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Les interactions biomoléculaires sont des acteurs clés des processus biologiques et constituent donc un aspect fondamentalement important des sciences de la vie. Les techniques de fluorescence sont devenues l’une des méthodes les plus puissantes et les plus largement appliquées pour étudier et comprendre ces processus. Les approches de fluorescence in vitro offrent le potentiel de détection en temps réel des interactions moléculaires extra- et intracellulaires, ce qui constitue un avantage majeur par rapport aux autres approches. Il a été utilisé pour une variété d’interactions protéine-protéine, protéine-acide nucléique et protéine-membrane, qui jouent un rôle crucial dans la régulation des processus cellulaires.
Cette collection donne un aperçu des diverses techniques et applications basées sur la fluorescence pour l’étude des interactions biomoléculaires et élargit notre compréhension des processus cellulaires.
Reiser et al.1 décrivent une méthode à haut débit pour analyser la cinétique cellulaire de cellules individuelles via l’acquisition et le traitement automatisés d’images (Live Cell Imaging on Single Cell Arrays [LISCA]). À l’aide de cette technique, les rapporteurs fluorescents fournissent une lecture résolue dans le temps de divers processus biologiques indépendants tels que l’expression génique d’une cellule unique après transfection, la réponse cellulaire dans les cascades de signalisation, les événements apoptotiques ou la différenciation des cellules souches. Les auteurs effectuent l’imagerie dans des réseaux de cellules isolés à l’aide de la microscopie à balayage time-lapse, ce qui permet d’obtenir des centaines de trajectoires de cellules uniques et suffisamment de données pour l’analyse statistique. Les traces temporelles de fluorescence d’une seule cellule aideront les chercheurs à mieux comprendre les mécanismes d’administration des gènes et à résoudre l’hétérogénéité cellulaire, une caractéristique des systèmes biologiques complexes normalement dictés par des fluctuations intrinsèques.
Konate et al.2 rapportent une méthode biophysique pour caractériser l’interaction, la perturbation et/ou la perméabilisation des peptides interagissant avec la membrane. Dans leur protocole, ils décrivent précisément les différentes étapes de formulation et de purification des liposomes et de caractérisation des fuites de fluorescence. La méthode est appliquée avec un peptide pénétrant dans les cellules (CPP) appelé WRAP en association avec un petit ARN interférent (siRNA) ou combiné à un peptide thérapeutique puissant (iCAL36) et est comparée au CPP bien connu, la pénétrine. Cette technique présente de multiples avantages. Il est rapide et simple à mettre en œuvre. Il permet un contrôle étroit de la composition de la membrane lipidique pour imiter différents types de membranes cellulaires. Les fluorophores peuvent être adaptés en fonction du peptide d’intérêt et de ses propriétés de fuite membranaire. Enfin, l’échantillon est extrêmement stable après préparation. La polyvalence de la technique en fait une approche utile pour sonder diverses questions biologiques concernant les dommages cellulaires ou l’administration de médicaments.
La présence de phosphatidylsérine (PS) dans les membranes cellulaires des mammifères est importante dans différents processus de signalisation tels que l’apoptose cellulaire ou dans le recrutement de protéines pour la réparation membranaire. Le transfert et les modifications de la distribution du PS à la surface des membranes plasmiques sont une question clé qu’Ikhlef et al.3 abordent dans leur article. Ils décrivent un protocole permettant de mesurer en temps réel le transport et l’échange de lipides PS et PI-4-P par la protéine de levure recombinante Osh6p. La méthode utilise des capteurs fluorescents pour détecter si une protéine de transfert de lipides (LTP) extrait ou transfère des lipides dans des membranes artificielles le long d’un gradient entre les vésicules lipidiques. Ce protocole permet de travailler avec des lipides non marqués pour permettre la liaison correcte des lipides à la LTP. De plus, une meilleure résolution temporelle est obtenue par rapport aux méthodes conventionnelles, telles que les tests basés sur la radioactivité ou la spectrométrie de masse. Cette méthode aidera les chercheurs à mieux comprendre l’extraction et l’échange de lipides entre différents organites et membranes.
Le transfert d’énergie par résonance de Förster (FRET) est une méthode puissante pour étudier les systèmes biomoléculaires. Cette technique peut être appliquée à des molécules uniques (par exemple, smFRET) et permet de mesurer des distances absolues au sein des biomolécules. Abdelhamid et al.4 présentent un protocole étape par étape sur la façon d’effectuer smfBox, une configuration confocale récemment développée capable de mesurer l’efficacité FRET entre deux colorants sur des molécules uniques en libre diffusion. Ils montrent comment mettre en œuvre et utiliser la technique smFRET, de la préparation de l’échantillon à la configuration de l’instrument, en passant par l’alignement, l’acquisition de données et l’analyse. De plus, ils décrivent comment déterminer les facteurs de correction requis pour des mesures de distance précises dérivées de FRET. Ici, la méthode est appliquée à des duplex d’ADN en libre diffusion et peut être étendue à un large éventail d’applications telles que l’étude des changements de conformation des protéines ou des interactions protéine-ADN.
Les processus biologiques impliquent des interactions biomoléculaires très diverses et nombreuses qui laissent amplement d’espace pour le développement de nouveaux tests ou capteurs basés sur la fluorescence. Cette collection offre aux chercheurs un aperçu des innovations et des développements dans les méthodes basées sur la fluorescence. Chaque article met en lumière une méthode différente basée sur la fluorescence, soulignant à quel point les tests fluorescents sont devenus importants et polyvalents. La collection décrit ces méthodes et encourage ainsi leur utilisation à grande échelle parmi différents groupes et domaines de recherche.