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Les approches protéomiques peuvent inclure la détection et la quantification des peptides, des protéines et des modifications post-traductionnelles spécifiques (PTM) présents à un certain état cellulaire, ainsi que des protéines qui se regroupent dans des organites spécifiques ou des complexes de protéines macromoléculaires. La protéomique est un domaine diversifié qui peut être divisé en flux de travail généraux et quantitatifs. La protéomique quantitative se concentre sur la détermination de la quantité de protéines ou de protéines PTM dans un échantillon. La question biologique doit être prise en compte avant d’effectuer toute expérience de protéomique afin de déterminer la méthode de préparation d’échantillon, de séquençage et d’analyse des données la plus appropriée nécessaire pour répondre à la question. Les protéines sont très dynamiques et les spectromètres de masse sont sensibles au séquençage des protéines plus abondantes par rapport aux PTM moins abondantes ; Par conséquent, le choix des flux de préparation et de séquençage des échantillons est essentiel. Cette collection de méthodes décrit des approches pour quantifier certains types de protéines à l’aide de méthodes MS de pointe et fournit un flux de travail d’analyse de données pour les réseaux de protéines.
La peptidomique est l’étude des peptides générés naturellement au cours de processus cellulaires normaux ainsi que dans des conditions pathologiques, et cette approche était historiquement limitée à la quantification basée sur les anticorps jusqu’à ce que la chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse et les processus d’extraction de peptides atteignent leur état actuel1. Ces avancées, ainsi que l’application de l’inactivation thermique des protéases endogènes, permettent désormais l’identification et la quantification de centaines de peptides intracellulaires. Dans Correa et al.2, les auteurs décrivent un flux de préparation d’échantillons, qui comprend l’inactivation thermique, l’extraction de peptides dans des conditions douces pour préserver les liaisons peptidiques et la quantification relative par marquage isotopique stable des amines. Les auteurs ont mis au point une approche peu coûteuse qui pourrait permettre l’identification et la quantification de peptides natifs et biologiquement actifs à partir de cultures cellulaires et d’échantillons de tissus. Cette approche pourrait être utilisée pour découvrir des biomarqueurs peptidiques spécifiques à une maladie, des peptides antimicrobiens ou des cibles pour un développement thérapeutique futur.
Les progrès réalisés dans les approches de spectrométrie de masse et de bioinformatique permettent désormais la caractérisation détaillée de protéomes provenant de diverses sources de matériel biologique3. Déchiffrer la signification biologique à partir des modèles d’expression protéomique dans ces échantillons complexes reste un défi important dans le domaine. Pour relever ce défi, Vanderwall et al. présentent JUMPn, un programme de biologie des systèmes et son flux de travail associé qui organise les données protéomiques en modules (c’est-à-dire des complexes protéiques) qui relient les grappes de co-expression de protéines avec des nœuds de réseau d’interaction protéine-protéine (IPP) associés4. Les auteurs évaluent l’efficacité de cet outil à l’aide d’ensembles de données protéomiques existants ainsi que de données simulées et démontrent son utilité pour faciliter l’interprétation biologique d’ensembles de données protéomiques complexes. Leurs résultats montrent que cette approche peut être utilisée pour mesurer l’activation du facteur de transcription et de la cascade de kinases, démontrant ainsi son utilité pour identifier les facteurs de maladie humaine et pour d’autres études tentant de déterminer les mécanismes biologiques à partir de données protéologiques profondes.
Les pyrophosphates d’inositol (PP-InsPs) se trouvent dans toutes les cellules eucaryotes où ils fonctionnent comme des molécules de signalisation métabolique et régulent divers processus5. Historiquement, en raison des propriétés physiques et de la faible abondance des PP-InsP, l’analyse a été limitée à l’utilisation de traceurs radioactifs, qui sont coûteux et nécessitent des soins et un stockage particuliers. Comme alternative, Qiu et al. ont développé un protocole permettant une quantification absolue à haut débit des pyrophosphates d’inositol à partir de cultures cellulaires ou de matériel source tissulaire par spectrométrie de masse par électrophorèse capillaire couplée à l’ionisation par électronébulisation (CE-ESI-MS)6. Dans leur rapport, ils montrent comment cette approche peut être utilisée pour profiler tous les PP-InsP présents dans un échantillon, résoudre les espèces et identifier les régioisomères afin d’identifier les changements spatiaux et temporels dans diverses conditions et états pathologiques.
Une grande partie des processus cellulaires sont contrôlés par la phosphorylation des protéines, et les erreurs dans ces voies de signalisation sont associées à de nombreux états pathologiques différents7. Cependant, il existe encore des lacunes importantes dans la compréhension de l’ensemble des mécanismes qui régulent les protéines phosphatases et kinases dans différents types de cellules et dans diverses conditions. Pour combler ces lacunes dans la compréhension, Smolen et al. introduisent un nouveau flux de travail utilisant des billes d’inhibiteur de phosphatase couplées à la spectrométrie de masse (PIB-MS)8. À l’aide d’un inhibiteur non sélectif de la phosphoprotéine phosphatase, la microcystine-LR, couplé à des billes de tosépharose, les auteurs sont en mesure d’enrichir ces protéines cibles. De plus, en utilisant des conditions de lavage douces pour éliminer les confinements non spécifiques, ils ont également pu capturer des interacteurs protéiques. Ils montrent comment cette approche peut être utilisée pour identifier et quantifier les phosphoprotéines phosphatases, leur état de phosphorylation et les interactions potentielles protéine-protéine dans la culture cellulaire et les tissus.
Les progrès réalisés dans les méthodes de préparation des échantillons, telles que les stratégies de quantification des peptides endogènes, l’enrichissement des phosphatases et des kinases, les interactions protéiques et les pyrophosphates d’inositol, élargissent la base de connaissances sur la dynamique des protéines dans les processus biologiques. L’avancement des spectromètres de masse, tels que l’acquisition indépendante des données, contrairement à l’acquisition dépendante des données, permet une plus grande profondeur de la capacité de séquençage pour identifier les peptides de telle sorte que les peptides les plus abondants ne masquent pas les peptides moins abondants lors de la collecte des données, ce qui permet d’identifier d’autres classes de protéines. Les spectromètres de masse timsTOF contribueront à faire avancer l’avenir en intégrant la mobilité ionique en plus de la chromatographie liquide comme séparation supplémentaire des peptides pour permettre un séquençage encore plus profond et une plus grande chance de détecter des peptides à partir des stratégies de préparation d’échantillons décrites dans cette collection. Le domaine de la protéomique continuera de progresser grâce aux nouvelles méthodologies de préparation d’échantillons, aux progrès des spectromètres de masse pour l’acquisition de données et aux outils d’analyse bioinformatique, tels que JUMPn, pour comprendre les complexités et la fonction biologiques.