Les arthropodes hématophages tels que les moustiques, les tiques et les phlébotomes transmettent plusieurs agents pathogènes médicalement pertinents, dont beaucoup sont sous-étudiés et manquent de traitements adéquats. Par conséquent, la prévention de la transmission de maladies nécessite souvent de cibler l’arthropode1. Par exemple, la gestion intégrée des vecteurs (GIV) est un cadre complet qui vise à accroître l’efficacité des méthodes traditionnelles de lutte antivectorielle, telles que les insecticides, en les augmentant avec des méthodes plus innovantes telles que la lutte génétique2. Cette collection spéciale met en lumière un large éventail d’arthropodes transgéniques générés pour étudier et contrôler les maladies à transmission vectorielle, ainsi que les compétences techniques et créatives nécessaires pour développer de tels organismes génétiquement modifiés.
Les relations arthropode-pathogène-hôte évoluent au fil des années pour façonner la génétique de toutes les espèces touchées 3,4,5. Les systèmes modèles sont généralement inadéquats pour étudier les arthropodes hématophages, car leur biologie et leurs comportements sont spécifiques à l’espèce. Les entomologistes moléculaires doivent recréer les environnements complexes qui permettent l’alimentation et la reproduction du sang afin que les espèces individuelles puissent être régulièrement maintenues et étudiées en laboratoire dans des conditions contrôlées. L’élevage d’arthropodes hématophages nécessite à la fois une expertise biologique et « l’attention méticuleuse d’individus qualifiés »6. Pour cette raison, il n’est pas étonnant que la biologie vectorielle soit à l’avant-garde de l’innovation génétique.
Bien que ce numéro spécial couvre la génération d’arthropodes transgéniques dans divers genres, un thème central émerge : le processus nécessite une attention particulière aux détails, une compréhension aiguë de la biologie de l’organisme et un état d’esprit inventif. Louradour et al.7 mettent en évidence les défis liés à l’adaptation des techniques de microinjection embryonnaire aux vecteurs des parasites Leishmania , à savoir les phlébotomes, qui pondent de très petits œufs. Les œufs fraîchement pondus sont transférés sur des morceaux individuels de papier filtre noir sur une lame de microscope avec une lamelle de protection et sont soigneusement alignés pour la micro-injection. Le taux d’humidité, la qualité des matériaux préparés et le soin avec lequel le processus est effectué ne sont que quelques-unes des variables qui déterminent le succès de la technique. La micro-injection d’œufs de tiques dures présente un ensemble distinct de défis : une épaisse couche de cire externe sur les embryons, un chorion dur et une pression intra-ovale élevée8. Sharma et al. décrivent des procédures chez Ixodes scapularis qui surmontent ces obstacles en enlevant la couche de cire, en ramollissant le chorion et en desséchant les œufs8. Il s'agit notamment de l'ablation de l'organe du Gené (glande cireuse) des femelles pondeuses, de la collecte des œufs dans les 24 heures suivant la ponte, puis de la mise en place des œufs dans une solution de chlorure de sodium à 1 % (p/v) pendant environ 1 h avant d'en injecter8.
Il est possible de contourner les micro-injections embryonnaires en injectant aux nymphes ou aux adultes la machinerie qui modifie ou réduit au silence les gènes. Benetta et al. décrivent cette technique à l’aide de deux méthodes d’administration d’ovaires – la transduction ovarienne médiée par les récepteurs (ReMOT Control) ou les capsules peptidiques amphiphiles ramifiées (BAPC) – ainsi que deux stratégies d’injection (soit un Femtojet, soit un tube d’aspiration) dans la guêpe parasite Nasonia vitripennis9. Les pupes ont été alignées et fixées à une lame de microscope avec de la colle pour faciliter le processus d’injection et réduire la mortalité9. Les adultes, quant à eux, ont été anesthésiés sur de la glace afin que l’utilisateur puisse soutenir la femelle avec des pinces pendant l’injection abdominale.
En plus de l’édition de gènes médiée par CRISPR/Cas9, ce numéro couvre d’autres technologies de génie génétique utilisées chez les arthropodes, y compris la recombinase φC31 dirigée et GAL4-UAS. Le premier, décrit par Adolfi et al., réalise l’intégration dirigée par site d’une cargaison transgénique flanquée d’attB pour une intégration unique ou un échange de cassettes médié par la recombinase chez les vecteurs du paludisme Anopheles gambiae et Anopheles stephensi10. Cette technologie permet une insertion dirigée dans des lignées d’amarrage qui ont déjà été établies, ce qui simplifie la validation en évitant les effets de position et les schémas d’accouplement en aval nécessaires à une lignée génétique stable10. L’autre technique, le système bipartite GAL4-UAS, est utilisée par Poulton et al. pour générer des Anopheles gambiae transgéniques qui expriment des cassettes de transgènes d’une manière spatio-temporelle et spécifique aux tissus, même au prix de coûts de fitness sévères11. En raison de sa flexibilité, ce système permet aux chercheurs d’examiner les phénotypes et de déduire des fonctions géniques qui pourraient être impossibles autrement.
En effet, le fret transgénique confère souvent des coûts de fitness à l’arthropode ; par conséquent, Williams et al. ont établi des protocoles simples pour mesurer les coûts de fitness chez les moustiques transgéniques Aedes aegypti 12. Il s’agit notamment de la fécondité, de la taille et de la forme des ailes, de la fertilité, du rapport des sexes, de la viabilité, des temps de développement, de la contribution des mâles et de la longévité des adultes12. De telles mesures de fitness peuvent être utilisées pour comparer la santé des moustiques transgéniques générés dans les études ou pour modéliser le taux de fixation des transgènes dans des modèles mathématiques.
Les détails méthodologiques de ces manuscrits sont illustrés visuellement pour faciliter la reproduction. Une variété de techniques moléculaires et entomologiques sont présentées : sexage et dépistage des pupes de moustiques pour les marqueurs fluorescents11,12 ; combinaison et purification des mélanges de plasmides φC31 donneurs et auxiliaires10 ; injection intra-abdominale de guêpes Jeweladultes 9 ; aligner les œufs de phlébotomes pour la micro-injection7 ; et l’ablation des glandes cirelièresdes tiques 8. Compte tenu de l’étendue des techniques couvertes dans ce numéro spécial, les amateurs et les experts sont invités à entrevoir les fondements de la génération d’arthropodes génétiquement modifiés. Ces techniques sont à la base de l’étude de la physiologie des arthropodes et des interactions vecteur-pathogène, qui sont essentielles pour développer de nouvelles stratégies visant à réduire les maladies à transmission vectorielle.