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Article de méthode

Cartographie optique à double colorant des cœurs de souris knock-in RyR2R2474S de tachycardie ventriculaire polymorphe catécholaminergique

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DOI :

10.3791/65082

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22 décembre 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Medical Electrophysiology of Ministry of Education, Collaborative Innovation Center for Prevention and Treatment of Cardiovascular Disease, Institute of Cardiovascular Research, Southwest Medical University, 2Department of Cardiology, the Affiliated Hospital of Southwest Medical University, 3Department of Cardiology, Union Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 4Department of Pharmacology, University of Oxford

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole introduit une cartographie optique à double colorant des cœurs de souris obtenus à partir d’animaux de type sauvage et knock-in atteints de tachycardie ventriculaire polymorphe catécholaminergique, y compris des mesures électrophysiologiques de la tension transmembranaire et des transitoires intracellulaires Ca2+ avec une haute résolution temporelle et spatiale.

Résumé

La tachycardie ventriculaire polymorphe catécholaminergique (TVPC) se manifeste par des épisodes de tachycardie ventriculaire polymorphe à la suite d’une activité physique, d’un stress ou d’un défi aux catécholamines, qui peuvent se détériorer en fibrillation ventriculaire potentiellement mortelle. Le cœur de souris est une espèce répandue pour modéliser les maladies arythmiques cardiaques héréditaires, y compris la TVPC. La cartographie optique simultanée du potentiel transmembranaire (Vm) et des transitoires calciques (CaT) à partir de cœurs de souris perfusés par Langendorff a le potentiel d’élucider les mécanismes sous-jacents à l’arythmogenèse. Par rapport à l’étude au niveau cellulaire, la technique de cartographie optique peut tester certains paramètres électrophysiologiques, tels que la détermination de l’activation, de la vitesse de conduction, de la durée du potentiel d’action et de la durée du CaT. Cet article présente le dispositif d’instrumentation et la procédure expérimentale pour la cartographie optique à haut débit du CaT et de la Vm dans des cœurs murins de type sauvage et hétérozygote RyR2-R2474S/+, combinés à une stimulation électrique programmée avant et pendant le défi isoprotérénol. Cette approche a démontré une méthode réalisable et fiable pour étudier mécanistiquement la maladie CPVT dans une préparation ex vivo de cœur de souris.

Introduction

La tachycardie ventriculaire polymorphe catécholaminergique héréditaire (TVPC) se manifeste par des épisodes de tachycardie ventriculaire polymorphe (TVP) à la suite d’une activité physique, d’un stress ou d’une provocation aux catécholamines, qui peuvent se détériorer en fibrillation ventriculaire potentiellement mortelle 1,2,3,4 . Des preuves récentes à la suite de son premier rapport en tant que syndrome clinique en 1995 ont impliqué des mutations dans sept gènes, tous impliqués dans la libération de Ca 2+ dans le stockage réticulaire sarcoplasmique (SR) dans cette condition : le récepteur RYR2 codant pour la ryanodine 2 (RyR2) le plus fréquemment rapporté des canaux de libération de Ca2+5,6, FKBP12.67, CASQ2 codant pour la calséquestrinecardiaque 8, TRDN codant pour la protéine jonctionnelle SR triadine 9, et CALM1 9, CALM2 10 et CALM3 codant de manière identique pour la calmoduline11,12. Ces profils génotypiques attribuent les événements arythmiques à la libération pathologique non régulée de SR stock Ca2+12.

La libération spontanée de Ca 2+ par SR peut être détectée sous forme d’étincelles de Ca 2+ ou d’ondes de Ca 2+, ce qui active l’échangeur Na+/Ca 2+ (NCX). L’échangeur d’un Ca2+ pour trois Na+ génère un courant entrant, qui accélère la dépolarisation diastolique et conduit la tension membranaire jusqu’au seuil du potentiel d’action (PA). Chez les souris knock-in RyR2, l’activité accrue de RyR2R4496C dans le nœud sino-auriculaire (SAN) conduit à une diminution inattendue de l’automaticité du SAN par une diminution dépendante du Ca 2+ de l’épuisement de l’ICa,L et du SR Ca2+ pendant la diastole, identifiant des altérations physiopathologiques subcellulaires contribuant au dysfonctionnement du SAN chez les patients atteints de CPVT13,14. L’apparition des ondes cytosoliques Ca 2+ cardiomyocytaires associées est plus probable après l’augmentation du cytosolique de fond [Ca2+] à la suite de la sensibilisation RyR par la catécholamine, y compris l’isoprotérénol (ISO).

Les changements cinétiques détaillés dans la signalisation du Ca 2+ après la libération de Ca2+ médiée par RyR2 en réponse à l’activation du potentiel d’action (PA) qui pourrait être la cause des arythmies ventriculaires observées dans les modèles de CPVT cardiaque intacts restent à déterminer pour l’ensemble des génotypes RyR2 rapportés12. Cet article présente le dispositif d’instrumentation et la procédure expérimentale pour la cartographie à haut débit des signaux Ca2+ et des potentiels transmembranaires (Vm) dans les cœurs murins de type sauvage (WT) et hétérozygotes RyR2-R2474S/+, combinés à une stimulation électrique programmée avant et après le défi isoprotérénol. Ce protocole fournit une méthode pour l’étude mécanistique de la maladie CPVT dans des cœurs de souris isolés.

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Protocole

Des souris mâles de type sauvage âgées de 10 à 14 semaines ou des souris RyR2-R2474S/+ (fond C57BL/6) pesant 20 à 25 g sont utilisées pour les expériences. Toutes les procédures ont été approuvées par le comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université médicale du Sud-Ouest, Sichuan, Chine (approbation NO :20160930) conformément aux directives nationales en vertu desquelles l’institution fonctionne.

1. Préparation

  1. Solutions de gestion des stocks
    1. Solution mère de blebbistatine : Ajouter 1 mL de diméthylsulfoxyde à 100 % (DMSO) dans le flacon d’origine contenant 2,924 mg de (-) poudre de blebbistatine pour atteindre une concentration de 10 mM.
    2. Indicateur de tension RH237 solution mère : Ajouter 1 mL de DMSO à 100 % dans le flacon d’origine avec 1 mg de poudre RH237 pour obtenir une concentration de 2,01 mM.
    3. Solution mère Rhod-2 AM pour indicateur de calcium : Ajouter 1 mL de DMSO à 100 % dans 1 mg de poudre Rhod-2 AM pour atteindre une concentration de 0,89 mM.
    4. Solution mère de Pluronic F127 : Ajouter 1 mL de DMSO à 100 % dans 200 mg de Pluronic F127 pour atteindre une concentration de 20 % p/v (0,66 mM).
    5. Aliquotez les solutions mères dans des tubes PCR de 200 μL dans des tubes de 21 à 51 μL (21 μL de RH237, 31 μL de Rhod-2 AM et 51 μL de blebbistatine) à usage simple ou double afin d’éviter la congélation et la décongélation répétées. Ensuite, enveloppez les solutions dans du papier d’aluminium et conservez-les à -20 °C, à l’exception de la solution mère Pluronic F127 placée dans une pièce sombre à température ambiante.
  2. Solution de perfusion
    1. Solution de Krebs (en mM) : Préparer 1 L de solution de Krebs (NaCl 119, NaHCO3 25, NaH 2 PO 4 1,0, KCl4,7, MgCl 2 1,05, CaCl2 1,35 et glucose 10).
    2. Filtrer la solution à l’aide d’un filtre à aiguille aseptique de 0,22 μm et oxygéner avec 95 % d’O 2/5 % de CO2.
    3. Prélever 40 mL de solution de Krebs dans un tube centrifuge de 50 mL et le conserver à 4 °C pour un isolement cardiaque de suivi.
  3. Le système de perfusion Langendorff et le dispositif de cartographie optique
    1. Mise en place du système de perfusion Langendorff.
      1. Allumez le bain-marie et réglez la température à 37 °C.
      2. Lavez le système de perfusion Langendorff avec 1 L d’eau déminéralisée.
      3. Perfuser la solution à partir du conduit d’admission et ajuster le débit de sortie à 3,5-4 mL/min. Ensuite, oxygéner le perfusat avec du gaz O 2/CO2 (95%/5%) à 37 °C.
        REMARQUE : Une bulle n’est jamais autorisée dans le système de perfusion.
    2. Préparez le système de cartographie optique.
      1. Installez la caméra EMCCD (dispositif à couplage de charge multiplicateur d’électrons) (512 × 512 pixels), l’objectif (grossissement 40x), les diodes électroluminescentes (LED) séparatrices de longueur d’onde, le moniteur d’électrocardiogramme (ECG) et l’électrode de stimulation (Figure 1).
      2. Ajustez la distance de travail appropriée entre la lentille et la position du cœur.
      3. Placez deux LED en position diagonale du bain thermostatique pour un éclairage uniforme, fournissant une longueur d’onde de 530 nm pour générer une lumière d’excitation. Utilisez un filtre à revêtement pulvérisé ET525/50 pour éliminer toute lumière hors bande pour les LED.
      4. Ajustez l’interrupteur de la poignée pour obtenir un carré égal de la surface cible, ce qui permet aux images de tension et de calcium d’apparaître correctement sur l’interface d’acquisition.
      5. Tournez l’ouverture de l’objectif au diamètre maximum pour éviter toute fuite de signaux de tension ou de calcium.
      6. Ajustez l’objectif de la caméra à une hauteur appropriée, car il sert une bonne distance de travail par rapport au bain thermostatique, 10 cm sont généralement utilisés.
      7. Allumez la caméra pour une température d’échantillonnage stable à -50 °C.

2. Procédures

  1. Prélèvement, canulation et perfusion du cœur de souris
    1. Injecter par voie intrapéritonéale aux animaux une solution d’avertin (1,2 %, 0,5 à 0,8 ml) et de l’héparine (200 unités) pour minimiser la souffrance et le réflexe de douleur et prévenir la formation de caillots sanguins. Au bout de 15 minutes, sacrifiez les animaux par luxation cervicale.
    2. Ouvrez le coffre avec des ciseaux, prélevez soigneusement le cœur et placez-le dans la solution froide de Krebs (4 °C, 95 % d’O 2, 5 % de CO2) pour ralentir le métabolisme et protéger le cœur.
    3. Prélevez le tissu environnant de l’aorte, canulez l’aorte à l’aide d’une aiguille de canule sur mesure (diamètre extérieur : 0,8 mm, diamètre intérieur : 0,6 mm, longueur : 27 mm) et fixez-la avec une suture en soie 4-0.
    4. Perfusez le cœur avec le système Langendorff à une vitesse constante de 3,5-4,0 mL/min et maintenez la température à 37 ± 1 °C.
      REMARQUE : Toutes les procédures suivantes sont effectuées dans cette condition.
    5. Insérez un petit tube en plastique (0,7 mm de diamètre, 20 mm de longueur) dans le ventricule gauche pour libérer la congestion de la solution dans la chambre afin d’éviter une surcharge.
  2. Découplage de l’excitation-contraction et de la charge à double colorant
    1. Insérez deux sondes dans le perfusat dans le bain, allumez les alimentations du boîtier d’amplification ECG et du contrôleur de stimulation électrique, puis démarrez le logiciel ECG référencé et surveillez l’ECG en continu.
    2. Effectuez les étapes suivantes dans l’obscurité lorsque le cœur atteint un état stable (le cœur bat rythmiquement à ~400 bpm).
    3. Mélanger 50 μL de solution mère de blébbistatine à 10 mM avec 50 mL de solution de Krebs pour atteindre une concentration de 10 μM. Perfuser constamment le mélange de solution de blebbistatine-Krebs dans le cœur pendant 10 minutes pour dissocier la contraction de l’excitation et éviter les artefacts de contraction pendant le tournage.
    4. Utilisez une lampe de poche rouge pour vérifier si la contraction cardiaque s’arrête totalement, car la contraction influencera la qualité de la charge du colorant.
    5. Après le découplage excitation-contraction, mélanger 15 μL de solution mère de Rhod-2 AM avec 15 μL de solution mère de Pluronic F127 dans 50 mL de solution de Krebs pour obtenir les concentrations finales de 0,267 μM Rhod-2 AM et 0,198 μM de Pluronic F127. Ensuite, perfusez le cœur en continu avec la solution de travail Rhod-2 AM pendant 15 minutes dans le système de perfusion Langendorff.
    6. Maintenez l’apport d’oxygène pendant la charge intracellulaire du colorant calcique. Étant donné que les bulles se forment facilement dans le Pluronic F127, insérez un piège à bulles dans le système de perfusion pour éviter l’embolisation gazeuse des coronaires.
    7. Diluer 10 μL de solution mère RH237 dans 50 mL de perfusat pour atteindre la concentration finale à 0,402 μM et effectuer le chargement pendant 10 minutes.
    8. À la fin de la charge à double colorant, prenez une séquence de photos pour vous assurer que les signaux de tension et de calcium sont adéquats pour l’analyse (pas d’interaction entre deux signaux).
  3. Cartographie optique et induction de l’arythmie
    REMARQUE : La cartographie optique commence après l’arrêt de la contraction et une charge de colorant appropriée, et le cœur est perfusé consécutivement comme dans les étapes décrites ci-dessus à la section 2.1 (4).
    1. Allumez les deux LED pour les lumières d’excitation et ajustez leur intensité à une plage appropriée (assez forte pour l’éclairage et un tournage relativement simple, mais pas trop robuste pour la surexposition).
    2. Placez le cœur sous le dispositif de détection, assurez-vous qu’il est suffisamment éclairé par deux LED et ajustez le diamètre du point lumineux à 2 cm.
    3. Réglez la distance de travail entre l’objectif et le cœur sur 10 cm, ce qui donne un taux d’échantillonnage de près de 500 Hz et une résolution spatiale de 120 x 120 μm par pixel.
    4. Ouvrez le logiciel d’échantillonnage du signal pour contrôler numériquement la caméra afin de capturer simultanément les signaux de tension et de calcium.
    5. Démarrez le stimulateur de champ myopacer et réglez le modèle de stimulation sur Transistor Transistor Logic (TTL), une durée de stimulation de 2 ms pour chaque impulsion et 0,3 V comme intensité initiale.
    6. Utilisez 30 stimuli S1 consécutifs à 10 Hz pour tester le seuil de tension diastolique du cœur piloté par le logiciel d’enregistrement ECG. Augmentez progressivement l’amplitude de la tension jusqu’à ce que la capture 1 :1 soit réalisée (vérifiez l’onde QRS du moniteur ECG, le potentiel d’action (AP) et les signaux transitoires calciques (CaT)).
    7. Après avoir déterminé le seuil de tension, stimulez le cœur à une intensité de 2 fois le seuil de tension diastolique avec une paire d’électrodes en platine fixées à l’épicarde de l’apex du ventricule gauche (VG) (ELVA).
    8. Mettre en œuvre le protocole S1S1 pour mesurer le calcium ou le potentiel d’action des alternans et les propriétés de restitution. Rythmez le cœur consécutivement à une durée de cycle de base de 100 ms, en diminuant de 10 ms de la durée du cycle chaque séquence suivante jusqu’à ce que 50 ms soient atteints. Chaque épisode comprend 30 stimuli consécutifs avec une largeur d’impulsion de 2 ms. Dans le même temps, commencez la cartographie optique avant la stimulation (le temps d’échantillonnage comprend ~10 rythmes sinusaux et la durée de stimulation).
    9. Pour mesurer la période réfractaire effective ventriculaire (PAR) à l’aide du protocole de stimulus S1S2, commencez par une durée de cycle de stimulation S1S1 de 100 ms avec un S2 couplé à 60 ms avec un décrément par pas de 2 ms jusqu’à ce que S2 ne parvienne pas à capturer le complexe QRS ectopique.
    10. Pour l’induction de l’arythmie, effectuez une stimulation en rafale perpétuelle de 50 Hz (50 stimulations électriques continues avec une largeur d’impulsion de 2 ms) et effectuez le même épisode de stimulation après un intervalle de repos de 2 s.
    11. Observez attentivement les enregistrements ECG pendant la période de stimulation continue à haute fréquence afin que les enregistrements de cartographie optique simultanés puissent commencer rapidement lorsqu’une onde ECG arythmique intéressante se génère (étant donné que la plupart des arythmies cardiaques sont induites par la stimulation électrique, les signaux optiques sont échantillonnés 2 à 3 s avant la stimulation en rafale en cas de perte d’événements cardiaques importants).
    12. Image à l’aide d’une caméra EMCCD (fréquence d’échantillonnage : 500 Hz, taille des pixels : 64 x 64).
  4. Analyse des données
    1. Chargement d’images et traitement du signal
      1. Appuyez sur Select Folder et Load Images pour charger les images dans le logiciel d’acquisition d’images pour une analyse semi-automatique des données vidéo massives selon la configuration et le protocole décrits précédemment15,16.
      2. Entrez les paramètres d’échantillonnage corrects (tels que la taille des pixels et la fréquence d’images).
      3. Définissez le seuil d’image par saisie manuelle et sélectionnez la région d’intérêt (ROI).
      4. Implémentez un filtre spatial gaussien de 3 x 3 pixels, un filtre Savitzky-Goaly et une correction de ligne de base de type chapeau.
      5. Appuyez sur Process Images pour supprimer la ligne de base et calculer les paramètres électrophysiologiques, tels que APD80 et CaTD50.
    2. Analyse des paramètres électrophysiologiques
      1. Réglez le temps d’initiation de l’APD au pic et le point terminal à 80% de repolarisation (APD80) pour le calcul de l’APD80. De même, l’heure de début du CaTD est définie comme le pic et le point terminal est défini comme la relaxation de 80 %.
      2. La mesure de la vitesse de conduction (CV) dépend de la taille des pixels et du temps de conduction du potentiel d’action entre deux pixels ou plus. Calculez la vitesse moyenne de tous les pixels choisis, c’est-à-dire la vitesse de conduction moyenne de la région sélectionnée. Générez simultanément des cartes isochrones correspondantes pour une vue claire de la direction de la conduction.
        NOTE : O’Shea et al.15 ont rapporté la mesure CV en détail.
      3. Pour l’analyse des alternanes et de l’arythmie, les alternanes calciques sont définis comme une amplitude de crête continue de grande et de petite taille apparaissant alternativement. Utilisez le rapport d’amplitude de crête pour évaluer la gravité des alternants dépendants de la fréquence (1-A2/A1). Appliquez des cartes de phase pour analyser les arythmies complexes comme la tachycardie ventriculaire (TV). Recherchez les rotors apparaissant distinctement dans une région spécifique lorsque les rotors se déplacent.

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Résultats

La cartographie optique a été une approche populaire dans l’étude des arythmies cardiaques complexes au cours de la dernière décennie. La configuration de cartographie optique se compose d’une caméra EMCCD, offrant un taux d’échantillonnage allant jusqu’à 1 000 Hz et une résolution spatiale de 74 x 74 μm pour chaque pixel. Il permet d’obtenir un rapport signal/bruit assez élevé lors de l’échantillonnage du signal (Figure 1). Une fois que le cœur perfusé par Langendorff atteint un état stable...

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Discussion

Sur la base de notre expérience, les clés d’une cartographie optique à double colorant réussie d’un cœur de souris comprennent une solution et un cœur bien préparés, la charge du colorant, l’obtention du meilleur rapport signal/bruit et la réduction de l’artefact de mouvement.

Préparation de la solution
La solution de Krebs est essentielle pour la réussite d’une expérience cardiaque. Les solutions mères de MgCl 2 et de CaCl2 (1 mol/L) sont préparées à l’avance en...

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Déclarations de divulgation

Aucun des auteurs n’a de conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Cette étude est soutenue par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81700308 à XO et 31871181 à ML, et 82270334 à XT), le Programme de soutien à la science et à la technologie (CN) de la province du Sichuan (2021YJ0206 à XO, 23ZYZYTS0433 et 2022YFS0607 à XT et 2022NSFSC1602 à TC) et le Laboratoire d’État clé pour la chimie et l’ingénierie moléculaire des ressources médicinales (Université normale du Guangxi) (CMEMR2017-B08 à XO), MRC (G10031871181 à ML02647, G1002082, ML), BHF (PG/14/80/31106, PG/16/67/32340, PG/12/21/29473, PG/11/59/29004 ML), BHF CRE à Oxford (ML) subventions.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,2 &mu ; Filtre à seringueUsine d’équipement médical de Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChineN/APour filtrer la solution
Tube à centrifuger de 15 mLGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChineCFT011150
1 mL Pipette PasteurBeijing Labgic Technology Co., Ltd. Chine00900026
Seringue de 1 mLB. Braun Medical Inc.YZB/GER-5474-2014
200 &mu ; L Tube PCRSangon Biotech Co., Ltd. Shanghai. ChineF611541-0010Aliquote les solutions mères  ; pour éviter la congélation et la décongélation répétées
Tube de centrifugation de 50 mLGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChineCFT011500Stocker la solution de Tyrode à 4 ° ; C pour l’isolement cardiaque de suivi Filtre
585/40 nmTechnologie Chroma N/AFiltre pour signal calcique
Filtre passe-long 630 nmTechnologie ChromaG15604AJFiltre pour signal de tension
Avertin (2,2,2-tribromoéthanol)Sigma-Aldrich Poole, Dorset, Royaume-UniT48402-100GPour minimiser la souffrance et le réflexe de douleur
BlebbistatineTocris Bioscience, Minneapolis, MN, États-UnisSLBV5564Désaccouplement excitation-contraction pour éliminer l’artefact de mouvement pendant
la cartographie CaCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisSLBK1794VPour la solution de Tyrode
Bain thermostatique sur mesureMappingLab, Royaume-UniTBC-2.1Pour maintenir la température de la solution
de perfusionDimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma-Aldrich(RNBT7442)Solvant pour colorants
Pince DumontUsine d’équipement médical de Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChineYAF030
Logiciel ElectroMapUniversité de BirminghamN/AQuantification des paramètres électriques
Caméra EMCCDEvolve 512 Delta, Photometrics, Tucson, AZ, États-UnisA18G150001Acquérir des images pour les signaux optiques
ET525/36 filtre à revêtement pulvériséChroma Technology319106Filtre d’excitation
GlucoseSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisSLBT4811VPour la solution de Tyrode
Héparine SodiumChengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd., Chengdu, Chine(H51021209)Pour prévenir les caillots sanguins dans l’artère coronaire
  ; Pince à irisUsine d’équipement médical de Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChineYAA010
IsoprotérénolMedChemExpress, Carlsbad, CA,États-Unis HY-B0468/CS-2582
KClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisSLBS5003Pour la solution de Tyrode
MacroLEDCairn Research, Faversham, Royaume-Uni7355/7356La lumière d’excitation des sondes de fluorescence
Source lumineuse MacroLEDCairn Research, Faversham, Royaume-Uni7352Contrôler les LED
Ciseaux Mayo Usined’équipement médical de Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChineYBC010
MetaMorphMolecular DevicesN/AÉchantillonnage des signaux optiques
MgCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisBCBS6841VPour la solution de Tyrode
MICRO3-1401Cambridge Electronic Design limited, Royaume-UniM5337Connecter le stimulateur électrique et le logiciel Spike2
Stimulateur de champ MyoPacer EP IonOptix Co, Milton, MA, États-UnisS006152Stimulateur électrique
NaClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisSLBS2340VPour la solution de Tyrode
NaH2PO4  ; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisBCBW9042Pour la solution
NaHCO3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, États-UnisSLBX3605Pour la solution de Tyrode
NeuroLog SystemDigitimerNL905-229Pour amplificateur ECG
OmapScope5MappingLab, Royaume-UniN/AAlternans et analyse de l’arythmie
Ciseaux ophtalmiquesHuaian Teshen Medical Instruments Co., Ltd., Jiang Su, ChineT4-3904
OptoSplitCairn Research, Faversham, Royaume-Uni6970Fractionner la lumière d’émission pour détecter simultanément Ca2+ et Vm
BT100-2JPour pomper la solution
Boîte de PétriBIOFILTCD010060
Pluronic F127Invitrogen, Carlsbad, CA, États-Unis1899021Pour améliorer le chargement avec Rhod2AM
RH237Thermo Fisher Scientifific, Waltham, MA, États-Unis1971387Colorant sensible au voltage
Rhod-2 AMInvitrogen, Carlsbad, CA, États-Unis1890519Indicateur de calcium
Tube de gel de siliceLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, Chine,96402-16 Connectez-vousavec la pompe péristaltique
Suture en soieYuankang Medical Instrument Co., Ltd., Yangzhou, Chine20172650032Pour réparer l’aorte
Spike2Cambridge Electronic Design limited, Royaume-UniN/APour enregistrer et analyser les données ECG
Stimulation electrodeMappingLab,Royaume-Uni SE1600-35-2020
T510lpxrChroma Technology312461Pour source lumineuse
T565lpxrChroma Technology321343Pour source lumineuse

Références

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