de restriction unique n’est trouvé, continuez à apporter des modifications synonymes dans la construction du donneur jusqu’à ce que cela soit réalisé.
        REMARQUE: Si possible, continuez à faire des mutations synonymes qui perturberaient la liaison de l’ARNg à la construction du donneur.
    5. Coupez la séquence donneuse à une taille gérable (50-100 pb) avec au moins 20 pb d’homologie entourant le site de coupe CRISPR/Cas prévu et les modifications, si possible.
  5. Obtenir les oligonucléotides d’ARNg et/ou de donneurs d’ADN conçus, ainsi que toutes les amorces requises pour le génotypage.
    NOTE: Pour empêcher la digestion des oligonucléotides donneurs d’ADN par les nucléases, il est recommandé de modifier les trois premières liaisons phosphate aux extrémités 5' et 3' des oligonucléotides d’ADN avec du phosphorothioate.
  6. Injecter 1 nL du mélange d’injection dans des embryons au stade unicellulaire. En règle générale, un mélange d’injection standard contient les éléments suivants:
    1 μL d’ARNg spécifique du locus 25 μM
    1 μL d’endonucléase Cas9 25 μM
    Facultatif : 1 μL de construction donneuse d’ADN 3 μM
    1. Porter le volume total à 5 μL avec 0,1 M de KCl sans RNase.
  7. Permettre aux individus injectés de F0 de devenir des adultes sexuellement matures. Le protocole restant se concentre sur le dépistage des mâles injectés F0 pour les modifications de la lignée germinale.

2. Mise en place des bassins d’élevage

  1. Prime F0 mâles pour l’accouplement en installant des bassins de reproduction avec des séparateurs entre les mâles F0 et les femelles.
    1. Pour minimiser le nombre de bassins de reproduction requis, installez trois mâles en face de deux femelles dans chaque bassin.
      1. Mettez en place autant de mâles F0 que possible peuvent être efficacement dépistés et logés en tant qu’individus après la collecte du sperme. Le génotype des femelles n’est pas important puisque leurs gamètes ne seront pas collectés au cours de cette procédure.
    2. Installez un bassin de reproduction de mâles de type sauvage en face des femelles. Les spermatozoïdes de type sauvage serviront de contrôle pour l’interprétation des résultats plus tard dans la procédure.
  2. Incuber les bassins de reproduction préparés pendant la nuit.

3. Préparation du matériel pour la procédure de collecte de sperme

  1. Préparez suffisamment de solution anesthésiante (0,016% de tricaïne-HCl dans l’eau de poisson) pour remplir un petit bol en verre.
  2. Distribuer 40 μL de NaOH 50 mM dans des tubes PCR de 0,2 mL. Préparez un tube pour chaque échantillon de sperme qui sera prélevé. Entreposer sur de la glace.
  3. Préparez des réservoirs individuels de 0,8 L pour chaque poisson qui sera échantillonné au cours de la procédure. Ces bassins abriteront les poissons échantillonnés jusqu’à ce que le génotypage soit terminé.
    REMARQUE : Il s’agit du principal facteur qui limite le nombre de poissons pouvant faire l’objet d’un dépistage efficace dans le cadre de ce protocole. Prévoir un espace suffisant pour loger les personnes échantillonnées jusqu’à ce que le génotypage soit terminé.
  4. Humidifiez une éponge de 1 pouce x 1 pouce (coupée avec un divot ovale peu profond pour maintenir le côté ventral d’un poisson zèbre mâle vers le haut pendant la procédure) dans de l’eau de poisson et pressez l’excès de liquide.
    1. Placez l’éponge dans le champ de vision d’un stéréomicroscope à faible grossissement (Figure 1A).
    2. Positionnez l’éclairage au plafond oblique pour une visualisation optimale.

4. Anesthésier le poisson mâle et recueillir le sperme

  1. Préparez un tube capillaire propre.
    1. Secouez doucement le récipient tubulaire pour libérer un seul tube capillaire.
    2. Placez le tube capillaire dans l’ampoule fournie et mettez-le de côté.
  2. Transférer un poisson mâle dans la solution anesthésiante préparée (0,016% de tricaïne-HCl dans l’eau de poisson).
    1. Remuez doucement la solution avec une cuillère à fente pour accélérer le processus d’anesthésie.
    2. Une fois que le mouvement de l’opercule (branchies) ralentit (environ 1-2 min), procédez à la collecte de sperme.
  3. Utilisez la cuillère à fente pour transférer le poisson sur une pile propre de serviettes en papier.
    1. Utilisez la cuillère fendue pour rouler doucement le poisson afin d’éliminer l’excès d’eau.
    2. Épongez doucement le poisson avec du papier de soie propre et plié pour éliminer l’eau restante.
  4. Utilisez la cuillère fendue pour transférer le poisson dans l’éponge préparée (figure 1B).
    1. Placez le côté ventral du poisson vers le haut avec sa tête la plus proche de la main dominante de la personne effectuant la procédure.
    2. Épongez doucement la zone autour des nageoires anales avec du papier de soie propre et plié.
  5. Recueillir le sperme.
    1. À l’aide de l’extrémité du tube capillaire, éloignez doucement les nageoires pelviennes latéralement de la ligne médiane pour exposer le cloaque (Figure 1C).
    2. Placez l’extrémité du tube capillaire près du cloaque.
    3. À l’aide de la pince, pressez doucement les flancs du poisson en commençant juste en dessous des branchies et en terminant au cloaque (figure 1C').
    4. Recueillir le sperme dans le tube capillaire par capillarité. Environ 1 μL est suffisant pour cette procédure (figure 1D).
      REMARQUE: Certains laboratoires signalent utiliser des pointes de pipettes p10 au lieu de tubes capillaires pour la collecte de sperme.
    5. Si le sperme n’est pas libéré avec une légère pression, remettez le poisson dans l’eau du système.
      1. Surveillez la récupération de l’anesthésie.
      2. Ne pressez pas le poisson fort pour expulser le sperme, car cela pourrait blesser le poisson.
      3. Reposez le poisson pendant 2 semaines avant d’essayer de recueillir à nouveau du sperme.
    6. Après la collecte, placez le poisson dans un réservoir d’isolement propre avec de l’eau du système pour le logement individuel.
      1. Surveillez le poisson pour la récupération de l’anesthésie.
      2. Reposez le poisson pendant 2 semaines avant d’essayer de recueillir à nouveau du sperme.
    7. Placez le tube capillaire avec le sperme recueilli dans le tube PCR préparé (avec 40 μL de NaOH 50 mM).
    8. Pressez l’ampoule en caoutchouc pour expulser l’échantillon recueilli.
    9. Jetez le tube capillaire usagé dans un conteneur à déchets en verre approuvé.
    10. Incuber les échantillons sur de la glace jusqu’à ce que tous les mâles aient été pressés.
  6. Répétez les étapes 4.1 à 4.5 pour chaque homme.
  7. Étiquetez les réservoirs d’isolement et les échantillons de sperme de manière à ce que les résultats finaux du génotypage des spermatozoïdes puissent être retracés jusqu’à l’individu correspondant présentant des mutations putatives.
  8. Surveillez tous les individus et assurez-vous qu’ils sont debout et explorent leurs chars avant de remettre les chars sur le système.
  9. Remettez les femelles utilisées pour l’amorçage dans leurs réservoirs respectifs sur le système.
  10. Si un poisson ne se remet pas de l’anesthésie après 10 minutes, suivez la procédure d’euthanasie approuvée par l’établissement associé au laboratoire.
    1. Exemple : Refroidir rapidement la personne dans un bain de glace avec de l’eau de poisson de 2 à 4 °C.
    2. Éliminer le poisson euthanasié dans un contenant approprié de déchets de carcasses d’animaux conformément à la procédure approuvée par l’établissement associé au laboratoire.

5. Extraction de l’ADN des échantillons de sperme

  1. Faites tourner brièvement tous les échantillons de sperme dans une minicentrifugeuse et placez les tubes PCR dans un cycleur thermique.
  2. Fermez le couvercle du cycleur thermique.
  3. Exécutez les paramètres suivants dans le cycleur thermique :
    1. Chauffer les échantillons pendant 40 min à 95 °C.
    2. Refroidir les échantillons à 25 °C.
  4. Retirez les échantillons du cycleur thermique.
  5. Avec une pointe de pipette propre pour chaque échantillon, neutraliser le pH en ajoutant 10 μL de Tris-HCl 1 M (tamponné à pH 8).
  6. Bien mélanger en pipetant de haut en bas.
  7. Faites tourner brièvement les échantillons dans une minicentrifugeuse.
  8. Les échantillons d’ADN génomique peuvent être conservés pendant plusieurs jours à 4 °C ou placés à -20 °C pendant 6 mois.

6. Amplification par PCR (et/ou digestion de restriction) du locus désiré

  1. Amplifiez le locus souhaité à l’aide d’un protocole PCR standard.
    1. Préchauffez le thermocycleur à la température de dénaturation initiale dans la réaction PCR ci-dessous.
    2. Préparer un mélange réactionnel de 25 μL pour chaque échantillon de sperme dans des tubes de PCR:
      12,5 μL de 2x Taq Polymerase Master Mix
      1,5 μL d’amorce directe de 10 μM
      1,5 μL d’amorce inverse 10 μM
      4,5 μL d’eau exempte de nucléases
      5 μL d’échantillon d’ADN de sperme neutralisé
    3. Bien mélanger en pipetant de haut en bas.
    4. Faites tourner brièvement les échantillons dans une minicentrifugeuse.
    5. Placez les échantillons dans le thermocycleur préchauffé avec les réglages suivants:
      Dénaturation initiale : 95 °C pendant 3 min
      35 cycles de dénaturation (95 °C pendant 30 s), de recuit (55 °C pendant 30 s) et d’extension (72 °C pendant 30 s)
      Extension finale : 72 °C pendant 5 min
      REMARQUE: Il peut être nécessaire d’ajuster la température et/ou le temps d’extension en fonction de la Taq polymérase spécifique et de la longueur prévue du produit d’amplification PCR.
    6. Retirez les échantillons PCR du cycleur thermique.
  2. Facultatif : Effectuer le condensé de restriction spécifique au donneur sur un petit volume du produit PCR, en laissant au moins 5 à 10 μL de produit de PCR non digéré pour l’électrophorèse sur gel.
    1. Préparer une réaction de 30 μL dans des tubes de PCR de 0,2 mL :
      10 μL de produit PCR non purifié
      15 μL d’eau sans nucléase
      3 μL de tampon enzymatique de restriction 10x
      2 μL d’enzyme de restriction (BstNI est utilisé dans les résultats représentatifs pour l’analyse de l’allèle knock-in dnah10 )
      REMARQUE: De nombreuses enzymes de restriction sont encore actives dans un tampon de réaction PCR typique; Cependant, l’ajout d’un tampon de digestion de restriction peut aider à améliorer les résultats. Reportez-vous aux instructions spécifiques du fabricant pour le dépannage en cas de problème.
    2. Bien mélanger en pipetant de haut en bas.
    3. Faites tourner brièvement les échantillons dans une minicentrifugeuse.
    4. Placez les échantillons dans un thermocycleur avec les réglages suivants :
      1. Couper l’amplicon PCR à 60 °C pendant 1 h.
        REMARQUE : Il peut être nécessaire d’ajuster la température de coupe et le temps d’incubation en fonction de l’enzyme de restriction spécifique utilisée.
      2. Inactiver l’enzyme de restriction avec la température et le temps d’incubation requis, si le fabricant l’indique.
        REMARQUE: L’enzyme BstNI ne nécessite pas d’inactivation thermique.

7. Effectuer une électrophorèse sur gel pour séparer les amplicons PCR de différentes tailles

  1. Préparer 500 mL de tampon courant 0,5x TBE : ajouter 50 mL de 10x concentré tampon TBE à 450 mL d’eau désionisée.
  2. Préparer 100 mL de gel d’agarose à 4 % dans 0,5x TBE running buffer : ajouter 4 g d’agarose avec 10 μL de 10 000x gel colorant à 100 mL de 0,5x TBE running buffer. Cuire au micro-ondes jusqu’à ce que la poudre d’agarose soit complètement dissoute.
    1. Versez la solution de gel dans un cadre de coulée de gel de taille appropriée et insérez le peigne sur un côté du gel.
      REMARQUE: Une taille de gel plus grande (recommandée: 15 cm x 15 cm) est avantageuse pour cette procédure, car elle fournit aux amplicons plus d’espace pour se résoudre sur le gel.
      1. Si un produit de digestion de restriction doit être analysé, il est préférable de l’exécuter sur le même gel que le produit PCR afin que les résultats puissent être comparés. Ajustez la taille du peigne si nécessaire pour adapter tous les échantillons sur le gel.
    2. Laisser le gel à température ambiante jusqu’à solidification. Retirez délicatement le peigne. Retirez délicatement le gel du cadre de coulée.
  3. Installez la plate-forme d’électrophorèse sur gel.
    1. Placez le gel dans l’appareil d’électrophorèse de telle sorte que les puits soient les plus proches de l’électrode négative. Versez 0,5x TBE dans la plate-forme d’électrophorèse jusqu’à ce que les puits soient complètement submergés.
  4. Chargez le gel.
    1. Chargez 5 μL d’échelle d’ADN dans le premier puits (choisissez une échelle d’ADN qui contient des fragments d’ADN de taille similaire à l’amplicon PCR).
    2. À l’aide d’une nouvelle pointe de pipette pour chaque échantillon (y compris l’échantillon témoin de type sauvage), chargez 5 à 10 μL du produit de PCR dans les puits restants.
    3. Facultatif : Si un produit de digestion de restriction doit être analysé, chargez également ces échantillons sur le gel.
      REMARQUE: Il est préférable de charger des quantités égales d’ADN entre la PCR et le produit de digestion de restriction. Par exemple, dans le mélange de réaction digestive de restriction de 30 μL, 10 μL de produit PCR ont été ajoutés. Par conséquent, la concentration d’ADN des 15 μL de produit de digestion était comparable à celle de 5 μL de produit de PCR non purifié.
  5. Exécutez le gel.
    1. Connectez les électrodes à l’appareil d’électrophorèse sur gel et appliquez 150 V pendant au moins 1 h pour assurer une séparation adéquate des amplicons.
    2. Imagez le gel pour voir les bandes d’ADN.
      REMARQUE: Les loci fortement mutagènes ciblant CRISPR fonctionneront comme plusieurs tailles de bande représentant une combinaison d’allèles d’insertion/délétion avec les amplicons de type sauvage.
      1. Si les bandes de gel ne sont pas résolues après 1 h, appliquer 150 V au gel pendant des intervalles de 15 minutes jusqu’à ce que les bandes soient suffisamment séparées sur le gel.
      2. Facultatif : Si vous recherchez l’insertion d’une modification précise telle qu’un SNP, une étiquette d’épitope ou une étiquette fluorescente, examinez l’ADN des spermatozoïdes avec des méthodes de PCR spécifiques à la modification souhaitée. Par exemple, lors de l’identification d’un site de restriction spécifique au donneur, une bande supplémentaire sera présente dans le produit de digestion de restriction par rapport au produit PCR de l’échantillon de sperme.

8. Isoler les allèles stables de la lignée germinale

  1. Après 2 semaines de repos de la procédure de compression du sperme, croisez les individus F0 dont l’ADN génomique du sperme contenait les modifications souhaitées.
    NOTE: La génération de spermatozoïdes à partir de clones individuels de spermatogonies peut être cyclique chez le poisson zèbre; Ainsi, l’allèle désiré pourrait ne pas produire de spermatozoïdes au moment de l’outcross. Pour cette raison, il peut être nécessaire d’effectuer un croisement supplémentaire plus d’une fois pour isoler l’allèle impliqué par le dépistage initial.
  2. Une fois que les poissons croisés F1 sont sexuellement matures, procéder à des méthodes de génotypage standard (par exemple, ADN à nageoire) en utilisant le même protocole de PCR et d’électrophorèse sur gel effectué lors du criblage de l’ADN génomique du sperme.
    1. Sanger séquence les produits PCR pour identifier les individus F1 avec la même modification souhaitée.
    2. Facultatif : Si la modification souhaitée introduit ou perturbe un site de restriction, filtrez avec un protocole de résumé de restriction approprié.
  3. Hétérozygotes F1 croisés avec la même modification souhaitée.
  4. Examiner la descendance F2 pour le phénotype et/ou les modifications génomiques attendues.

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Résultats

Les approches expérimentales décrites dans ce protocole permettent l’identification plus rapide des modifications du génome ou des allèles délétères putatifs en se concentrant sur l’analyse de milliers de génomes dérivés de la collecte de spermatozoïdes masculins injectés F0. La figure 2 montre comment interpréter les résultats obtenus à l’aide de ce protocole.

Pour générer des mutations dans le locus p2ry12, des embryons de poisson-zèbre au stade unicellulaire on...

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Discussion

Ce protocole décrit une méthode pour caractériser rapidement des modifications présumées du génome ou des mutations ciblées à l’aide de la technologie CRISPR-Cas par analyse ciblée sur les génomes des spermatozoïdes masculins F0. Ce protocole devrait se prêter à d’autres modèles animaux où le sperme est facilement disponible pour l’échantillonnage sans euthanasie. Cette méthode augmentera le débit de criblage pour les modifications souhaitées et est particulièrement utile pour identifier les rares événements de knock-in ...

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Remerciements

Nous tenons à remercier Anna Hindes de la faculté de médecine de l’Université de Washington pour ses efforts initiaux dans l’obtention d’ADN génomique de sperme de bonne qualité en utilisant la méthode du coup chaud. Ce travail a été financé par l’Institut national de l’arthrite et des maladies musculo-squelettiques et cutanées des National Institutes of Health sous attribution (R01AR072009 à R.S.G.).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Poudre d’agarose  ;Fisher BioReagentsBP1356-100
Bassins d’élevageCarolina Biological  ;
Enzyme de restriction BstNINEBR0168S
Cas9 EndonucleaseIDT1081060
échelle d’ADN, 100 pb  ;Thermo Scientific  ;
dnah10 donateur construct  ;   ;Sigma-Aldrichen tube ; 0,025 nM, purification par dessalage standard, sec.
Liaison phosphorothioate sur le donneur aux trois premières liaisons phosphate aux extrémités 5' et 3' (5'-CCTCTCTCTCTCTCAGAAGCTTC
TGCTCATCCGCTGCTTCTCT
GGACCGAGTGTACCGTGCCGTC
AGTGATTACGTCACGC-3')
dnah10 amorce directe  ;Sigma-Aldrichen tube ; 0,025 nM, purification par dessalage standard, sec (5'-CATGGAACTCTTTCCTAATGAGT
TTGGC-3')
dnah10 amorce inverse  ;Sigma-Aldrichen tube ; 0,025 nM, purification par dessalage standard, sec ('5-AGTAGAGATCACACATCAACAGA
ATACAGC-3')  ;
dnah10 sgRNA synthétique  ;Synthego  ;ARNsg synthétique, séquence cible : 5'-GCTCATCCGCTGCTTCAGGC-3'Alimentation
par électrophorèseThermo Scientific  ;105ECA-115
Pince à filtreMilliporeXX6200006P
Eau de poisson (système)Génériquen/a
sur gel (y compris cadre de coulée, peigne et chambre d’électrophorèse)  ;Thermo Scientific  ;Boîte
  ;Azure BiosystemsAZI200-01
Coloration gel, 10000X  ;InvitrogenS33102
Bol en verre, 250 mL  ;Génériquen/a
Réservoirs d’isolement, 0,8 L  ;AquaneeringZT080
Tube capillaire microcap avec bulbe, 20 & micro ; L  ;Drummond1-000-0020/CA
MinicentrifugeuseBio-Rad12011919EDU
Micropipettes, diverses avec embouts appropriésGénérique  ;n/a
Micro-ondes  ;Générique  ;n/a
Eau sans nucléasesPromegaP119-C
Essuie-toutGénériquen/a
Tubes PCR, 0,2 mLBioexpressT-3196-1
Cuillère en plastique, avec trous/fentes percés  ;Solution génériquen/a
KCl, 0,2 M d’ARNse libreSigma-AldrichP9333
p2ry12 amorce directe  ;Sigma-Aldrichen tube ; 0,025 nM, purification par dessalage standard, à sec (5'-CCCAAATGTAATCCTGACCAGT
-3')
p2ry12 amorce inverseSigma-Aldrichen tube ; 0,025 nM, purification par dessalage standard, à sec (5'-CCAGGAACACATTAACCTGGAT
-3')  ;
p2ry12 ARNsg synthétique  ;Synthego  ;ARNsg synthétique, séquence cible : 5'-GGCCGCACGAGGTCTCCGCG-3'
Enzyme de restriction 10X TamponNEBB6003SVIAL
solution de NaOH, 50 mM  ;Thermo Scientific  ;S318 ; Éponge 424330010
, coupe de 1 pouce x 1 pouce avec petit divot ovaleGénérique  ;n/a
StéréomicroscopeZeissStemi 508
Taq polymérase master mix, 2XPromegaM7122
TBE Buffer Concentrate, 10XVWRE442
ThermocycleurBio-Rad1861096
Papier de soieFisher Scientific06-666
Solution de tricaïne-méthanesulfonate (Syncaine, MS-222), 0,016 % dans l’eau de poisson (pH 7,0± ; 0.2)  ;Syndel200-266
Base Tris, 1M (tamponnée avec HCl à pH 8,0)  ;PromegaH5131
161937FERSM0241Oligo d’ADN Oligo d’ADN Oligo d’ADN Système d’électrophorèse lumineuse d’imagerie gel B2Oligo d’ADN Oligo d’ADN

Références

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