Method Article

Flux de travail « Cell Surface Capture » pour la quantification sans marquage du protéome de surface cellulaire

DOI:

10.3791/64952

⸱

March 24th, 2023

 ,  , 
1Department of Laboratory Medicine, University of California, San Francisco, 2Department of Biosciences and Bioengineering, Indian Institute of Technology Bombay, 3Deptartment of Bioengineering and Therapeutic Sciences, University of California, San Francisco, 4Chan Zuckerberg Biohub

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous décrivons un flux de travail protéomique pour la caractérisation du protéome de surface cellulaire de différents types de cellules. Ce flux de travail comprend l’enrichissement en protéines de surface cellulaire, la préparation ultérieure des échantillons, l’analyse à l’aide d’une plate-forme LC-MS/MS et le traitement des données avec un logiciel spécialisé.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Au cours de la dernière décennie, la protéomique basée sur la spectrométrie de masse a permis une caractérisation approfondie des systèmes biologiques dans un large éventail d’applications. Le protéome de surface cellulaire (« surfaceome ») dans les maladies humaines présente un intérêt considérable, car les protéines de la membrane plasmique sont la cible principale de la plupart des traitements cliniquement approuvés, ainsi qu’une caractéristique clé permettant de distinguer diagnostiquement les cellules malades des tissus sains. Cependant, la caractérisation ciblée des protéines membranaires et de surface de la cellule est restée difficile, principalement en raison de la complexité des lysats cellulaires, qui masquent les protéines d’intérêt par d’autres protéines à haute abondance. Pour surmonter cet obstacle technique et définir avec précision le protéome de surface cellulaire de différents types de cellules à l’aide de la protéomique par spectrométrie de masse, il est nécessaire d’enrichir le lysat cellulaire pour les protéines de surface cellulaire avant l’analyse sur le spectromètre de masse. Cet article présente un flux de travail détaillé pour le marquage des protéines de surface cellulaire des cellules cancéreuses, l’enrichissement de ces protéines à partir du lysat cellulaire et la préparation ultérieure des échantillons pour l’analyse par spectrométrie de masse.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les protéines servent d’unités fondamentales par lesquelles la majorité des fonctions cellulaires sont exécutées. La caractérisation de la structure et de la fonction des protéines pertinentes est une étape essentielle pour comprendre les processus biologiques. Au cours de la dernière décennie, les progrès de la technologie de spectrométrie de masse, des logiciels d’analyse et des bases de données ont permis la détection et la mesure précises des protéines à l’échelle du protéome1. La protéomique basée sur la spectrométrie de masse peut être utilisée dans un large éventail d’applications, de l’analyse scientifique fondamentale des voies biochimiques à l’identification de nouvelles cibles médicamenteuses dans un cadre translationnel, en passant par le diagnostic et la surveillance des maladies dans le clinic2. Lors du criblage de nouvelles cibles médicamenteuses, la caractérisation du protéome de surface cellulaire est particulièrement importante, plus de 65 % des médicaments humains actuellement approuvés ciblant les protéines de surface cellulaire3. Le domaine de l’immunothérapie anticancéreuse repose également entièrement sur des antigènes de surface cellulaires spécifiques au cancer pour cibler et éliminer spécifiquement les cellules tumorales4. La protéomique basée sur la spectrométrie de masse peut donc servir d’outil prometteur pour identifier de nouvelles protéines de surface cellulaire en vue d’interventions thérapeutiques.

Cependant, il existe plusieurs limites lors de l’utilisation de méthodes protéomiques conventionnelles pour étudier les cellules tumorales à la recherche de nouvelles cibles protéiques de surface cellulaire. L’une des principales préoccupations est que les protéines de surface ne représentent qu’une très petite fraction du total des molécules de protéines d’une cellule. Par conséquent, des fragments de ces protéines sont masqués par une grande abondance de protéines intracellulaires lors de l’analyse par spectrométrie de masse du lysat de cellules entières5. Cette limitation rend difficile la caractérisation précise du protéome de surface cellulaire avec un flux de travail protéomique traditionnel. Pour relever ce défi, il est nécessaire de développer des moyens d’enrichir les protéines de surface cellulaire à partir du lysat de cellule entière, avant l’analyse sur le spectromètre de masse. L’une de ces méthodes implique l’oxydation et le marquage à la biotine des protéines de surface cellulaire glycosylées dans les cellules intactes, puis l’enrichissement ultérieur de ces protéines biotinylées à partir du lysat avec une extraction de neutravidines, un processus qui a été appelé « capture de surface cellulaire"6. Étant donné que l’on pense que ~85 % des protéines de surface des cellules de mammifères sont glycosylées7, il s’agit d’une méthode efficace pour enrichir le protéome de surface cellulaire à partir du lysat cellulaire entier. Cet article décrit un flux de travail complet, en commençant par des cellules cultivées, pour le marquage de la biotine à la surface des cellules, puis la préparation de l’échantillon pour l’analyse par spectrométrie de masse (Figure 1). Sur plusieurs répétitions, cette méthode fournit une couverture robuste du protéome de surface cellulaire d’un échantillon particulier. L’utilisation de cette méthode pour caractériser le protéome de surface cellulaire des cellules tumorales et saines peut faciliter la découverte de nouveaux antigènes de surface cellulaire afin d’identifier des cibles immunothérapeutiques potentielles 8.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

REMARQUE : Des cellules de plasmocytome AMO1 ont été utilisées pour cette expérience de protéome de surface cellulaire. Le même protocole pourrait également être utilisé pour d’autres types de cellules, y compris un large éventail de lignées cellulaires en suspension et adhérentes9, ainsi que divers types d’échantillons primaires10. Cependant, le nombre de cellules (matériel de départ de l’expérience) doit généralement être optimisé pour une couverture équivalente du protéome. Pour plus de détails sur les matériaux et l’équipement, consultez le Tableau des matériaux. Pour plus de détails sur les tampons et les solutions réactives et leur composition, voir le tableau 1.

1. Marquage de la surface cellulaire avec de la biotine

  1. Compter les cellules cultivées et granuler environ 3,5 × 107 cellules vivantes par centrifugation (5 min à 500 × g, 24 °C).
    REMARQUE : Les cellules du plasmocytome AMO1 ont été passées avec un milieu frais tous les 3 jours avant le prélèvement.
  2. Aspirez le surnageant et remettez la pastille en suspension en ajoutant 1 mL de solution saline tamponnée au phosphate (D-PBS) froide (4 °C) de Dulbecco (sans calcium, sans magnésium), et en pipetant doucement de haut en bas.
  3. Granulez à nouveau les cellules (comme à l’étape 1.1) et répétez l’étape de lavage (étape 1.2) une fois de plus (deux lavages au total).
  4. Après le deuxième lavage, granulez les cellules (comme à l’étape 1.1) et mettez-les en suspension dans 990 μL de D-PBS froid en les pipetant doucement.
  5. Préparez au préalable une solution mère de 160 mM de métaperiodate de sodium (NaIO4). Diviser en aliquotes de 50 μL et conserver à -20 °C jusqu’à 6 mois. Ajouter 10 μL de solution de métaperiodate de sodium de 160 mM à la suspension cellulaire à l’étape 1.4, bien mélanger et incuber sur un rotor bout à bout pendant 20 min à 4 °C.
  6. Une fois l’incubation terminée, granulez les cellules (comme à l’étape 1.1), décantez le surnageant et mettez-le en suspension dans 1 mL de D-PBS froid. Répétez cette étape de lavage deux fois (trois lavages au total). Après le troisième lavage, remettre les cellules en suspension dans 989 μL de D-PBS.
  7. Préparez au préalable une solution mère de 100 mM d’hydrazide de biocytine. Diviser en aliquotes de 50 μL et conserver à -20 °C jusqu’à 6 mois. Ajoutez 1 μL d’aniline et 10 μL de 100 mM d’hydrazide de biocytine dans la suspension cellulaire à l’étape 1.6, mélangez soigneusement et incubez sur un rotor bout à bout pendant 60 min à 4 °C.
  8. Une fois l’incubation terminée, granulez les cellules (comme à l’étape 1.1), décantez le surnageant et mettez-le en suspension dans 1 mL de D-PBS froid. Répétez cette étape de lavage deux fois (trois lavages au total).
  9. Après le troisième lavage, aspirez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pipette et congelez la pastille cellulaire en plaçant le tube dans le liquide N2. Placez la pastille congelée à -80 °C, jusqu’à ce qu’elle soit prête à procéder à la lyse et à l’extraction.

2. Lyse cellulaire et extraction de la biotine

  1. Décongelez la pastille de cellule congelée sur de la glace.
  2. Ajouter 500 μL de tampon de lyse 2x à la pastille, bien mélanger et agiter pour 30 s.
    REMARQUE : Un pipetage vigoureux et un vortex peuvent être nécessaires pour lyser complètement la pastille. Certains débris insolubles (c’est-à-dire l’ADN) sont acceptables, car ils sont éliminés lors de l’étape de sonication suivante.
  3. Sonicer le lysat cellulaire sur de la glace (trois rafales de 20 s chacune, cycle de service de 60 %).
  4. Centrifuger le lysat pour granuler les débris restants (10 min à 17 200 × g à 4 °C).
  5. Pendant que le lysat est en centrifugation, ajoutez 100 μL de billes de résine d’agarose de neutravidine dans une colonne de filtration. Fixez la colonne à un collecteur d’aspiration, appliquez un aspirateur doux et lavez les billes en faisant couler 3 ml de tampon de lavage 1 dessus.
  6. Retirez la colonne de filtration du collecteur à vide, bouchez le fond et ajoutez le lysat cellulaire clarifié à la colonne avec les billes. Coiffez le haut de la colonne et incubez le lysat avec les billes sur un rotor bout à bout pendant 120 min à 4 °C
    REMARQUE : Lorsque vous coiffez le haut de la colonne, maintenez fermement le capuchon inférieur en place, sinon il pourrait se déloger et le lysat cellulaire pourrait fuir pendant l’incubation.
  7. Préparez les tampons de lavage 1, 2 et 3 (environ 5 ml de chaque tampon de lavage par échantillon, reportez-vous au tableau 1) et placez-les dans un bain-marie à 42 °C
  8. Une fois l’incubation du lysat terminée, replacez la colonne de filtration sur le collecteur sous vide, appliquez un aspirateur doux et lavez les billes en faisant couler 5 ml de tampon de lavage 1 dessus.
    REMARQUE : Plus de 5 ml de tampons de lavage peuvent être utilisés pour le lavage ; Un lavage supplémentaire peut réduire l’arrière-plan et la liaison non spécifique sur les billes.
  9. Répétez l’étape de lavage avec 5 ml de tampon de lavage 2.
  10. Répétez l’étape de lavage avec 5 ml de tampon de lavage 3.
  11. Une fois que le tampon de lavage final a coulé entièrement à travers les cordons, retirez la colonne du collecteur. Ajoutez 100 μL de solution « Lyse » aux billes et transférez-les dans un tube de microcentrifugation à faible teneur en protéines de 1,7 mL à l’aide d’une pipette. Faites tourner brièvement le tube pour décanter les billes et retirez 50 μL de la solution sans déranger les billes décantées.
    REMARQUE : Les réactifs de cette étape et de toutes les étapes suivantes utilisent un kit de préparation d’échantillons protéomiques disponible dans le commerce. Le kit offre un flux de travail de préparation d’échantillons optimisé et simplifié. Cependant, ces étapes peuvent également être effectuées indépendamment du kit, à l’aide d’un flux de travail protéomique traditionnel tel que décrit dans Verma et al.9. Si les billes restent collées sur le côté ou au bas de la colonne, laissez les billes qui ont été transférées dans le tube se déposer et utilisez une solution supplémentaire de « Lyse » dans le tube pour transférer les billes restantes.
  12. Placez le tube sur un bloc chauffant/agitateur à 65 °C et secouez à 1 000 tr/min pendant 10 min
    REMARQUE : Cette étape est nécessaire pour la réduction et l’alkylation des résidus de cystéine avant la digestion.

3. Digestion des protéines

  1. Remettre en suspension la trypsine séchée (tube « Digest » dans le kit, conservé à -20 °C) en ajoutant 210 μL de la solution « Resuspension ». Pipetez la solution de haut en bas plusieurs fois pour vous assurer que toute la trypsine séchée est remise en suspension.
  2. Une fois l’incubation terminée, ajoutez 50 μL de la solution de trypsine en suspension aux billes. Incuber le tube à 37 °C en l’agitant à 500 tr/min pendant au moins 90 minutes pour digérer la protéine.
  3. Une fois la digestion terminée, transférez la solution contenant les billes dans une colonne de centrifugation et insérez la colonne dans un tube de microcentrifugation à faible teneur en protéines de 1,7 ml. Faites tourner le tube (500 × g pendant 5 min à température ambiante [RT]) pour séparer la solution peptidique digérée des billes.
    REMARQUE : À ce stade, le traitement PNGase peut être effectué sur les billes une fois qu’elles sont séparées de la solution peptidique, pour éluer les fragments de peptides biotinylés des billes de streptavidine. Cet échantillon peptidique peut ensuite être reporté dans le reste du flux de travail en tant qu’échantillon peptidique secondaire distinct qui peut être analysé et comparé à l’échantillon primaire issu de la trypsinisation sur bille. L’approche PNGase est susceptible de fournir des données complémentaires à la trypsinisation sur billes, compte tenu de la spécificité supplémentaire pour les asparagines N-glycosylées capturées sur la base de la modification de la chaîne latérale détectable par MS12. Cependant, l’inconvénient de cette approche d’élution séquentielle est l’exigence de deux fois plus de temps d’analyse par échantillon de l’instrument du spectromètre de masse.
  4. Ajouter 100 μL de la solution « Stop » pour arrêter la réaction de digestion et acidifier la solution peptidique.

4. Dessalage des peptides

  1. À l’aide d’un adaptateur de tube, placez une colonne de dessalage dans un tube de microcentrifugation à faible teneur en protéines de 1,7 ml. Ajoutez toute la solution peptidique acidifiée dans la colonne. Faites tourner la colonne (3 800 × g pendant 3 min) de manière à ce que la solution s’écoule dans la colonne. Les peptides sont maintenant liés à la colonne ; Jetez le flux continu.
  2. Ajouter 200 μL de solution « Wash 1 » dans la colonne et essorer (3 800 × g pendant 3 min, RT). Jetez le flux continu.
  3. Ajouter 200 μL de solution « Wash 2 » dans la colonne et essorer (3 800 × g pendant 3 min, RT). Jetez le flux continu.
  4. Transférez la colonne dans un nouveau tube de microcentrifugation à faible teneur en protéines de 1,7 mL étiqueté. Ajouter 100 μL de solution « Elute » dans la colonne et essorer (3 800 × g pendant 3 min, RT). Ajouter 100 μL supplémentaires de solution « Elute » dans la colonne et essorer (3 800 × g pendant 3 min, RT). Les peptides sont maintenant élués de la colonne dans le tube.
  5. Placez la solution peptidique dans une centrifugeuse sous vide et laissez-la sécher pendant la nuit. Placez les peptides séchés à -80 °C jusqu’à ce qu’ils soient prêts à quantifier, et analysez-les sur le spectromètre de masse.

5. Resuspension et quantification des peptides

  1. Remettre en suspension les peptides séchés dans 20 μL de solvant A (0,1 % d’acide formique, 2 % d’acétonitrile).
  2. Centrifugez les peptides remis en suspension (17 200 × g pendant 10 min) pour granuler tous les débris insolubles.
  3. Préparer des étalons peptidiques pour le dosage colorimétrique des peptides.
    1. Placer 5 μL de solution mère de peptide à 1 000 mg/mL dans un puits d’une plaque de 96 puits.
    2. Effectuer une dilution en série en sept étapes dans la plaque avec de l’eau désionisée (DI), comme suit, avec 5 μL de chaque étalon par puits : 1 000 mg/mL, 500 mg/mL, 250 mg/mL, 125 mg/mL, 62,5 mg/mL, 31,25 mg/mL et 15,625 mg/mL. Placez 5 μL d’eau DI dans un huitième puits pour le blanc.
  4. Placez 4 μL d’eau DI dans trois puits distincts de la plaque de 96 puits. Ajouter 1 μL de la solution peptidique remise en suspension dans chaque puits, pour un volume total de 5 μL.
    REMARQUE : Lorsque vous pipetez la solution peptidique pour la quantification, pipetez soigneusement à partir du haut de la solution pour éviter de déranger les débris déposés.
  5. Calculez la quantité de réactif de travail nécessaire (45 μL nécessaire par puits). Préparer le volume requis du réactif de travail du test colorimétrique ; vortex le réactif de travail pour assurer un bon mélange des composants.
  6. Ajouter 45 μL du réactif de travail dans chacun des puits d’étalon et d’échantillonnage.
    REMARQUE : Fabriquez les étalons en double exemplaire et utilisez une pipette multicanaux pour assurer une différence minimale dans le moment où le réactif est ajouté dans les puits.
  7. Recouvrez la plaque de papier d’aluminium et laissez incuber à 37 °C pendant 15 min.
  8. Analysez la plaque sur un lecteur de plaques automatisé. Utilisez les valeurs d’absorbance enregistrées pour les échantillons étalons pour générer une courbe standard linéaire. Déterminez l’équation de la courbe standard et de la valeur R2. Si la valeur R2 est raisonnable (≥0,95), utilisez la courbe standard pour déterminer la concentration des peptides remis en suspension, en tenant compte de la dilution quintuple dans la plaque de dosage colorimétrique.

6. Analyse par chromatographie liquide-spectrométrie de masse en tandem (LC-MS/MS) des peptides digérés

  1. Ajuster la concentration des échantillons peptidiques à 0,2 μg/μL en ajoutant le solvant A et transférer 10 μL dans un tube de 0,6 μL à faible liaison protéique.
  2. Placez le tube dans l’échantillonneur automatique LC.
  3. Définissez les paramètres LC et MS/MS, en fonction de Figure 2 et Figure 3.
  4. Injectez 5 μL (1 μg) de l’échantillon peptidique dans la configuration LC-MS/MS pour analyse.
    REMARQUE : Les paramètres LC-MS/MS présentés ici ne sont représentatifs que des illustrations. En fonction de la disponibilité des instruments LC et MS, les utilisateurs peuvent modifier les paramètres du gradient LC et des paramètres MS/MS afin d’obtenir une couverture protéomique profonde. Pour cet article, l’analyse des données MS a été effectuée à l’aide de MaxQuant https://www.maxquant.org/, l’analyse des données secondaires a été effectuée à l’aide de Perseus https://maxquant.net/perseus/ et l’analyse des voies à l’aide de https://reactome.org/.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour cette expérience, nous avons caractérisé le protéome de surface cellulaire d’une lignée cellulaire tumorale en marquant les protéines membranaires N-glycosylées de cellules intactes avec de la biotine, et en enrichissant ces protéines marquées à partir du lysat cellulaire entier avec une extraction de neutravidines (Figure 1). De plus, nous avons effectué une analyse du protéome à l’aide de LC-MS/MS pour caractériser les protéines de surface cellulaire enrichies. Contrairement ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La protéomique basée sur la spectrométrie de masse est un outil puissant qui a permis une caractérisation impartiale de milliers de protéines inconnues à une échelle auparavant impossible. Cette approche nous permet d’identifier et de quantifier les protéines, ainsi que de glaner une gamme d’informations sur les capacités structurelles et de signalisation des cellules et des tissus, en caractérisant la variété de protéines présentes dans un échantillon particulier. Au-delà du profilage global des protéines d’un échantill...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions le Dr Kamal Mandal (Département de médecine de laboratoire, UCSF) pour son aide à la configuration de l’exécution LC-MS/MS, Deeptarup Biswas (BSBE, IIT Bombay) pour son aide pour l’analyse des données, et le Dr Audrey Reeves (Département de médecine de laboratoire, UCSF) pour son aide dans l’analyse des données. Des travaux connexes dans le laboratoire A.P.W. sont soutenus par le NIH R01 CA226851 et le Chan Zuckerberg Biohub. Les figures 1 et 2B ont été réalisées à l’aide de BioRender.com.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Kits
96X iST Sample Preparation KitPreOmicsP.O.00027Proteomics sample preparation kit (Kit de préparation d’échantillons de protéomique). Comprend des réactifs pour la réduction, l’alkylation et la digestion. Incluez également les colonnes de dessalage et les réactifs.  ;
Pierce Quantitative Colorimetric Peptide AssayThermo23275Kit de quantification peptidique. Comprend des étalons peptidiques et des composants de réactifs de travail.
forts
acétonitrileFisherA955-1
Bicarbonate d’ammoniumMillipore Sigma09830-1KG
Hydrazide de biocytineBiotium90060
D-PBS (sans sels de calcium et de magnésium)Installation de culture cellulaire UCSFCCFAL003-225B01
Acide formiqueHoneywell94318
Inhibiteur de protéase et de phosphatase Halt Cocktail à usage uniqueThermo1861280
résine d’agarose à neutravidine haute capacitéThermo29204
Saline tamponnée au phosphateUCSF Installation de culture cellulaireCCFAL001-22J01
Tampon de lyse RIPA, 10xMillipore Sigma20-188
Chlorure de sodiumFisherBP358-212
Métaperiodate de sodiumAlfa Aesar13798
Bleu trypan Colorant (0,4 %)Gibco15250-061
Ultra-pur 0,5 M EDTA, pH 8,0Invitrogen15575-038
Urée (qualité protéomique)VWRM123-1KG
fort>Équipement
TC20 Compteur de cellules automatiséBio-Rad1450102
PrismR MicrocentrifugeuseLabnet InternationalC2500-R-230V
SonicateurVWRBranson Sonifier 240
Collecteur à videPromegaPromega Vac-Man
Shaking HeatblockEppendorf EppendorfThermomixeur C
Rotateur de bout en bout RotateurLabnetRotateur
LCThermoUltimate 3000 HPLC et UHPLC
Q Exactive Plus Hybride Quadrapole Spectromètre de masse OrbitrapThermoIQLAAEGAAPFALGMBDK
Lecteur de microplaquesBiotek BiotekSynergy 2  ;
Concentrateur sous videLabconco7810010
Supplies
1.5 mL Protein LoBind TubesEppendorf22431081
1.7 mL Microcentrifuge Tubes
Colonnes de filtrationBio-Rad7326008
SpinColumns ThermoRéférence 69725
<réglable

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aebersold, R., Mann, M. Mass-spectrometric exploration of proteome structure and function. Nature. 537 (7620), 347-355 (2016).
  2. Aslam, B., Basit, M. B., Nisar, M. A., Khurshid, M., Rasool, M. H. Proteomics: technologies and their applications. Journal of Chromatographic Science. 55 (2), 182-196 (2017).
  3. Bausch-Fluck, D., et al. The in silico human surfaceome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (46), 10988-10997 (2018).
  4. Takahashi, Y., et al. Research advance in tumor specific antigens: A narrative review. AME Medical Journal. 6, 35(2021).
  5. Li, Y., Qin, H., Ye, M. An overview on enrichment methods for cell surface proteome profiling. Journal of Separation Science. 43 (1), 292-312 (2020).
  6. Wollscheid, B., et al. Mass-spectrometric identification and relative quantification of N-linked cell surface glycoproteins. Nature Biotechnology. 27 (4), 378-386 (2009).
  7. Chandler, K. B., Costello, C. C. Glycomics and glycoproteomics of membrane proteins and cell-surface receptors: present trends and future opportunities. Electrophoresis. 37 (11), 1407-1419 (2016).
  8. Ferguson, I. D., et al. The surfaceome of multiple myeloma cells suggests potential immunotherapeutic strategies and protein markers of drug resistance. Nature Communications. 13 (1), 4121(2022).
  9. Karcini, A., Lazar, I. M. The SKBR3 cell-membrane proteome reveals telltales of aberrant cancer cell proliferation and targets for precision medicine applications. Scientific Reports. 12 (1), 10847(2022).
  10. Köhnke, T., et al. Integrated multiomic approach for identification of novel immunotherapeutic targets in AML. Biomarker Research. 10 (1), 43(2022).
  11. Verma, A., Kumar, V., Ghantasala, S., Mukherjee, S., Srivastava, S. Comprehensive workflow of mass spectrometry-based shotgun proteomics of tissue samples. Journal of Visualized Experiments. (177), e61786(2021).
  12. Leung, K. K., et al. Broad and thematic remodeling of the surfaceome and glycoproteome on isogenic cells transformed with driving proliferative oncogenes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 117 (14), 7764-7775 (2020).
  13. Nix, M. A., et al. Surface proteomics reveals CD72 as a target for in vitro-evolved nanobody-based CAR-T cells in KMT2A/MLL1-rearranged B-ALL. Cancer Discovery. 11 (8), 2032-2049 (2021).
  14. Cox, J., et al. Andromeda: a peptide search engine integrated into the MaxQuant environment. Journal of Proteome Research. 10 (4), 1794-1805 (2011).
  15. Waldman, A. D., Fritz, J. M., Lenardo, M. J. A guide to cancer immunotherapy: from T cell basic science to clinical practice. Nature Reviews Immunology. 20 (11), 651-668 (2020).
  16. Hosen, N., et al. The activated conformation of integrin β7 is a novel multiple myeloma-specific target for CAR T cell therapy. Nature Medicine. 23 (12), 1436-1443 (2017).
  17. Costa, A. F., Campos, D., Reis, C. A., Gomes, C. Targeting glycosylation: A new road for cancer drug discovery. Trends in Cancer. 6 (9), 757-766 (2020).
  18. Gundry, R. L., Boheler, K. R., Van Eyk, J. E., Wollscheid, B. A novel role for proteomics in the discovery of cell-surface markers on stem cells: Scratching the surface. Proteomics. Clinical Applications. 2 (6), 892-903 (2008).
  19. Itzhak, D. N., et al. A mass spectrometry-based approach for mapping protein subcellular localization reveals the spatial proteome of mouse primary neurons. Cell Reports. 20 (11), 2706-2718 (2017).
  20. Kirkemo, L. L., et al. Cell-surface tethered promiscuous biotinylators enable comparative small-scale surface proteomic analysis of human extracellular vesicles and cells. eLife. 11, 73982(2022).
  21. Wojtkiewicz, M., Berg Luecke, L., Kelly, M. I., Gundry, R. L. Facile preparation of peptides for mass spectrometry analysis in bottom-up proteomics workflows. Current Protocols. 1 (3), 85(2021).
  22. Välikangas, T., Suomi, T., Elo, L. L. A comprehensive evaluation of popular proteomics software workflows for label-free proteome quantification and imputation. Briefings in Bioinformatics. 19 (6), 1344-1355 (2018).
  23. Cox, J., Mann, M. MaxQuant enables high peptide identification rates, individualized p.p.b.-range mass accuracies and proteome-wide protein quantification. Nature Biotechnology. 26 (12), 1367-1372 (2008).
  24. Bausch-Fluck, D., et al. A mass spectrometric-derived cell surface protein atlas. PLoS One. 10 (3), 0121314(2015).
  25. Griss, J., et al. ReactomeGSA-efficient multi-omics comparative pathway analysis. Molecular & Cellular Proteomics. 19 (12), 2115-2125 (2020).
  26. Waas, M., et al. SurfaceGenie: a web-based application for prioritizing cell-type-specific marker candidates. Bioinformatics. 36 (11), 3447-3456 (2020).
  27. Mellacheruvu, D., et al. The CRAPome: a contaminant repository for affinity purification-mass spectrometry data. Nature Methods. 10 (8), 730-736 (2013).
  28. van Oostrum, M., et al. Classification of mouse B cell types using surfaceome proteotype maps. Nature Communications. 10 (1), 5734(2019).
  29. Berg Luecke, L., Gundry, R. L. Assessment of streptavidin bead binding capacity to improve quality of streptavidin-based enrichment studies. Journal of Proteome Research. 20 (2), 1153-1164 (2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cell Surface ProteomeSurfaceome AnalysisCell Surface CaptureMass Spectrometry ProteomicsMembrane Protein EnrichmentPlasma Membrane ProteinsLabel Free QuantificationLiquid ChromatographyPeptide QuantificationTargeted Proteomics

Related Articles