Article de méthode

Détermination de l’absorption, de la translocation et de la distribution de l’imidaclopride dans le blé

DOI :

10.3791/64741

⸱

28 avril 2023

 ,  ,  , 
1Key Laboratory of Agricultural Environment in Universities of Shandong, College of Resources and Environment, Shandong Agricultural University, 2College of Water Conservancy and Civil Engineering, Shandong Agricultural University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un protocole pour la détermination de l’absorption, de la translocation et de la distribution de l’imidaclopride dans le blé dans des conditions hydroponiques par chromatographie liquide et spectrométrie de masse en tandem (LC-MS-MS) est présenté ici. Les résultats ont montré que l’imidaclopride peut être absorbé par le blé, et l’imidaclopride a été détecté dans les racines et les feuilles du blé.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les néonicotinoïdes, une classe d’insecticides, sont largement utilisés en raison de leurs nouveaux modes d’action, de leur activité insecticide élevée et de leur forte absorption par les racines. L’imidaclopride, l’insecticide le plus largement utilisé dans le monde, est un néonicotinoïde représentatif de première génération et est utilisé dans la lutte antiparasitaire pour les cultures, les légumes et les arbres fruitiers. Avec une application aussi large de l’imidaclopride, ses résidus dans les cultures ont fait l’objet d’un examen de plus en plus minutieux. Dans la présente étude, 15 plantules de blé ont été placées dans un milieu de culture contenant 0,5 mg/L ou 5 mg/L d’imidaclopride pour l’hydroculture. La teneur en imidaclopride dans les racines et les feuilles de blé a été déterminée après 1 jour, 2 jours et 3 jours d’hydroculture pour explorer la migration et la distribution de l’imidaclopride dans le blé. Les résultats ont montré que l’imidaclopride a été détecté à la fois dans les racines et les feuilles du plant de blé, et que la teneur en imidaclopride dans les racines était plus élevée que dans les feuilles. De plus, la concentration d’imidaclopride dans le blé augmentait avec l’augmentation du temps d’exposition. Après 3 jours d’exposition, les racines et les feuilles du blé du groupe de traitement à 0,5 mg/L contenaient 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg et 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg d’imidaclopride, respectivement, tandis que les racines et les feuilles du groupe de traitement à 5 mg/L contenaient 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg et 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg d’imidaclopride. respectivement. Les résultats de la présente étude permettent de mieux comprendre les résidus de pesticides dans les cultures et fournissent une référence de données pour l’évaluation des risques environnementaux des pesticides.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans l’agronomie actuelle, l’utilisation de pesticides est essentielle pour augmenter le rendement des cultures. Les insecticides néonicotinoïdes modifient l’équilibre du potentiel membranaire en contrôlant les récepteurs nicotiniques de l’acétylcholine dans le système nerveux des insectes, inhibant ainsi la conduction normale du système nerveux central de l’insecte, entraînant la paralysie et la mort des insectes1. Par rapport aux insecticides traditionnels, les néonicotinoïdes présentent des avantages tels que de nouveaux modes d’action, une activité insecticide élevée et une forte absorption des racines, ce qui en fait un grand succès sur le marché des pesticides 2,3. Le volume des ventes de néonicotinoïdes représenterait 27% du marché mondial des pesticides en 2014. Le taux de croissance annuel moyen des néonicotinoïdes a été de 11,4% de 2005 à 2010, dont environ 7% ont été enregistrés en Chine 4,5,6. De fin 2016 au premier semestre 2017, les ventes de pesticides en Chine ont commencé à rebondir après avoir chuté, et les prix des pesticides ont continué d’augmenter, parmi lesquels les insecticides néonicotinoïdes ont affiché une hausse significativedes prix 7. Jusqu’à présent, trois générations d’insecticides néonicotinoïdes ont été développées, chacune contenant respectivement du chlorure de pyridine, du thiazolyle et des groupes tétrahydrofurane de nicotine8.

L’imidaclopride représente la première génération d’insecticides néonicotinoïdes, dont la formule moléculaire estC9H10ClN5O2, et est un cristal incolore. L’imidaclopride est principalement utilisé pour lutter contre les ravageurs, tels que les pucerons, les cicadelles, les vers de farine et les thrips9 et peut être appliqué à des cultures telles que le riz, le blé, le maïs, le coton et les légumes tels que les pommes de terre, ainsi que les arbres fruitiers. En raison de l’application à long terme, substantielle et continue de pesticides, les insectes utiles et les ennemis naturels des ravageurs ont été rapidement réduits, et certains ravageurs agricoles sont devenus résistants aux pesticides, ce qui a entraîné un cercle vicieux d’application continue et croissante de pesticides10. En outre, l’application intensive de pesticides a entraîné une détérioration de la qualité des sols, la persistance de résidus de pesticides dans les produits agricoles et d’autres problèmes écologiques, qui non seulement causent des dommages importants à l’environnement écologique agricole11, mais constituent également une grave menace pour la santé humaine12. La pulvérisation de pesticides a de graves répercussions sur la croissance et la qualité des microbes du sol et des animauxdu sol 13. L’utilisation déraisonnable ou excessive de pesticides a entraîné des risques importants pour la sécurité du sol et de l’eau, de l’environnement des animaux et des plantes, et même de la vie humaine14. Ces dernières années, le problème des résidus excessifs de pesticides dans les cultures s’est aggravé avec l’application intensive de pesticides. Lorsque l’imidaclopride a été utilisé pour augmenter le rendement des légumes, le taux d’absorption de l’imidaclopride dans les légumes a augmenté avec l’augmentation de la quantité et du résidu d’imidaclopride15. En tant que culture vivrière majeure, la production et la salubrité du blé sont essentielles. Par conséquent, les politiques relatives aux résidus et à la distribution des pesticides utilisés pour le blé doivent être clarifiées.

Ces dernières années, de nombreuses méthodes ont été développées pour extraire les résidus d’imidaclopride de l’eau, du sol et des plantes. La méthode QuEChERS (rapide, facile, bon marché, efficace, robuste et sûre) est une nouvelle méthode qui combine la technologie de microextraction en phase solide et la technologie d’extraction en phase solide dispersée et implique l’utilisation de l’acétonitrile comme solvant d’extraction et l’élimination des impuretés mélangées et de l’eau dans l’échantillon en utilisant NaCl et MgSO4 anhydre, respectivement16. La méthode QuEChERS nécessite un minimum de verrerie et comporte des étapes expérimentales simples, ce qui en fait l’une des méthodes d’extraction de pesticides les plus populaires17. Pour la détection de l’imidaclopride, une limite de détection aussi basse que 1 × 10−9 g18 a été atteinte par chromatographie liquide (CL), et 1 × 10−11 g 19 a été atteinte par chromatographie en phase gazeuse (CG). En raison de leur haute résolution et de leur sensibilité, la LC-SM et la GC-MS ont montré des limites de détection imidaclopride encore plus faibles de 1 × 10-13 à 1 × 10-14 g20,21; Ces techniques sont donc bien adaptées à l’analyse des résidus d’imidaclopride à l’état de traces.

Dans la présente étude, l’imidaclopride a été choisi comme polluant cible, et le blé a été choisi comme culture d’essai pour étudier la distribution des résidus d’imidaclopride dans le blé. Ce protocole détaille une méthode pour l’analyse complète de l’enrichissement et du transfert du pesticide imidaclopride dans le blé en explorant l’absorption et le stockage de l’imidaclopride dans différentes parties des plants de blé cultivés dans des conditions hydroponiques. La présente étude vise à fournir une base théorique pour l’évaluation des risques liés aux résidus de pesticides dans le blé, à guider l’application rationnelle des pesticides dans les activités de production agricole afin de réduire les résidus de pesticides et à améliorer la sécurité de la production végétale.

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Protocole

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1. Germination des graines de blé

  1. Sélectionnez 1 000 graines de blé (Jimai 20) avec des granules complets, des embryons intacts et une taille uniforme (longueur : 6 mm ± 0,5 mm).
  2. Transvaser 333,3 mL de solution H 2 O2 à 30 % dans une fiole jaugée de 1 L et diluer avec de l’eau désionisée pour préparer 1 L de solution H2O2 à 10 %. Plonger les graines de blé dans une solution à 10 % H2O2 pendant 15 min pour désinfecter la surface des graines (Figure 1).
  3. Rincer les graines de blé 5x avec de l’eau stérile courante pendant 10 s à chaque fois.
  4. Répartir uniformément les graines de blé avec les embryons pointés vers le haut dans une boîte de Petri en verre contenant du papier filtre stérile humide (figure 2). Placez la boîte de Petri dans un incubateur climatique artificiel à 30 °C et 80% d’humidité relative. Cultivez les graines de blé dans l’obscurité pendant 3 jours jusqu’à ce qu’elles germent et prennent racine.

figure-protocol-1
Figure 1 : Désinfection des graines de blé. Les graines de blé ont été trempées dans une solution à 10% H 2 O2(dans un bécher) pendant 15 minutes pour désinfecter la surface des graines. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Germination des graines de blé. Les graines de blé ont été réparties uniformément dans une boîte de Petri en verre contenant du papier filtre stérile humide. La boîte de Petri a été placée dans un incubateur climatique artificiel pour faire germer les graines de blé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Culture de plants de blé

  1. Dissoudre 551 mg du mélange de sel basal de Hoagland dans 1 L d’eau désionisée pour préparer 1/2 solution nutritive Hoagland (contenant 0,75 mmol/LK2SO4, 0,1 mmol/L KCl, 0,6 mmol/L MgSO 4,4,0 × 10−2 mmol/L FeEDTA, 1,0 × 10−3 mmol/LH3BO3, 1,0 × 10−3 mmol/L MnSO4, 1,0 × 10−3 mmol/L ZnSO 4, 1,0 × 10−4 mmol/L CuSO 4 et 5,0 × 10−6 mmol/L Na2 MoO 4).
  2. Une fois que les graines de blé (étape 1.4) ont germé, placer 15 plants de blé dans du matériel hydroponique (voir le tableau des matières) contenant 100 ml de 1/2 solution nutritive Hoagland pour hydroponie (figure 3). Placez l’ensemble de l’appareil hydroponique dans un incubateur climatique artificiel (voir Tableau des matériaux) et incuber pendant 7 jours à 25 °C et 80% d’humidité relative avec une photopériode de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité.

figure-protocol-3
Figure 3 : Culture hydroponique des plants de blé. Les semis de blé ont été cultivés en hydroponie pendant 0 jour, 3 jours et 7 jours dans 100 ml de solution nutritive 1/2 Hoagland. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Expérience exposant les plants de blé à une solution d’imidaclopride

  1. Après une période hydroponique de 7 jours, transplanter les plants de blé dans 1/2 solution nutritive Hoagland contenant 0,5 mg/L ou 5 mg/L d’imidaclopride pour mener les expériences d’exposition à l’imidaclopride Cultivez 15 plants de blé dans chaque dispositif hydroponique. Mettre en place 15 dispositifs hydroponiques pour chaque groupe de concentration d’imidaclopride afin de s’assurer que des échantillons adéquats sont prélevés pendant l’échantillonnage.
  2. Placez l’ensemble de l’équipement hydroponique dans un incubateur climatique artificiel pendant 3 jours à 25 °C et 80% d’humidité relative avec une photopériode de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité.
  3. Tout au long de la période d’exposition, récoltez quotidiennement les racines de blé (0,2 g par plant de blé) et les feuilles (0,5 g par plant de blé). Intégrer les échantillons de blé d’un appareil hydroponique sur cinq en tant que groupe parallèle et déterminer la teneur en imidaclopride des échantillons.

4. Procédure d’extraction de l’imidaclopride du blé

  1. Extraction de l’imidaclopride des racines de blé
    1. Pour éviter les erreurs expérimentales, laver les racines de blé 4x avec de l’eau stérile courante pendant 10 s à chaque fois pour éliminer tout imidaclopride adsorbé sur la surface des racines.
    2. Déchiqueter les racines de blé en morceaux d’environ 1 cm avec des ciseaux (figure 4). Peser 10,00 g des racines de blé déchiquetées et les placer dans un tube à centrifuger de 50 mL.
    3. Ajouter 10 mL d’acétonitrile dans le tube à centrifuger et vorter le tube sur un vortexer pendant 1 min. Ensuite, ajouter 4 g de MgSO4 anhydre et 1,5 g de NaCl dans le tube centrifuge et vorter le tube immédiatement pendant 30 s. Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
    4. Aspirer le surnageant avec une seringue jetable et le faire passer à travers un filtre de seringue (taille des pores de 0,22 μm) pour obtenir l’échantillon.
  2. Extraction de l’imidaclopride des feuilles de blé (Figure 5)
    1. Déchiqueter les feuilles de blé frais en morceaux d’environ 1 cm avec des ciseaux (figure 4). Peser 10,00 g des feuilles de blé déchiquetées et placer dans un tube à centrifuger de 50 mL.
    2. Ajouter 10 ml d’acétonitrile dans le tube de centrifugation et vorter le tube sur un vortexer pendant 1 min.
    3. Ajouter 4 g de MgSO4 anhydre et 1,5 g de NaCl dans le tube à centrifuger et faire tourbillonner le tube immédiatement pendant 30 s.
    4. Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
    5. Après centrifugation, ajouter 2 mL du surnageant dans un tube à centrifuger de 5 mL contenant 50 mg de noir de carbone graphitisé (GCB) et 150 mg de MgSO4 anhydre (pour éliminer le pigment et l’humidité de l’échantillon), et vorter le tube de centrifugation pendant 30 s (figure 6). Centrifuger le tube pendant 5 min à 6 000 x g.
    6. Aspirer le surnageant avec une seringue jetable et le faire passer à travers un filtre de seringue (taille des pores de 0,22 μm) pour obtenir l’échantillon.

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Figure 4 : Racines et feuilles de blé déchiquetées. Les racines et les feuilles de blé frais ont été déchiquetées à l’aide de ciseaux en morceaux d’environ 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-protocol-5
Figure 5 : Extraction de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. L’imidaclopride dans les échantillons a été extrait à l’aide de la méthode QuEChERS (étapes 4.2.1-4.2.4 du protocole). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Purification de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. Le décontaminant était de 50 mg GCB + 150 mg de MgSO4. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Quantification de l’imidaclopride

  1. Quantifier l’imidaclopride dans l’échantillon à l’aide de la chromatographie liquide-spectrométrie de masse en tandem (LC-MS-MS), sur la base d’une courbe étalon (y = 696,61x + 56,411, R = 1) obtenue à partir de concentrations d’imidaclopride de 0,2 à 250 μg/L. (Figure 7). Le spectromètre de masse était équipé d’une colonne C18 (100 mm x 2,1 mm, 3 μm) et d’une source d’ionisation par électropulvérisation (ESI+). Le programme d’élution et les paramètres de la source d’ions sont présentés dans le tableau 1.

figure-protocol-7
Figure 7 : Chromatogramme et spectrogramme de masse de l’imidaclopride dans les feuilles de blé. Le panneau supérieur montre un chromatogramme de l’imidaclopride (temps de rétention = 0,93 min). Le panneau inférieur montre le spectrogramme de masse de l’imidaclopride à 0,93 min, montrant l’intensité de réponse de la production (m/z = 208,8) d’imidaclopride. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Température de la colonne40 °C
Solvant A99,9 % d’eau/0,1 % d’acide formique (v/v)
Solvant Bacétonitrile
Programme d’élution0–0,5 min, A = 20 %
0,5 à 2 min, A = 20 % à 50 %
2–3 min, A = 50 %
3–3,1 min, A = 50 %–20 %
3,1 à 5 min, A = 20 %
Débit (mL/min)0.3
Volume d’injection (μL)5
Température capillaire (°C)330
Température du vaporisateur (°C)350
Débit de gaz de gaine (Arb)40
Débit de gaz auxiliaire (Arb)20
Tension de pulvérisation (V)3900
Pression de gaz de collision (mTorr)1.5
Ion précurseur256.1
Ion/énergie de collision du produit (eV)208.8/16

Tableau 1 : Programme d’élution et paramètres de source d’ions de la méthode de chromatographie liquide-spectrométrie de masse.

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Résultats

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La limite de détection de l’imidaclopride aux instruments était de 5,76 × 10−14 g, et la LD de l’imidaclopride dans la racine ou la feuille de blé était de 0,01 μg/kg; Aucun effet de matrice n’a été observé. Les rendements de récupération de l’imidaclopride dans le blé sont indiqués dans le tableau 2. Les rendements de récupération de l’imidaclopride à partir des racines de blé exposées à des concentrations d’imidaclopride de 0,5 mg/L et de 5 mg/L étaient de 94,0 %-97,6 % et de 98,8 %-99,2 %, ...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ces dernières années, des méthodes de prétraitement et de détection des résidus du pesticide imidaclopride ont été fréquemment signalées. Badawy et coll.23 ont utilisé la chromatographie liquide à haute performance pour déterminer la teneur en imidaclopride dans les tomates cultivées en serre et ont signalé une bonne linéarité pour l’imidaclopride dans la plage de 0,0125 à 0,15 μg/mL. Zhai et al.24 ont utilisé la LC-MS-MS pour étudier les résidus d’imidaclopride dans la cib...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit. Ce travail n’a pas été publié auparavant, et il n’est envisagé par aucune autre revue à comité de lecture.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n ° 42277039).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AcétonitrileSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.01-06-1995Convient pour HPLC, grade de gradient, >99,9
 %Balance analytiqueSartorius Lab Instruments Co.Ltd.GL124-1SCN
Incubateur climatique artificiel   ;Shanghai Badian Instrument Equipment Co., Ltd.HK320
Eppendorf China Co., Ltd.Centrifuge5804
Seringue jetableSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.Z116866Capacité 5 ml, gradué 0,2 ml, acide
formiqueSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.Y0001970étalon de référence de la pharmacopée européenne
Noir de carbone graphitisé (GCB)Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.V90005845 &mu ; m
H2O2Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd.3164230 % (p/p)
Hoagland' s Mélange de sel de baseShanghai Yu Bo Biotech Co., Ltd.NS1011Anhydre, qualité réactif
Équipement hydroponiqueJiangsu Rongcheng Agricultural Science and Technology Development Co.Ltd.
Colonne Hypersil BDS C18Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd.28103-102130
ImidaclopridSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.Y0002028Norme de référence de la pharmacopée européenne
MgSO4Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd.208094Anhydre, qualité réactif, >97 %
NaClSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd.S9888Qualité réactif, 99 %
pH-mètreShanghai Thunder Magnetic Instrument FactoryPHSJ-3F
Boîte PhytotronHarbin Donglian Electronic Technology Co. Ltd.HPG-280B
Eppendorf China Co., Ltd.Recherche plus
Filtre à seringueSigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd.SLGV033NNylon, 0,22 & micro ; taille des pores, 33 mm, non stérile
Chromatographie liquide ultra performance tandem triple quadrupôle spectrométrie de masseThermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd.Mélangeur Vortex UltiMate 3000
TSQ Quantum Access MAX
Shanghai Yetuo Technology Co., Ltd.Vortex-2
Graine de bléLuKe industrie semencièreJimai 20
Centrifugeuse non stérile SDZ04BDPipettes

Références

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Mots-clés

Absorption de l imidacloprideTranslocation de l imidacloprideDistribution de l imidacloprideJeunes pousses de blInsecticides n onicotino desR sidus de pesticidesCulture hydroponiqueChromatographie liquideSpectrom trie de masseAbsorption racinaire

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