Les arythmies sont très courantes et cliniquement très pertinentes ; Cependant, les traitements actuels restent largement insuffisants car la plupart des stratégies thérapeutiques se concentrent uniquement sur les symptômes plutôt que sur les mécanismes causaux des arythmies. Ainsi, une meilleure compréhension des mécanismes complexes de la maladie est nécessaire de toute urgence pour développer des traitements nouveaux, innovants et causaux.
L’objectif de la collection actuelle de méthodes JoVE est de fournir un ensemble de protocoles impartiaux et diversifiés permettant d’étudier de manière exhaustive divers aspects de l’arythmogenèse.
Une homéostasie calcique altérée est l’une des caractéristiques de l’arythmogenèse, mais reste difficile à étudier car de multiples aspects doivent être pris en compte, chacun nécessitant des techniques spécifiques pour étudier 1,2. Dans cette collection de méthodes, Tomsits et al. fournissent un protocole qui permet d’isoler les cardiomyocytes auriculaires et ventriculaires de la même souris et d’étudier simultanément le courant calcique de type L et les transitoires calciques3. Ainsi, ce protocole permet aux chercheurs d’étudier les perturbations calciques de manière plus globale et de réduire le nombre d’animaux en même temps, ce qui représente une amélioration scientifique et éthique significative.
Néanmoins, le patchage de cellules isolées reste complexe, exigeant beaucoup de main-d’œuvre et des expériences à faible débit4. Pour résoudre ce problème, Seibertz et al. fournissent un protocole utilisant un colorant sensible au voltage pour mesurer les potentiels d’action dans les cardiomyocytes5 dérivés de cellules souches pluripotentes induites humaines. Comme la technique ne nécessite pas de formation approfondie (comme pour le bridage par patch) et peut être appliquée à l’aide d’une configuration expérimentale relativement peu coûteuse, ce protocole a de nombreuses applications.
Outre les cardiomyocytes, d’autres types de cellules (par exemple, les fibroblastes ou les macrophages) jouent également un rôle important dans l’électrophysiologie 6,7,8. Pour étudier les effets spécifiques du type cellulaire dans le système de conduction, Xia et al. fournissent un guide étape par étape pour identifier le nœud sinusal (SAN) et le nœud auriculo-ventriculaire (AVN) chez la souris 9,10, suivi d’une microdissection et d’un tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) pour isoler et étudier les macrophages9 ou par imagerie par immunofluorescence complète. Cela permet l’identification de différents types de cellules, l’évaluation de la structure tridimensionnelle et l’étude de l’expression des protéines spécifiques au type de cellule dans le SAN/AVN10.
De plus, des enregistrements multi-électrodes (MEA) peuvent être effectués sur des préparations à montage entier telles que présentées par Kumar et al.11. Cette méthode est un excellent complément aux techniques actuellement utilisées, car elle est relativement rapide et simple et offre également une résolution spatiale supérieure. Il permet des interventions pharmacologiques et peut être facilement appliqué à d’autres régions spécifiques du cœur (par exemple, l’AVN).
Le système nerveux autonome joue un rôle essentiel dans l’électrophysiologie12,13,14 et il existe des stratégies de traitement, telles que la sympathectomie 15,16,17,18 ou l’ablation des ganglions cardiaques19. Néanmoins, la base mécaniste est encore largement inconnue, d’autant plus que les structures anatomiques du système nerveux autonome ne sont pas facilement accessibles chez la souris. Dans ce numéro, Scherschel et al. fournissent un protocole qui permet l’identification et la dissection des ganglions stellaires chez la souris pour étudier l’expression des gènes et des protéines dans divers types de cellules20. Cela permettra d’étudier de nouveaux aspects du remodelage autonome.
L’étude de l’électrophysiologie au niveau cellulaire est essentielle pour étudier les mécanismes fondamentaux. Cependant, des études in vivo sur des modèles animaux sont encore nécessaires pour valider les résultats cellulaires et confirmer la pertinence (patho-)physiologique des structures cibles identifiées21. Les souris sont les plus utilisées, mais la génération de souris transgéniques est particulièrement complexe. Dans ce numéro, Shimura et al. présentent un protocole utilisant l’édition de gènes CRISPR-Cas9 pour étudier spécifiquement les rôles régulateurs complexes des protéines tronquées et leurs effets in vivo. Pour cela, ils ont généré un modèle de souris transgénique hébergeant une mutation ponctuelle unique dans le gène GJA1 codant pour la connexine-43. Il en résulte une expression régulière du Cx43 de pleine longueur, mais une expression réduite d’un Cx4322 tronqué.
L’une des principales limites des études in vivo est la nécessité d’anesthésier les animaux pendant les expériences, ce qui peut affecter divers paramètres électrophysiologiques et ne pas représenter la « vraie » situation23,24. Les appareils télémétriques, quant à eux, permettent d’étudier des souris éveillées et se déplaçant librement sur de longues périodes de plusieurs semaines à plusieurs mois25,26. Rötzer et al. décrivent comment implanter des dispositifs télémétriques pour enregistrer simultanément la fréquence cardiaque et la pression artérielle chez la souris, ce qui permet spécifiquement d’étudier le système nerveux autonome et la sensibilité baroréflexe27.
Bien que les appareils de télémétrie soient des outils très puissants, un défi majeur demeure : comment analyser ces grands ensembles de données. Pour résoudre ce problème, Tomsits et al. développent un protocole pour analyser les enregistrements ECG télémétriques de manière semi-automatique standardisée28. En suivant leur protocole, les chercheurs peuvent obtenir des paramètres ECG fondamentaux (par exemple, la fréquence cardiaque ou l’intervalle PR) et dépister les arythmies définies individuellement (par exemple, pauses, brady-/tachycardie). Il est important de noter qu’ils discutent également des défis et des pièges de l’enregistrement et de l’analyse des ECG télémétriques, y compris des conseils pour améliorer la qualité du signal.
Les dispositifs médicaux nouvellement développés, tels que les prothèses valvulaires, sont minutieusement testés sur des modèles animaux avant d’être appliqués chez des patients humains29. Cependant, les études sur des animaux en bonne santé peuvent ne pas se traduire parfaitement chez les patients humains, en particulier ceux qui ont déjà subi une intervention chirurgicale30,31. Pour surmonter ces limitations, Grab et al. proposent un protocole d’impression 3D de modèles cardiaques individuels et spécifiques au patient32. Leurs modèles sont élastiques et ressemblent à des propriétés biomécaniques ainsi qu’à des caractéristiques hémodynamiques similaires à celles des patients humains ; Ces modèles permettent l’enseignement des médecins, la mise à l’essai de nouvelles procédures ou de nouveaux dispositifs interventionnels et la planification de stratégies de traitement individualisées, en particulier chez les patients à l’anatomie complexe.
Les protocoles fournis dans cette collection de méthodes JoVE soutiendront de nombreux chercheurs dans l’étude de l’électrophysiologie et des arythmies. La principale force de cette collection est qu’elle apporte des améliorations et des innovations aux technologies traditionnelles, mais qu’elle démontre également de nouvelles approches pour étudier divers aspects de l’arythmogenèse. Cette collection permettra ainsi d’élargir notre compréhension de ces maladies complexes et, à terme, de développer des thérapies innovantes pour les patients atteints d’arythmies.