Analyse de pesticides organochlorés dans un échantillon de sol par une approche QuEChERS modifiée utilisant le formate d’ammonium

La nécessité d’augmenter la production alimentaire a conduit à l’utilisation intensive et généralisée de pesticides dans le monde entier au cours des dernières décennies. Des pesticides sont appliqués sur les cultures pour les protéger des ravageurs et augmenter les rendements des cultures, mais leurs résidus se retrouvent généralement dans l’environnement du sol, en particulier dans les zones agricoles¹. De plus, certains pesticides, tels que les pesticides organochlorés (OCP), ont une structure très stable, de sorte que leurs résidus ne se décomposent pas facilement et persistent longtemps dans le sol². Généralement, le sol a une grande capacité à accumuler des résidus de pesticides, surtout lorsqu’il a une teneur élevée en matière organique³. En conséquence, le sol est l’un des compartiments environnementaux les plus contaminés par les résidus de pesticides. À titre d’exemple, l’une des études complètes réalisées à ce jour a révélé que 83 % des 317 sols agricoles de l’Union européenne étaient contaminés par un ou plusieurs résidus de pesticides⁴.

La pollution des sols par les résidus de pesticides peut affecter les espèces non ciblées, la fonction du sol et la santé des consommateurs tout au long de la chaîne alimentaire en raison de la toxicité élevée des résidus ^5,6. Par conséquent, l’évaluation des résidus de pesticides dans les sols est essentielle pour évaluer leurs effets négatifs potentiels sur l’environnement et la santé humaine, en particulier dans les pays en développement en raison de l’absence de réglementation stricte sur l’utilisation des pesticides⁷. Cela rend l’analyse multi-résidus de pesticides de plus en plus importante. Cependant, l’analyse rapide et précise des résidus de pesticides dans les sols est un défi difficile en raison du grand nombre de substances interférentes, ainsi que du faible niveau de concentration et des diverses propriétés physico-chimiques de ces analytes⁴.

De toutes les méthodes d’analyse des résidus de pesticides, la méthode QuEChERS est devenue l’option la plus rapide, la plus facile, la moins chère, la plus efficace, la plus robuste et la plus sûre⁸. La méthode QuEChERS comporte deux étapes. Dans un premier temps, une extraction à l’échelle microscopique basée sur la séparation par salage entre une couche aqueuse et une couche d’acétonitrile est effectuée. Dans la deuxième étape, un processus de nettoyage est effectué à l’aide d’une extraction dispersive en phase solide (dSPE); cette technique utilise de petites quantités de plusieurs combinaisons de sorbants poreux pour éliminer les composants interférents avec la matrice et surmonte les inconvénients de la SPE⁹ conventionnelle. Par conséquent, le QuEChERS est une approche respectueuse de l’environnement avec peu de solvants / produits chimiques gaspillés qui fournit des résultats très précis et minimise les sources potentielles d’erreurs aléatoires et systématiques. En fait, il a été appliqué avec succès pour l’analyse de routine à haut débit de centaines de pesticides, avec une forte applicabilité dans presque tous les types d’échantillons environnementaux, agroalimentaires et biologiques ^8,10. Ce travail vise à appliquer et valider une nouvelle modification de la méthode QuEChERS qui a été précédemment développée et couplée à GC-MS pour analyser les OCP dans les sols agricoles.

1. Préparation des solutions mères

REMARQUE: Il est recommandé de porter des gants en nitrile, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité pendant toute la durée du protocole.

1. Préparer une solution mère dans de l’acétone à 400 mg/L à partir d’un mélange commercial de PCO (voir le tableau des matières) à 2 000 mg/L dans de l’hexane:toluène (1:1) dans une fiole jaugée de 25 mL. Le tableau 1 montre chacun des OCP sélectionnés.
2. Préparer les solutions mères suivantes dans de l’acétone à des concentrations de 50 mg/L, 1 mg/L et 0,08 mg/L dans des fioles jaugées de 10 mL et les conserver dans des flacons en verre ambré à −18 °C.
   NOTE : Les mêmes solutions peuvent être utilisées tout au long du travail, mais il est important de les stocker dans ces conditions juste après chaque utilisation.
3. Préparer les solutions mères dans de l’acétone à des concentrations de 20 mg/L et de 0,4 mg/L à partir d’un étalon commercial de 4,4'-DDE-d8 à 100 mg/L dans de l’acétone dans des fioles jaugées de 10 mL, et conserver dans des flacons en verre ambré à −18 °C. Utiliser le 4,4'-DDE-d8 comme étalon interne (IS).

2. Prélèvement d’échantillons

1. Prélever environ 0,5 kg de la couche supérieure de 10 cm d’un sol agricole dans un récipient en verre. L’objet du sol de cette étude a été collecté dans une zone agricole traditionnelle de cultures de pommes de terre.
   NOTE: Un échantillonnage de surface à l’aide d’une spatule a été effectué. Cependant, la profondeur du sol pourrait influencer ses caractéristiques physico-chimiques. Par conséquent, si la teneur en carbone organique varie avec la profondeur, il est nécessaire de prélever des échantillons à différentes profondeurs.
2. Apporter l’échantillon de sol au laboratoire, le tamiser avec un tamis de 1 mm de diamètre et le conserver jusqu’à l’analyse à 4 °C dans un récipient en verre ambré.
   NOTE : Le même échantillon de sol peut être utilisé tout au long des travaux, mais il est important de le stocker dans ces conditions juste après chaque utilisation.

3. Préparation des échantillons par la méthode QuEChERS modifiée utilisant le formate d’ammonium

Remarque : La figure 1 montre une représentation schématique de la méthode QuEChERS modifiée.

1. Peser 10 g de l’échantillon de sol dans un tube à centrifuger de 50 mL et ajouter 50 μL de la solution IS à 20 mg/L pour obtenir 100 μg/kg. À des fins de récupération, ajouter également les solutions de pesticides préparées à l’étape 1.2 pour obtenir 10 μg/kg, 50 μg/kg et 200 μg/kg (n = 3 chacune).
2. Secouez le tube à l’aide d’un vortex pendant 30 s pour mieux intégrer le pic dans l’échantillon.
3. Ajouter 10 ml d’eau. Agiter le tube à l’aide d’un agitateur automatique à 10 x g pendant 5 min.
4. Ajouter 10 mL d’acétonitrile. Agiter à nouveau le tube à 10 x g pendant 5 min.
5. Ajouter 5 g de formate d’ammonium (voir le tableau des matières), agiter vigoureusement le tube pendant 1 min à la main et centrifuger à 1 800 x g pendant 5 min.
6. Transférer 1 mL de l’extrait d’acétonitrile dans un tube à centrifuger de 2 mL contenant 150 mg de MgSO4 anhydre, 50 mg d’amine secondaire primaire (PSA) et 50 mg d’octadécylsilane (C₁₈) (voir le tableau des matières) à des fins de nettoyage par extraction en phase solide dispersive (d-SPE)⁸, vortex pendant 30 s et centrifugeuse à 1 800 x g pendant 5 min.
7. Transférer 200 μL de l’extrait dans un flacon d’échantillonneur automatique correctement étiqueté avec un insert fusionné de 300 μL et effectuer une analyse instrumentale à l’aide d’un système GC-MS (étape 4).
   REMARQUE : L’étalonnage par correspondance matricielle est effectué en suivant les mêmes étapes que précédemment à l’aide d’extraits blancs, mais 5 mL du surnageant sont nettoyés dans des tubes de 15 mL à l’étape d-SPE (étape 3.6) et les solutions de pointe et de IS ne sont pas ajoutées avant l’étape 3.7. Ajouter les solutions étalons d’étalonnage dans les flacons de l’échantillonneur automatique pour obtenir 5 μg/kg, 10 μg/kg, 50 μg/kg, 100 μg/kg, 200 μg/kg et 400 μg/kg, évaporer à sec et ajouter 200 μL des extraits matriciels.

4. Analyse instrumentale par GC-MS

1. Effectuer les analyses GC-MS à l’aide d’un système GC-MS avec un seul spectromètre de masse quadripolaire et une interface d’ionisation électronique (−70 eV) (voir le tableau des matériaux).
2. Réglez la ligne de transfert MS à 280 °C et la source d’ions à 230 °C.
3. Utiliser une colonne de 5 % de phényl-méthylpolysiloxane de 30 m x 250 μm x 0,25 μm (voir le tableau des matières) et un gaz porteur de très haute pureté comme gaz porteur à un débit constant de 1,2 mL/min.
4. Maintenir l’étuve GC à 60 °C pendant 2 minutes, puis augmenter la température à 160 °C à 25 °C/min, et maintenir pendant 1 min. Ensuite, augmentez la température à 175 °C à 15 °C/min, et maintenez pendant 3 min. Ensuite, augmenter à 220 °C à 40 °C/min, et maintenir pendant 3 min. Encore une fois, augmenter à 250 °C à 30 °C/min, et maintenir pendant 2 min. Enfin, portez la température à 310 °C à 30 °C/min, et maintenez pendant 2 min. Le temps total d’analyse est de 22,125 min.
5. Effectuez un réglage automatique complet et une vérification de l’air et de l’eau du MS avant chaque séquence.
   1. Ouvrez le logiciel d’acquisition MassHunter qui contrôle tous les paramètres du système GC-MS.
      REMARQUE: Le système d’instruments inclut le logiciel d’acquisition MassHunter par défaut.
   2. Ouvrez l’option « Affichage » dans la barre d’outils, puis cliquez sur Contrôle du vide, cliquez sur Réglage et cliquez sur Autotune. L’autotune se terminera après quelques minutes.
   3. Ouvrez l’option « Affichage » et cliquez sur Contrôle de l’instrument.
   4. Cliquez sur Oui et enregistrez le nouveau fichier de musique pour l’autotune.
   5. Ouvrez l’option « Affichage » dans la barre d’outils, puis cliquez sur Contrôle du vide, cliquez à nouveau sur Régler , puis cliquez sur Vérification de l’air et de l’eau. La vérification de l’air et de l’eau se terminera après quelques secondes.
   6. Ouvrez l’option « Affichage » et cliquez sur Contrôle de l’instrument.
   7. Cliquez sur Oui et enregistrez le nouveau fichier de réglage pour la vérification de l’air et de l’eau.
6. Effectuer l’injection à l’aide d’un échantillonneur automatique (voir le tableau des matériaux) à 280 °C en mode splitless, en maintenant le volume d’injection à 1,5 μL. Après 0,75 min d’injection, ouvrir la fente à un débit de 40 mL/min.
   NOTE: Entre les injections, la seringue de 10 μL doit être lavée trois fois avec de l’acétate d’éthyle et trois fois avec du cyclohexane. Toutes les injections sont en double.
7. Analysez les analytes en mode de surveillance ionique sélectionnée (SIM). C’est le mode standard utilisé dans les systèmes MS avec un seul quadripôle.
   NOTE : Le tableau 1 montre les temps de rétention (min) et les paramètres de quantification basés sur l’utilisation d’une quantification et de deux ions d’identification pour les OCP et les IS. L’analyse quantitative est basée sur le rapport de l’aire de pic de l’ion de quantification à l’ion de IS.

5. Acquisition des données

1. Ouvrez le logiciel d’acquisition MassHunter qui contrôle tous les paramètres du système GC-MS.
2. Ouvrez l’option « Séquence » dans la barre d’outils et modifiez la séquence, y compris le nom de l’échantillon, le numéro du flacon, le nombre d’injections, la méthode instrumentale et le nom du fichier à générer. Ajoutez autant de lignes que nécessaire.
3. Cliquez sur OK et enregistrez la nouvelle séquence.
4. Ouvrez à nouveau l’option « Séquence » dans la barre d’outils et cliquez sur Exécuter la séquence dans le menu déroulant. Une nouvelle fenêtre s’ouvrira pour confirmer la méthode d’injection et le dossier dans lequel les échantillons seront enregistrés. Cliquez à nouveau sur Run Sequence (Exécuter la séquence ) et l’injection commencera.

La validation complète de la méthode analytique a été effectuée en termes de linéarité, d’effets de matrice, de récupération et de répétabilité.

Des courbes d’étalonnage appariées par matrice avec des échantillons blancs enrichis à six niveaux de concentration (5 μg/kg, 10 μg/kg, 50 μg/kg, 100 μg/kg, 200 μg/kg et 400 μg/kg) ont été utilisées pour l’évaluation de la linéarité. Les coefficients de détermination (R2) étaient supérieurs ou égaux à 0,99 pour tous les OCP. Le niveau d’étalonnage le plus bas (LCL) a été fixé à 5 μg/kg, ce qui correspond à la limite maximale admissible établie à 10 μg/kg à des fins de surveillance dans les applications alimentaires11.

L’évaluation de l’effet de la matrice a été réalisée en comparant les pentes des courbes d’étalonnage OCP dans les courbes d’étalonnage du solvant pur et les courbes d’étalonnage appariées à la matrice. L’effet de matrice a été calculé à l’aide de l’équation12 suivante :

Effet de matrice (%) = (pente de la courbe d’étalonnage appariée à la matrice − pente de la courbe d’étalonnage à base de solvant pur)/(pente de la courbe d’étalonnage à base de solvant pur) × 100.

La figure 2 montre les distributions d’effet de matrice pour les OCP étudiés en appliquant une méthode QuEChERS modifiée utilisant un formiate d’ammonium à des échantillons de sol. Les pourcentages d’effet de matrice positive correspondent à une amélioration du signal, tandis que les pourcentages négatifs signifient qu’il y a suppression du signal. Plus précisément, (1) des valeurs comprises entre −20 % et 20 % correspondent à un effet de matrice molle; (2) des valeurs comprises entre −20 % et -50 % ou entre 20 % et 50 % correspondent à un effet de matrice moyenne; (3) et des valeurs supérieures à 50 % ou inférieures à −50 % signifient qu’il existe un fort effet de matrice. Comme on l’a observé, un plus grand nombre de PCO ont subi des effets de matrice mous ou moyens, tandis que moins d’OCP ont subi de forts effets de matrice.

La récupération et la répétabilité ont été évaluées en prélevant des échantillons blancs avec des pesticides à trois niveaux de concentration (10 μg/kg, 50 μg/kg et 200 μg/kg). La figure 3 montre les valeurs de récupération globales et les valeurs de l’écart-type relatif (DSR) pour tous les pesticides et les niveaux de pointe (n = 9). Comme on peut l’observer, la grande majorité des PCO étudiés présentaient des pourcentages de récupération moyens compris entre 70 % et 120 %, avec des DSR inférieurs à 20 %, à l’exception de l’heptachlore, de l’endrine et du β-endosulfan, qui ont donné des taux de récupération moyens légèrement plus élevés.

Figure 1 : Représentation de la méthode QuEChERS modifiée utilisant le formate d’ammonium pour extraire les résidus de pesticides de l’échantillon de sol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Distribution des effets de matrice en fonction des temps de rétention (min) pour les 17 OCP. Un effet de matrice molle correspond à des valeurs comprises entre −20 % et 20 % ; un effet de matrice moyen correspond à des valeurs comprises entre −20 % et −50 % ou entre 20 % et 50 %; Un effet de matrice fort correspond à des valeurs supérieures à 50 % ou inférieures à −50 %. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Récupération moyenne des 17 PCO après avoir atteint 10 μg/kg, 50 μg/kg et 200 μg/kg (n = 9) dans l’échantillon de sol. Le nombre d’analytes dans la plage de récupération acceptable (70 % à 120 %) et de DSR (<20 %) est fourni, ainsi que ceux étiquetés en dehors de cette plage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Temps de rétention (min) et paramètres de quantification pour l’analyse GC-SM des PCO. Hexachlorure d’alpha-benzène (α-BHC); hexachlorure de bêta-benzène (β-BHC); lindane; hexachlorure de delta-benzène (δ-BHC); Heptachlore; aldrine; époxyde d’heptachlore; α-endosulfan; 4,4'-dichlorodiphényldichloroéthylène-d8 (4,4'-DDE-d8) (IS); 4,4'-dichlorodiphényldichloroéthylène (4,4'-DDE); dieldrine; endrine; β-endosulfan; 4,4'-dichlorodiphényldichloroéthane (4,4'-DDD); sulfate d’endosulfan; 4,4'-dichlorodiphényltrichloroéthane (4,4'-DDT); endrine cétone; méthoxychlore.

Je n’ai aucun conflit d’intérêts à divulguer.