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Le glycogène, un polymère de glucose ramifié, joue un rôle important dans le métabolisme énergétique chez les procaryotes et les eucaryotes. Dans des conditions de limitation des nutriments, les bactéries et les levures utilisent le glycogène pour la survie cellulaire1. Chez les mammifères, le glycogène joue un rôle spécifique aux tissus, notamment une utilisation locale dans les muscles pour alimenter la contraction et dans le foie pour réguler la glycémie2. La synthèse du glycogène est catalysée par la glycogène synthase, qui relie les résidus de glucose via des liaisons alpha 1,4, et l’enzyme ramifiée, qui forme des liaisons alpha 1,6, créant ainsi des ramifications dans la macromolécule de glycogène. L’utilisation de cette réserve d’énergie est facilitée par la glycogène phosphorylase en conjonction avec l’enzyme de débranchement, ce qui entraîne le remodelage du glycogène et la libération de glucose-1-P. La structure du glycogène, y compris la taille des particules et la ramification, est intéressante en partie parce que la ramification a un impact sur la solubilité du glycogène, la taille des particules de glycogène a un impact sur leur taux de dégradation et l’instabilité structurelle du glycogène a été impliquée dans le diabète. De plus, l’étude de la localisation subcellulaire du glycogène est importante dans des tissus comme les muscles pour obtenir des informations sur le rôle de ce carburant pendant l’exercice.
L’accumulation de glycogène est contrôlée par les activités relatives des enzymes synthétisant le glycogène et de celles qui dégradent la macromolécule. Wilson3 décrit des techniques pour mesurer l’activité enzymatique de la glycogène synthase, de la glycogène phosphorylase, de l’enzyme ramifiée et de l’enzyme débranchante. Ces méthodes biochimiques mesurent la production ou la consommation de NADH/NADPH ou le changement colorimétrique à l’aide d’un spectrophotomètre. Il s’agit d’approches évolutives qui permettent de contourner le coût élevé, l’équipement spécialisé et le fardeau réglementaire associés à la méthode plus sensible qui utilise des radio-isotopes. Les méthodes décrites sont les plus appropriées pour mesurer l’activité enzymatique avec des enzymes purifiées, bien qu’avec une dilution homogénate suffisante et des contrôles appropriés, elles aient été utilisées avec des échantillons de tissus. Wilson3 décrit également un test colorimétrique simple pour mesurer la ramification du glycogène. Bien que cette méthode fournisse moins d’informations sur la structure fine du glycogène que les techniques de séparation plus laborieuses, elle fournit une mesure simple et rapide des degrés relatifs de ramification.
Fermont et al.4 décrivent l’utilisation de l’électrophorèse des glucides assistée par fluorophore (FACE), une méthode pour déterminer la distribution de la longueur de la chaîne (CLD), qui est le reflet de la taille des particules de glycogène et du pourcentage de ramification. La structure du glycogène a un impact sur la capacité des bactéries à survivre à la famine, et le glycogène anormal s’accumule dans plusieurs maladies de stockage du glycogène, soulignant ainsi l’importance des méthodes pour étudier la taille et la ramification de cette source de carburant. FACE implique l’amination réductrice d’un groupe hémiacétal avec de l’acide trisulfonique 8-amino 1,3,6 pyrène (APTS). En plus de fournir des informations sur la CLD, FACE est utile pour mesurer les propriétés catalytiques des enzymes ramifiées de diverses sources. La technique concurrente primaire, HPAEC-PAD, a l’avantage de ne pas nécessiter d’extrémités non réductrices, mais cette technique présente un problème de biais de masse.
Le degré de ramification et la taille des particules de glycogène sont deux caractéristiques importantes du polymère de glucose. Il a été observé à l’aide de la microscopie électronique que le glycogène existe en trois structures : les particules bêta sphériques (~20 nm), qui comprennent plusieurs particules gamma (3 nm), et les particules alpha plus grandes en forme de rosette (~300 nm) composées de particules bêta5. Les méthodes traditionnelles d’isolement du glycogène sont suffisantes pour mesurer la concentration de glycogène, mais elles compromettent la structure fine du glycogène, ce qui signifie que le développement d’une technique plus douce est nécessaire. Une extraction à l’eau froide par centrifugation par gradient de densité de saccharose est décrite pour utilisation chez les bactéries par Wang, Wang et al.6. Cette technique est supérieure aux autres méthodes pour préserver à la fois les molécules de glycogène plus grosses, mesurées par chromatographie d’exclusion stérique (SEC), et les chaînes plus longues, mesurées par électrophorèse capillaire assistée par fluorophore (FACE)6. Wang, Liu et al.7 appliquent également une méthode similaire au foie. L’importance de comprendre la structure du glycogène est démontrée par un rapport récent montrant que, dans le diabète, les particules alpha du glycogène hépatique sont « fragiles », ce qui entraîne une dégradation plus rapide par rapport aux particules alpha stables, ce qui pourrait avoir un impact sur le contrôle de la glycémie. Les limites de ces méthodes d’isolement basées sur le gradient de saccharose comprennent la perte de glycogène dans le surnageant, qui peut être atténuée par une concentration plus faible de saccharose, et la dégradation enzymatique d’une partie du glycogène en raison des conditions douces utilisées. Ce dernier est atténué par une brève étape d’ébullition, bien que cela perturbe les protéines associées.
Enfin, Jensen et al.8 décrivent l’utilisation de la microscopie électronique à transmission (MET) pour imager la distribution subcellulaire du glycogène et la taille des particules dans les fibres musculaires squelettiques uniques. Cette méthode est la seule disponible pour l’étude des pools de glycogène sous-sarcolemmal, intermyofibrillaire et intramyofibrillaire et a été utilisée sur des tissus musculaires provenant de divers animaux. Comme certains processus subcellulaires utilisent préférentiellement le glycogène comme carburant, il est important de caractériser l’emplacement de ces réserves de carburant. De plus, cette méthode permet d’examiner le métabolisme du glycogène dans différents types de fibres musculaires, ce qui est important dans l’exercice, où la fatigue ne dépend du glycogène que dans certaines fibres. L’une des limites de la méthode TEM est l’incapacité de détecter les petites particules de glycogène, ce qui est particulièrement préoccupant dans les conditions où le glycogène est dégradé, comme lors de la contraction musculaire.
En conclusion, cette collection de méthodes fournit un échantillon des techniques utilisées pour sonder la structure du glycogène et les enzymes qui régulent l’anabolisme et le catabolisme de cette macromolécule. Ces méthodes contribueront grandement à améliorer notre compréhension du métabolisme du glycogène dans des conditions physiologiques et pathologiques.