Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Mesures télémétriques continues de la pression trachéale in utero chez les agneaux fœtaux

958 vues

⸱

DOI :

10.3791/64767

⸱

22 décembre 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Human Sciences, The University of Western Australia, 2Dipartimento di Elettronica, Informazione e Bioingegneria, Politecnico di Milano University, 3NICU, Fondazione IRCCS Ca’ Granda Ospedale Maggiore Policlinico, 4Animal Care Services, The University of Western Australia, 5Medical School, University of Western Australia, 6Telethon Kids Institute

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

L’optimisation de la pression d’occlusion et de la durée nécessaire pour améliorer l’hypoplasie pulmonaire avec occlusion trachéale est essentielle pour améliorer les traitements correcteurs in utero de la hernie diaphragmatique congénitale (CDH). Cette étude rapporte une nouvelle méthode de mesure continue de la pression trachéale dans un modèle chirurgical d’agneau fœtal occlus et non occlus de CDH.

Résumé

Le développement et la croissance pulmonaires in utero normaux reposent sur l’expansion des espaces aériens et l’efflux contrôlé de liquide pulmonaire dans l’espace amniotique. Les nourrissons atteints d’une hernie diaphragmatique congénitale (CDH) présentent également une hypoplasie pulmonaire due à l’occupation de la cavité thoracique par l’estomac et l’intestin et, dans les cas les plus graves, le foie. L’occlusion trachéale par ballonnet réduit la gravité de l’hypoplasie pulmonaire chez les fœtus atteints de CDH, mais augmente le risque de naissance prématurée. Comprendre la pression d’occlusion optimale et la durée nécessaire pour améliorer l’hypoplasie pulmonaire avec occlusion trachéale est essentiel pour améliorer les traitements correcteurs in utero de la CDH. L’étude fait état d’une nouvelle méthode de mesure continue des pressions intratrachéales et amniotiques dans un modèle chirurgical de CDH d’agneau fœtal non occlus et occlus. Les brebis mérinos enceintes ont subi deux hystérotomies de récupération : la première à ~80 jours de gestation pour créer la CDH, et la seconde à ~101 jours de gestation pour occlure la trachée fœtale et implanter un appareil de mesure de la pression intratrachéale et amniotique. Les agneaux ont été mis au monde à ~142 jours, et l’appareil de mesure de la pression a été retiré et nettoyé. Les données ont été téléchargées et filtrées à l’aide d’une fenêtre de 6 heures. La pression transrespiratoire a été calculée.

Introduction

Le développement et la croissance normaux des poumons reposent sur l’expansion des espaces aériens potentiels avec le liquide pulmonaire fœtal et l’efflux contrôlé du liquide pulmonaire dans l’espace amniotique 1,2,3,4,5. La production de liquide pulmonaire fœtal et la résistance des voies respiratoires supérieures créent une pression intrathoracique in utero 1. Historiquement, les mesures in utero de la pression des voies respiratoires fœtales étaient obtenues à l’aide de capteurs de pression externes via des cathéters creusés à travers la paroi abdominale jusqu’à la trachée fœtale 5,6,7,8,9,10,11,12,13 . L’utilisation de ces cathéters et de capteurs externes (distaux par rapport au site de mesure) peut atténuer le signal de pression et nécessiter une restriction des mouvements de la brebis pour des mesures continues ou des mesures obtenues à intervalles réguliers tout au long de la gestation. Cette étude visait à développer une méthode permettant une surveillance continue de la pression intratrachéale et amniotique fœtale chez les animaux gestants non attachés. Les mesures continues de la pression fœtale, intratrachéale et amniotique permettront de comprendre complètement comment ces pressions changent tout au long de la journée au cours de la gestation.

Les fœtus humains atteints d’une hernie diaphragmatique congénitale (CDH) présentent une hypoplasie pulmonaire due à une hernie de l’estomac, de l’intestin et du foie (dans les cas les plus graves) dans la cavité thoracique. L’hyperplasie pulmonaire chez les nourrissons atteints d’atrésie trachéale (rétrécissement de la trachée) a mis en évidence le potentiel de l’occlusion trachéale thérapeutique pour le traitement prénatal de la CDH14. L’occlusion trachéale à l’aide d’un ballon intra-trachéal réduit la gravité de l’hypoplasie pulmonaire chez les fœtus atteints de CDH, mais au prix d’un risque accru de naissance prématurée 15,16,17. Un risque supplémentaire d’aspiration ou d’étouffement existe si le ballon n’est pas retiré avant la naissance. Par conséquent, les protocoles actuels d’occlusion trachéale nécessitent une deuxième procédure fœtale pour retirer l’occlusion du ballonnet avant la naissance17. La pression et la durée optimales d’occlusion nécessaires pour améliorer l’hypoplasie pulmonaire avec occlusion trachéale sont inconnues, mais ces connaissances sont essentielles pour l’optimisation des traitements correcteurs in utero de la CDH.

Nous avons testé la méthode en utilisant des agneaux fœtaux atteints d’une hernie diaphragmatique créée chirurgicalement avec et sans trachée occluse.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Le protocole était conforme au Code australien de la santé et de la recherche médicale du Conseil national australien de la santé et de la recherche médicale pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques18. Le comité d’éthique animale de l’Université d’Australie-Occidentale a approuvé prospectivement le protocole (RA3/100/1596). Les moutons proviennent de la ferme Ridgefield de l’Université d’Australie-Occidentale (UWA) (2018-2020). Les moutons ont été introduits dans l’établissement pour grands animaux de l’UWA, accrédité par l’AAALAC, 2 à 3 semaines avant l’intervention chirurgicale. Les moutons étaient initialement logés à l’intérieur dans des enclos partagés à plancher surélevé, avec des enclos simples utilisés pendant la période périopératoire. Les moutons ont été nourris avec des granulés, de l’ivraie d’avoine et des lupins avec un mélange de minéraux calculé sur le poids corporel. La température des pièces a été contrôlée (20,5-21,5 °C) et maintenue sur un cycle lumière/obscurité de 12:12 h. La douleur et le bien-être ont été évalués dans la période postopératoire deux fois par jour pendant 7 jours, puis tous les jours jusqu’à la fin de l’étude. Les paramètres postopératoires surveillés comprenaient des signes de douleur, un resserrement orbitaire, un effort respiratoire, une température, une fréquence cardiaque, le site chirurgical, l’appétit et la consommation d’eau, l’activité, la boiterie, l’état du pelage, la consistance fécale, le travail prématuré, le comportement et les signes de toxémie de grossesse. Les scores attribués à chaque paramètre ont déclenché une intervention lorsque nécessaire.

REMARQUE : Deux interventions chirurgicales de récupération ont été requises : la préparation de la brebis, l’approche chirurgicale et la fermeture, ainsi que la récupération de la brebis sont les mêmes pour les deux interventions chirurgicales. La première procédure est la création chirurgicale de la hernie diaphragmatique chez l’agneau fœtal. La deuxième procédure concerne la mise en place du dispositif d’intervention fœtale et de surveillance de la pression. La conception de l’étude a nécessité deux chirurgies de survie pour permettre au contenu abdominal de se déplacer dans la cavité thoracique après la création de la hernie diaphragmatique, de sorte qu’une hypoplasie pulmonaire puisse se développer avant la chirurgie d’intervention ultérieure.

1. Création chirurgicale de la hernie diaphragmatique chez l’agneau fœtal

  1. Préparation de la brebis
    1. À ~80 jours de gestation, prémédiquez la brebis avec une injection intramusculaire d’acépromazine (0,04 mg/Kg) et de morphine (0,3 mg/Kg).
    2. Induire une anesthésie par voie intraveineuse avec de la kétamine (5 mg/Kg) et du midazolam (0,25 mg/Kg).
    3. Intuber la trachée de la brebis à l’aide d’une sonde endotrachéale (diamètre intérieur de 8 mm). Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane (1 % à 3 % dans l’oxygène) administrée par ventilation à pression positive (10 à 12 respirations/min, volume courant 8 à 10 mL/kg).
    4. Établissez la surveillance de la brebis à l’aide d’un électrocardiogramme (ECG), de la pression artérielle invasive via un cathéter artériel auriculaire, du CO2 expiré, de la saturation périphérique en oxygène et de la température pendant l’opération.
    5. Placez la brebis en décubitus dorsal sur la civière. Enroulez des cordes autour des pattes de la brebis et fixez-la doucement à la table.
    6. Cisaillez la laine de l’abdomen et du flanc de la brebis, puis coupez-la près de la peau.
    7. Enlevez la saleté et la lanoline de l’abdomen, du flanc et de l’aine de la brebis avec de l’eau et du savon.
    8. Administrez de la céfazoline (20 mg/kg) par voie intraveineuse toutes les 90 minutes pendant la chirurgie.
    9. Transférez la brebis au bloc opératoire sur une civière.
    10. Déplacez la brebis de la civière de transport à la table d’opération.
    11. Placez la brebis en position couchée dorsale sur la table chirurgicale.
    12. Fixez tous les membres à la table d’opération à l’aide d’attaches de corde souples.
    13. Préparation aseptique de l’abdomen exposé : Laver 3 fois avec un gommage chirurgical à la chlorhexidine à 4 %, en éliminant la solution contaminée entre chaque lavage avec de l’alcool à 70 %.
    14. Compléter la préparation stérile en vaporisant légèrement une solution d’iode à 10 % sur l’abdomen, le flanc et l’aine.
    15. Couvrez la brebis avec un champ chirurgical fenêtré stérile afin que seul le site de l’incision abdominale soit exposé. Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux, cathéters, seringues et solutions utilisés pendant la chirurgie sont stériles.
  2. Approche chirurgicale
    1. Établir une anesthésie locale par infiltration sous-cutanée et musculaire locale de bupivacaïne (5 %; 9,5 ml) à l’aide d’une seringue de 10 ml et d’une aiguille de 22 g.
    2. Exposez l’utérus par une incision abdominale para-médiane (8-11 cm) à travers la peau de la brebis, le tissu sous-cutané et la linea alba faite avec une lame chirurgicale de taille 10 avec cautérisation si nécessaire pour minimiser les saignements incisionnels.
  3. Création d’une hernie diaphragmatique
    1. Localiser la tête/le thorax du fœtus par palpation.
    2. Couvrez l’utérus d’une pellicule plastique stérile.
    3. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une fenêtre (6 cm x 4 cm) dans la pellicule plastique.
    4. Faites une incision utérine de 5 à 7 cm à travers l’utérus et le sac amniotique avec une coupe cautérinaire, en évitant les vaisseaux sanguins utérins et les cotylédons placentaires.
    5. Extérioriser la tête et les membres antérieurs du fœtus.
    6. Utilisez des pinces utérines Babcock pour sceller les bords de l’incision utérine et une pellicule plastique stérile étroitement autour de l’abdomen du fœtus pour prévenir la perte de liquide amniotique.
    7. Positionnez le fœtus sur son côté droit et fixez une deuxième pellicule plastique stérile sur le fœtus extériorisé pour réduire la perte de chaleur et d’humidité. Identifiez l’espace intercostal entre la 9e et la 10e côte à gauche et percez un trou dans la pellicule plastique avec des ciseaux chirurgicaux pour accéder au site d’incision fœtale prévu.
    8. Établir une anesthésie locale par bloc linéaire chez le fœtus par infiltration sous-cutanée et musculaire locale de bupivacaïne (5 %; 0,25 mL dilué à 0,5 mL avec une solution saline stérile ; 1 mL seringue stérile et aiguille 27 G) dans l’espace intercostal immédiatement adjacent au bord supérieur de la 10e côte pour éviter les vaisseaux sous-costaux.
    9. À l’aide d’une seringue stérile de 60 ml, baignez la peau fœtale exposée avec une solution chaude de Hartmann (5 à 10 ml toutes les 5 à 10 minutes) afin de garder la peau fœtale humide tout au long des étapes subséquentes.
    10. Créez une thoracotomie postérolatérale gauche en pratiquant une incision cutanée de 2 à 4 cm avec électrocautérisation dans le 9e espace intercostal immédiatement adjacent au bord crânien de la 10e côte.
    11. Utilisez des hémostats anti-moustiques pour disséquer brutalement le tissu sous-cutané, les muscles intercostaux et la membrane pleurale pour accéder au diaphragme.
    12. Utilisez deux petits anti-moustiques pour ramasser le diaphragme à chaque extrémité du site de la hernie de 1 cm de long et élevez le diaphragme par le cran pour le tenir à l’écart de l’estomac, du foie et de la rate sous-jacents.
    13. Faites une incision de 1 cm entre les deux hémostats à l’aide de petits ciseaux coudés.
    14. Relâchez les hémostatiques qui maintiennent le diaphragme.
    15. Utilisez une pince de Potts atraumatique pour tirer l’estomac vers le haut à travers le trou du diaphragme.
    16. Utilisez une seule attache de monofilament de polydioxanone 5-0 résorbable (aiguille à point conique RB-1) pour envelopper soigneusement les 9e et 10e côtes pour s’opposer aux côtes fœtales, en évitant le poumon sous-jacent.
    17. Incision thoracotomique rapprochée avec une suture de matelas (monofilament de polydioxanone 5-0 résorbable).
  4. Fermeture chirurgicale
    1. Remettez le fœtus dans le sac amniotique.
    2. Administrer du méloxicam peropératoire (0,25 mg/kg ; par voie sous-cutanée) à la brebis pour l’analgésie postopératoire.
    3. Remplacez le liquide amniotique perdu à l’aide d’une solution de Hartmann réchauffée (~50 ml) avec de la pipéracilline/tazobactam intra-amniotique (1000 mg/125 mg).
    4. Apposez les surfaces opposées du chorioamnion et des parois utérines adjacentes et utilisez une suture réceptive polyglactine 910 tressée 2-0 avec une suture de matelas inversé pour fermer l’utérus et le sac amniotique ensemble.
    5. Fermez la linea alba de la brebis, le tissu sous-cutané et la peau (monofilament de polydioxanone 1 résorbable, monofilament de polyproprone 25 résorbable 3-0 et monofilament de polypropylène 2-0 non résorbable respectivement).
  5. Récupération et surveillance des brebis
    1. Vaporisez la plaie abdominale postopératoire avec du ruban de rétention de pansement imperméable et couvrez-la d’un pansement pour réduire le risque d’infection postopératoire de la plaie.
    2. Appliquez un timbre transdermique de fentanyl (100 μg/h) sur l’aine pour une analgésie postopératoire supplémentaire.
    3. Récupérez la brebis et extuber lorsque vous respirez spontanément, puis laissez-la se réveiller.
    4. Surveiller les brebis quotidiennement jusqu’à l’accouchement pour une intervention chirurgicale fœtale.
    5. Retirez les sutures après 14 jours.

2. Mise en place du dispositif d’intervention fœtale et de surveillance de la pression

  1. Préparation de la brebis pour l’intervention fœtale à 101 jours de gestation
    1. Injecter de la médroxyprogestérone (1 ml) par voie intramusculaire à ~85 jours de gestation (terme ~147 jours) pour réduire le risque d’accouchement prématuré.
    2. Utilisez la même procédure de préparation anesthésique et chirurgicale que celle utilisée pour la chirurgie initiale de création du diaphragme.
      1. Suivez l’approche chirurgicale des étapes 2.1.2.2 et 2.1.2.3, comme aux étapes 1.2.1 et 1.2.2.
      2. Établir une anesthésie locale par infiltration sous-cutanée et musculaire locale de bupivacaïne (5 %; 9,5 ml) à l’aide d’une seringue de 10 ml et d’une aiguille de 22 g.
      3. Avec une incision abdominale para-médiane (8 à 11 cm) adjacente au site d’incision abdominale utilisé pour la chirurgie de création du diaphragme, exposez l’utérus à travers la peau de la brebis, le tissu sous-cutané et la linea alba faite avec une lame chirurgicale de taille 10 avec cautérisation si nécessaire pour minimiser les saignements incisionnels.
    3. De plus, administrer de l’oxytétracycline (20 mg/kg) par voie intramusculaire à la brebis pour fournir une protection antimicrobienne fœtale contre le dispositif de surveillance implanté de manière chronique.
  2. Activation de l’appareil
    1. Activer l’appareil de mesure de pression19.
    2. Tube de mesure de pression par pince avec hémostats.
    3. Placez l’ensemble de l’appareil dans un bol stérile contenant un mélange d’acide peracétique à 0,08 % et de peroxyde d’hydrogène à 1 % pendant au moins 1 h, en vous assurant que l’ensemble de l’appareil est couvert.
    4. À l’aide d’une pince stérile, placez le dispositif dans un bol stérile contenant de l’eau stérile pendant au moins 10 minutes avant l’implantation fœtale. Assurez-vous que l’ensemble de l’appareil est recouvert d’eau stérile.
  3. Approche chirurgicale et intervention fœtale
    1. Extérioriser la tête fœtale par hystérotomie en utilisant la même approche chirurgicale que celle utilisée pour la chirurgie initiale, mais avec des incisions utérines adjacentes (étapes 1.1-2.2).
    2. Gardez la tête et le cou du fœtus extériorisés enveloppés dans le champ en plastique stérile pour minimiser la perte de température et de liquide.
    3. Instrumentez la trachée à l’aide d’un cathéter pour mesurer la pression (figure 1).
      1. Pour une trachée non occluse, suivez les étapes 2.3.3.2 à 2.3.3.3.
      2. Intubez le fœtus d’agneau à l’aide d’un cathéter d’aspiration à 5 français (1,67 mm de diamètre intérieur) avec le connecteur d’aspiration retiré à une profondeur de 14 cm au coin de la bouche de l’agneau.
      3. Connectez l’extrémité externe du cathéter à l’aide d’un connecteur de 1,59 mm (diamètre extérieur, OD) à 3,18 mm (OD) et d’un tube en silicone de 30 cm de long et de 3,18 mm (ID).
      4. Pour la trachée cluse, suivez les étapes 2.3.3.5 à 2.3.3.6.
      5. Intubez le fœtus de l’agneau à l’aide d’un tube endotrachéal à microbrassard de 3,0 avec le connecteur retiré à une profondeur de 14 cm jusqu’à un coin de la bouche de l’agneau.
      6. Connectez l’extrémité externe du cathéter à l’aide d’un connecteur de 3,18 mm (OD) à 3,18 mm (OD) et d’un tube en silicone de 30 cm de long et de 3,18 mm (ID).
    4. Connectez l’autre extrémité du tube en silicone de 30 cm de long et de 3,18 mm (ID) à l’appareil de mesure de pression à l’aide d’un connecteur de 3,18 mm (OD) à 1,59 mm (OD) sur l’appareil de mesure de pression.
    5. Suturez le cathéter au coin de la bouche et du cou de l’agneau (monofilament de nylon non résorbable 4-0).
    6. Fixez l’appareil de mesure de la pression sur la peau de l’agneau sur la poitrine (monofilament de nylon non résorbable 4-0) (figure 2).
  4. Fermez les incisions chirurgicales du fœtus et de la brebis comme lors de la chirurgie de création de hernie diaphragmatique initiale (étapes 1.4 à 1.5).
  5. Appareil de test
    1. Testez si l’appareil transmet le signal19.
  6. Récupération et surveillance des brebis
    1. Récupérer la brebis selon la chirurgie initiale.
    2. Surveiller les brebis quotidiennement jusqu’à l’accouchement.
    3. Administrer une deuxième dose de médroxyprogestérone (0,5 ml) par voie intramusculaire à ~120 jours de gestation.
    4. Administrer de la bétaméthasone (5,7 mg) par voie intramusculaire 48 h et 24 h avant l’accouchement par césarienne pour favoriser la maturation fœtale en vue des soins postnatals.
  7. Livraison d’agneau
    1. À ~142 jours de gestation (terme ~147-150 jours), prémédiquer la brebis par injection intramusculaire d’acépromazine (0,03 mg/kg) et de morphine (0,3 mg/kg).
    2. Induire une anesthésie par voie intraveineuse avec du thiopental (10-15 mg/Kg), intuber la brebis avec une sonde endotrachéale (taille 8,5 mm) et maintenir l’anesthésie par isofluorane avec une surveillance appropriée par anesthésiques antérieurs.
    3. Procéder à l’accouchement chirurgical du fœtus par hystérotomie comme pour les chirurgies précédentes, avec une brebis en décubitus dorsal (étapes 1.1 - 2.2).
    4. Retirez le dispositif de surveillance. Nettoyez l’appareil avec de l’eau et 70 % d’éthanol.
    5. Tuez la brebis sans cruauté avec une injection intraveineuse de 160 mg/kg de solution sodique de pentobarbital.
    6. Réanimer et aérer l’agneau pendant 2 à 3 h, puis le mettre à mort sans cruauté (160 mg/kg de solution sodique de pentobarbital, injection intraveineuse).
  8. Données
    1. Téléchargez des données sur un ordinateur portable etanalysez-en 19. Filtrez les données de pression à l’aide d’une fenêtre de 6 heures. Calculez la différence de pression entre les pressions amniotiques et trachéales.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

La création d’une hernie diaphragmatique congénitale et l’insertion d’un dispositif de mesure de la pression ont été réalisées chez 28 agneaux fœtaux (14 non occlus et 14 occlus par ballonnet). Quinze agneaux fœtaux (6 non occlus et 9 occlus par ballonnet) ont survécu jusqu’à terme (142 jours de gestation ; terme ~147 jours de gestation). Les enregistrements de mesure de pression de 14 jours ont été couronnés de succès chez 8 agneaux fœtaux (4 non occlus et 4 occlus par ballonnet).

Des mesures...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le liquide pulmonaire fœtal remplit les espaces aériens potentiels pendant la gestation et est vital pour le développement normal des poumons1. La modification de la quantité et de la pression normales de liquide pulmonaire affecte la croissance pulmonaire du fœtus : le rétrécissement ou la constriction de la trachée fœtale entraîne une hyperplasie pulmonaire ; À l’inverse, l’oligohydramnios et le drainage chronique du liquide pulmonaire provoquent une hypoplasie ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’il n’existe aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs remercient Jane Choi (Université d’Australie-Occidentale), Ellen Williams (Université d’Australie-Occidentale) et Veena Kurup (Université d’Australie-Occidentale), ainsi que les soins d’élevage du personnel des Services de soins aux animaux de l’Université d’Australie-Occidentale. Cette étude a été financée par le Telethon Perth Children’s Research Fund, le National Health and Medical Research Council RF 1077691 (JJP), le Metropolitan Health and Medical Research Infrastructure Fund (gouvernement de l’Australie-Occidentale) et l’Australian International Research Training Program (MD).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Connecteur de 1,59 mm (diamètre extérieur, OD) à 3,18 mm (OD)Qosina11913
Connecteur de 3,18 mm (OD) à 3,18 mm (OD)Qosina11684
70 % d’alcoolHenry Schein1127067
Monofilament résorbable de polydioxanone 25 3-0Riverpoint MedicalQ316
Monofilament de polydioxanone résorbable 1Riverpoint MedicalD879
Polyglactin résorbable 910 tressé 2-0Riverpoint MedicalV317
Monofilament de polydioxanone résorbable 5-0Riverpoint MedicalD303
AcepromazineCeva Santé animaleAPVMA No : 36680
Babcock, pince utérine 6,25 poucesRobozRS-8022
BétaméthasoneMerck Sharp & DohmeAust R 18777
Lame, taille 10Becton Dickinson371110
Lame, taille 15Becton Dickinson371115
BupivacainePfizer Australia Pty LtdAUST R 11312
CefazolinAFT pharmaceuticalsAUST R 171582
ChlorhexidineHenry Schein0404-0175-02
Sonde endotrachéale (taille 8,0)  ; Jorgen Kruuse272411
Pinces, Potts-SmithRobozRS-5314
Solution d’iode (10 %)Henry Schein6907281
IsofluranePiramal Soins intensifs  ;N° APVMA : 53120/112272
N° M. L. : 220/AP/MD/96/B& F/R
KétamineCeva Santé AnimaleAPVMA 37711/58317
KETALAB04
Hartmanns SolutionBaxter  ;AUST R 48510
Hémostatiques, Pince moustique courbée délicateRobozRS-7271
Acétate de médroxyprogestéronePfizer Australia Pty LtdAUST R 12300
MeloxicamIliumN° d’approbation APVMA : 62535/127884
LI0119V1
MethocelColorcon  ;
Tube endotrachéal à microbrassard (3.0)Halyard35111
MidazolamMylanAUST R 160205
MorphinePfizer Australia Pty LtdAUST R 101240
Aiguille, 22 gBecton Dickinson305155
Aiguille, 27 gBecton Dickinson305109
Nylon non résorbable monofilament 4-0Riverpoint Medical662BL
Monofilament de polypropylène non résorbable 2-0Riverpoint MedicalP8411
OpSite Film transparentSmith et neveu66000040
OxytétracyclineNorbrookAPVMA N° d’approbation : 53087/49616
Pentobarbitone sodique 300 mg/mLJuroxAPVMA 36208
Acide peracétique/peroxyde d’hydrogèneMedivators Inc  ;ref : 78401-649
Pipéracilline/Tazobactam  ;Sandoz Pty LtdAUST R 140840
Ciseaux, Metzenbaum Surgical 7 pouces droitsRobozRS-6955SC
Ciseaux, Vannas 0,15 mm Largeur de pointeRobozRS-5618
Tube en silicone (1,59 mm de diamètre intérieur)QosinaT2013
Cathéter d’aspiration (5 français)Covidien30500
Seringue, 1 mLBecton 309659
, 10 mL309604Becton Dickinson
, 60 mLBecton Dickinson309654
Politecnico diMilano-Nondisponible dans le commerce
Thiopentone sodiumJurox Pty LtdAPVMA No. 51520/5g/0809
Timbretransdermique de fentanylJanssen-Cilag Pty LtdAUST R 112371
ID34435 Seringue Dickinson Seringue Dispositif de télémétrie

Références

  1. Harding, R., Hooper, S. B. Regulation of lung expansion and lung growth before birth. J Appl Physiol (1985). 81 (1), 209-224 (1996).
  2. Olver, R. E., Strang, L. B. Ion fluxes across the pulmonary epithelium and the secretion of lung liquid in the foetal lamb. J Physiol. 241 (2), 327-357 (1974).
  3. Schittny, J. C. Development of the lung. Cell Tissue Res. 367 (3), 427-444 (2017).
  4. Vilos, G. A., Liggins, G. C. Intrathoracic pressures in fetal sheep. J Dev Physiol. 4 (4), 247-256 (1982).
  5. Dawes, G. S., Fox, H. E., Leduc, B. M., Liggins, G. C., Richards, R. T. Respiratory movements and rapid eye movement sleep in the foetal lamb. J Physiol. 220 (1), 119-143 (1972).
  6. Bowes, G., et al. Development of patterns of respiratory activity in unanesthetized fetal sheep in utero. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 50 (4), 693-700 (1981).
  7. Clewlow, F., Dawes, G., Johnston, B., Walker, D. Changes in breathing, electrocortical and muscle activity in unanaesthetized fetal lambs with age. J Physiol. 341, 463-476 (1983).
  8. Chapman, R. L., Dawes, G. S., Rurak, D. W., Wilds, P. L. Breathing movements in fetal lambs and the effect of hypercapnia. J Physiol. 302, 19-29 (1980).
  9. Badalian, S. S., Fox, H. E., Chao, C. R., Timor-Tritsch, I. E., Stolar, C. J. Fetal breathing characteristics and postnatal outcome in cases of congenital diaphragmatic hernia. Am J Obstet Gynecol. 171, 970-976 (1994).
  10. Badalian, S. S., Fox, H. E., Zimmer, E. Z., Fifer, W. P., Stark, R. I. Patterns of perinasal fluid flow and contractions of the diaphragm in the human fetus. Ultrasound Obstet Gynecol. 8 (2), 109-113 (1996).
  11. Fox, H. E., Moessinger, A. C. Fetal breathing movements and lung hypoplasia: preliminary human observations. Am J Obstet Gynecol. 151 (4), 531-533 (1985).
  12. Fox, H. E., Badalian, S. S. Ultrasound prediction of fetal pulmonary hypoplasia in pregnancies complicated by oligohydramnios and in cases of congenital diaphragmatic hernia: A review. Am J Perinatol. 11 (2), 104-108 (1994).
  13. Fox, H. E., Badalian, S. S., Fifer, W. P. Patterns of fetal perinasal fluid flow in cases of congenital diaphragmatic hernia. Am J Obstet Gynecol. 176 (4), 807-813 (1997).
  14. Carmel, J. A., Friedman, F., Adams, F. H. Fetal tracheal ligation and lung development. Am J Dis Child. 109, 452-456 (1965).
  15. Deprest, J. A., et al. Randomized trial of fetal surgery for moderate left diaphragmatic hernia. N Engl J Med. 385 (2), 119-129 (2021).
  16. Deprest, J. A., et al. Randomized trial of fetal surgery for severe left diaphragmatic hernia. N Engl J Med. 385 (2), 107-118 (2021).
  17. Van Calster, B., et al. The randomized TOTAL-trials on fetal surgery for congenital diaphragmatic hernia: re-analysis using pooled data. Am J Obstet Gynecol. 226 (4), 560.e1-560.e24 (2021).
  18. NHMRC. National Health and Medical Research Council (2013) Australian Code for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes. , 8th edition, National Health and Medical Research Council. Canberra. (2021).
  19. Robbiani, S., et al. An implantable electronic device for monitoring fetal lung pressure in a lamb model of Congenital Diaphragmatic Hernia. IEEE Transactions on Instrumentation and Measurement. 71, 1-10 (2022).
  20. Moessinger, A. C., Harding, R., Adamson, T. M., Singh, M., Kiu, G. T. Role of lung fluid volume in growth and maturation of the fetal sheep lung. J Clin Invest. 86 (4), 1270-1277 (1990).
  21. Dickson, K. A., Harding, R. Fetal breathing and pressures in the trachea and amniotic sac during oligohydramnios in sheep. J Appl Physiol (1985). 70 (1), 293-299 (1991).
  22. Alcorn, D., et al. Morphological effects of chronic tracheal ligation and drainage in the fetal lamb lung. J Anatomy. 123 (3), 649-660 (1977).
  23. Wigglesworth, J. S., Desai, R., Hislop, A. A. Fetal lung growth in congenital laryngeal atresia. Pediatr Pathol. 7 (5-6), 515-525 (1987).
  24. Khan, P. A., Cloutier, M., Piedboeuf, B. Tracheal occlusion: a review of obstructing fetal lungs to make them grow and mature. Am J Med Genet C Semin Med Genet. 145C (2), 125-138 (2007).
  25. De Paepe, M. E., Johnson, B. D., Papadakis, K., Luks, F. I. Lung growth response after tracheal occlusion in fetal rabbits is gestational age-dependent. Am J Respir Cell Mol Biol. 21 (1), 65-76 (1999).
  26. Probyn, M. E., Wallace, M. J., Hooper, S. B. Effect of increased lung expansion on lung growth and development near midgestation in fetal sheep. Pediatr Res. 47 (6), 806-812 (2000).
  27. Hashim, E., Laberge, J. M., Chen, M. F., Quillen, E. W. Jr Reversible tracheal obstruction in the fetal sheep: effects on tracheal fluid pressure and lung growth. J Pediatr Surg. 30 (8), 1172-1177 (1995).
  28. Hellmeyer, L., et al. Telemetric monitoring of tracheal pressure after tracheal occlusion for treatment of severe congenital diaphragmatic hernia. Arch Gynecol Obstet. 275 (4), 245-248 (2007).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Surveillance télémétriqueocclusion trachéalehernie diaphragmatique congénitalehypoplasie pulmonairepression amniotiquepression transrespiratoirechirurgie in uterodispositif de mesure de la pression
Mesures télémétriques continues de la pression trachéale in utero chez les agneaux fœtaux
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.