Induction de la sténose urétrale suivie d’une urétroplastie de greffe de muqueuse buccale dans un modèle de rat

Résumé

Dans le présent protocole, une induction de la sténose urétrale a été développée chez le rat Wistar, suivie d’une reconstruction urétrale avec une greffe de muqueuse buccale. Une urétrographie rétrograde et une évaluation Doppler laser ont été réalisées, validant la reconstruction urétrale (après formation de la sténose) et la mise en place du greffon.

Résumé

La reconstruction urétrale est un domaine d’expertise important pour les urologues. La muqueuse buccale est considérée comme la meilleure option lorsqu’une greffe urétrale est nécessaire, bien que dans certains cas, elle soit inappropriée ou doive être optimisée pour réparer une sténose donnée. Par conséquent, le développement de procédures innovantes et l’évaluation de leur succès putatif dans des modèles expérimentaux sont cruciaux pour répondre aux besoins cliniques. Dans ce but, cette étude décrit un protocole dans lequel la sténose urétrale a été induite par électrocautérisation chez des rats Wistar. La reconstruction urétrale a été réalisée 1 semaine plus tard avec une greffe de muqueuse buccale, prélevée sur la lèvre inférieure et placée en onlay ventral. Un urétrogramme rétrograde a montré une amélioration significative du diamètre de l’urètre après urétroplastie par rapport à la valeur respective après induction de la sténose. De plus, la mise en place du greffon a été évaluée par analyse de perfusion sanguine à l’aide d’un laser Doppler. Comme on pouvait s’y attendre, une zone bleu foncé correspondait à la greffe de muqueuse buccale non vascularisée. Cette procédure permet de simuler avec succès le processus physiopathologique normal de la lésion urétrale et de la modulation tissulaire, ainsi que la reconstruction urétrale à l’aide d’une greffe de muqueuse buccale de manière reproductible, et servir de base à de futures recherches basées sur l’ingénierie tissulaire ou les greffes urétrales.

Introduction

La reconstruction urétrale est un défi majeur pour les chirurgiens urologues dans la prise en charge des lésions urétrales dans le cadre de sténoses, de traumatismes ou de malformations congénitales¹. Avec une visée curative, l’urétroplastie est le traitement de choix pour la plupart des patients, avec des défauts urétraux longs (>2 cm) et antérieurs nécessitant une certaine forme d’urétroplastie^{de substitution 2}. De nombreux tissus ont été utilisés comme substituts urétraux, y compris les greffes de peau complètes ou d’épaisseur fendue des régions génitales ou extragénitales, la muqueuse de la paroi de la vessie ou la muqueuse buccale² répandue. Les greffes de muqueuse buccale présentent plusieurs avantages, tels que le fait de provenir d’un environnement humide et glabre, d’être facile à récolter, d’être résistante aux infections, d’avoir un épithélium épais, une probabilité réduite de formation de pseudo-diverticule et une lame mince, permettant une imbibition et une inosculation précoces³. Contrairement aux lambeaux, les greffons n’ont pas d’apport sanguin, dépendant du lit vasculaire du receveur pour survivre⁴.

Les modèles animaux de greffons ou de lambeaux ont été largement utilisés pour développer ou affiner des techniques chirurgicales, étudier et comprendre la physiologie des tissus, les mécanismes sous-jacents et les causes de l’échec, et évaluer des stratégies de traitement innovantes ^5,6. Bien que les animaux plus grands facilitent l’exécution technique, les rongeurs, à savoir les rats et les souris, sont plus faciles à manipuler et à entretenir, résistants aux maladies, plus rentables et, surtout, dotés d’outils permettant d’étudier les mécanismes moléculaires, cruciaux pour tester des thérapies innovantes ^5,6. Plusieurs modèles de lambeaux et de greffes ont été décrits chez le rat en utilisant différents tissus, à savoir la peau, les os, les muscles⁶, les vaisseaux⁵ et même les organes solides⁷. Cependant, il y a peu d’études dans les modèles murins sur les greffons pour la reconstruction urétrale ou l’ingénierie tissulaire.

Néanmoins, les progrès de la science translationnelle dépendent de modèles animaux qui imitent la maladie. Jusqu’à présent, l’environnement physiopathologique local n’a pas été abordé, car la reconstruction urétrale est effectuée immédiatement après sa sténose. Dans le cadre de cette étude, cette étude vise à réaliser une reconstruction urétrale à l’aide d’une greffe de muqueuse buccale dans un environnement physiopathologique local. Dans ce but, la sténose urétrale a été induite 1 semaine avant sa reconstruction. Ce modèle expérimental, réalisé chez le rat, permet de tester des thérapies innovantes et d’étudier leurs mécanismes moléculaires et leurs avantages cliniques à l’avenir.

Protocole

Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément à la directive 2010/63/UE. Les procédures ont été approuvées par l’organisme institutionnel de protection des animaux, agréé par la DGAV, l’autorité portugaise compétente en matière de protection des animaux (numéro de licence 0421/000/000/2021). Des rats mâles Wistar Han IGS (Crl :WI(Han) (400-500 g) âgés de 12 à 14 semaines ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus auprès d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).

1. Préparation des solutions

1. Solution anesthésique
   1. Remplir une seringue de 3 mL avec 2,3 mL de médétomidine (1 mg/mL ; 0,715 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
   2. Remplir une seringue de 3 mL avec 1,55 mL de fentanyl (0,05 mg/mL ; 0,02 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL.
   3. Remplir une seringue de 10 mL avec 6,15 mL de midazolam (5 mg/mL ; 9,5 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL, obtenant ainsi une solution anesthésique de 10 mL.
   4. Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
      REMARQUE : Cette combinaison d’anesthésiques (médétomidine, fentanyl et midazolam) fournit une fenêtre chirurgicale anesthésique allant jusqu’à 3 heures. L’administration d’atipamézole et de flumazénil peut inverser l’effet.
2. Solution anti-sédative
   1. Remplir une seringue de 1 mL avec 0,7 mL d’atipamézole (5 mg/mL ; 3,72 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
   2. Remplir une seringue de 10 mL avec 9,3 mL de flumazénil (0,1 mg/mL ; 1,56 mg/kg de poids corporel) et transférer dans le même tube à centrifuger de 15 mL, obtenant ainsi une solution antisédative de 10 mL.
   3. Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
3. Solutions d’analgésie postopératoire
   1. Remplir une seringue de 1 mL avec 0,5 mL de carprofène (50 mg/mL ; 5 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
   2. Ajouter 9,5 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution de 10 mL de carprofène.
   3. Remplir une seringue de 1 mL avec 1 mL de buprénorphine (0,3 mg/mL ; 0,01-0,05 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
   4. Ajouter 9 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution de buprénorphine de 10 mL.
   5. Étiquetez les tubes et conservez-les à 4 °C dans l’obscurité.
4. Antibiotique périopératoire
   1. Remplir une seringue de 2,5 mL avec 2,5 mL d’enrofloxacine (25 mg/mL ; 10 mg/kg de poids corporel) et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL.
   2. Ajouter 7,5 mL de solution de NaCl (0,9 %), en obtenant une solution d’enrofloxacine de 10 mL.
   3. Étiquetez le tube et conservez-le à 4 °C dans l’obscurité.
      REMARQUE : Les détails de tous les réactifs pour préparer les solutions ci-dessus sont répertoriés dans le tableau des matériaux.

2. Induction chirurgicale de la sténose urétrale

REMARQUE : Les interventions chirurgicales ont été réalisées à l’aide d’un stéréomicroscope (10x) (voir le tableau des matériaux).

1. Stérilisez tous les outils chirurgicaux avant utilisation : lame de scalpel (numéro 11), pince pointue, ciseaux à ressort, pince chirurgicale, porte-aiguille ophtalmique, ciseaux chirurgicaux et porte-aiguille. Utilisez des boules de coton stériles pour nettoyer le champ opératoire.
2. Chargez la seringue avec la solution anesthésique avant de tenir le rat.
3. Attachez l’animal à l’aide d’un tube ou d’une serviette et soulevez la queue pour exposer l’abdomen.
4. Maintenir l’animal attaché et effectuer une injection intrapéritonéale de la solution anesthésique (préparée à l’étape 1.1).
5. Testez les réflexes de retrait de la pédale du rat pour évaluer l’anesthésie.
6. Appliquez un gel protecteur pour les yeux sur les deux yeux de l’animal. Effectuer une injection sous-cutanée de la solution antibiotique (préparée à l’étape 1.1), à raison de 10 mg/kg de poids corporel.
7. Placez le rat en position de décubitus dorsal sur un coussin chauffant et utilisez un microscope à dissection à un grossissement de 10x ou 20x pour effectuer l’intervention chirurgicale.
8. Nettoyez le pénis et la peau abdominale environnante avec de la povidone iodée (100 mg/mL).
9. Rétractez manuellement le prépuce et placez une suture superficielle (suture 7.0 ; voir le tableau des matériaux) dans la face dorsale du gland pénien pour appliquer une traction sur le pénis, en laissant le porte-aiguille en place pour maintenir le pénis rétracté.
10. Placez un cathéter veineux de 22 G dans l’urètre pour le cathétérisme à l’aide d’un gel lubrifiant.
11. À l’aide d’une lame de bistouri chirurgical (numéro 11), effectuez une incision ventrale longitudinale de 1 cm dans la peau du pénis.
12. À l’aide de la pince pointue et des ciseaux à ressort, disséquez les couches de tissu pénien jusqu’à ce qu’elles exposent l’urètre au niveau de la tige médiane.
13. À l’aide d’un appareil d’électrocautérisation (voir tableau des matériaux), appliquer un courant de 10 W, pendant 1 s, dans les faces latérales de l’urètre (à un endroit de chaque côté), ventralement au niveau de la tige médiane du pénis.
14. Fermez l’incision avec une suture résorbable 6.0 (voir le tableau des matériaux).
15. Retirez le cathéter urétral. Retirez la suture de traction pénienne.
16. Effectuer l’injection sous-cutanée d’analgésie : Carprofène à 5 mg/kg de poids corporel et buprénorphine à 0,03 mg/kg de poids corporel.
17. Chargez la seringue avec la solution antisédative (préparée à l’étape 1.2) et, avec l’animal en escarre ventrale, tentez la peau lâche pour administrer une injection sous-cutanée de la solution antisédative.

3. Intervention chirurgicale d’urétroplastie avec greffe de muqueuse buccale

REMARQUE : Les interventions chirurgicales ont été réalisées à l’aide d’un stéréomicroscope (10x) (voir le tableau des matériaux).

1. Stérilisez tous les outils chirurgicaux nécessaires à cette intervention : pinces pointues, ciseaux à ressort, porte-aiguille ophtalmique, ciseaux chirurgicaux, porte-aiguille, trois pinces à moustiques et une lame de scalpel (numéro 11). Utilisez de petites éponges pour nettoyer le champ chirurgical.
2. Administrer l’anesthésique, l’antibiotique, immobiliser et placer l’animal comme décrit précédemment (étapes 2.2 à 2.8).
3. Nettoyez la muqueuse buccale de la lèvre inférieure, le pénis et la peau abdominale environnante avec de la povidone iodée (100 mg/mL).
4. Placez trois sutures de séjour (7,0 sutures) dans la lèvre inférieure, des deux côtés et au milieu, et laissez un moustique dans chacune d’elles pour rétracter la lèvre inférieure et exposer la muqueuse interne.
5. À l’aide de ciseaux à ressort et d’une pince pointue, prélevez un greffon de 4 mm de diamètre de la muqueuse buccale interne de la lèvre inférieure et placez-le dans un petit récipient avec une solution saline stérile (0,9 % de NaCl).
6. Appliquez une compression dans la zone donneuse avec une éponge pour l’hémostase.
7. Retirez les sutures de la lèvre inférieure précédemment placées.
8. Exposez le pénis comme décrit précédemment (étape 2.9).
9. Placez un cathéter veineux de 22 G dans l’urètre pour le cathétérisme à l’aide d’un gel lubrifiant.
10. À l’aide de ciseaux à ressort, effectuez une incision circonférentielle sous-coronaire et dégantez le pénis jusqu’à la base.
11. À l’aide de la pince pointue et des ciseaux à ressort, disséquez les couches restantes et exposez l’urètre.
12. À l’aide d’une lame de bistouri chirurgical (numéro 11) et de ciseaux à ressort, effectuez une incision ventrale longitudinale, en commençant par 3 mm distal jusqu’au sillon coronaire dans une extension de 4 mm, en spatulant l’urètre au niveau de la sténose précédemment induite (étape 2).
13. Placez deux sutures de séjour en matériau 7.0, une de chaque côté de la spatule, et laissez un moustique dans chacune d’elles pour rétracter l’urètre.
14. Placez deux sutures non résorbables 7.0, une à chaque extrémité de la spatule.
15. Placez la greffe de muqueuse buccale en mode d’incrustation ventrale avec le côté muqueuse face à la lumière urétrale.
16. Passez l’une des sutures à travers l’extrémité du greffon et effectuez une demi-ellipse avec une suture courante.
17. Répétez les étapes 3.15 et 3.16 avec l’autre suture de l’autre côté du greffon.
18. Retirez le cathéter urétral. Repositionnez la peau du pénis.
19. Fermez l’incision circonférentielle sous-coronaire avec une suture interrompue résorbable 6.0.
20. Retirez la suture de traction pénienne.
21. Administrer l’analgésie suivie de la solution antisédative, comme décrit aux étapes 2.16-2.17.

4. Suivi postopératoire

1. Observez les rats trois à quatre fois par heure, confirmant leur rétablissement de l’anesthésie. Surveillez la respiration et évaluez les réflexes de la pédale et des yeux.
2. Injecter l’analgésie par voie sous-cutanée toutes les 12 h pendant 48 h.
   REMARQUE : Le carprofène a été administré à raison de 1 mL/500 mg de poids corporel et la buprénorphine à raison de 0,5 mL/500 mg de poids corporel (voir le tableau des matériaux).
3. Fournir de la nourriture molle pendant 48 h après chaque intervention et de l’eau ad libitum.
4. Surveillez les rats tous les jours après l’intervention chirurgicale et enregistrez leur état de santé et l’apparence du site de l’opération. Les signes évalués comprennent l’expression faciale, la vocalisation, l’état d’activité, tout signe de douleur, l’ingestion d’aliments et de boissons, la miction et les saignements.

5. Évaluation de la perfusion sanguine

REMARQUE : Le débit sanguin est mesuré immédiatement avant l’induction de la sténose, immédiatement avant l’urétroplastie et immédiatement après l’urétroplastie.

1. Effectuer une imagerie de perfusion Doppler laser.
   1. Anesthésier les rats à l’aide de la solution anesthésique (étape 1.1).
   2. Placez le rat couché sur le dos sur un coussin chauffant à 37 °C avec traction pénienne, comme décrit à l’étape 2.9.
   3. Démarrez l’imageur de perfusion laser Doppler (voir le tableau des matériaux) pour obtenir des données. Préréglez la zone d’intérêt à lire par le faisceau laser.
   4. Appliquez la solution antisédative (étape 1.2) pour inverser l’anesthésie.
   5. À l’aide du logiciel d’analyse d’image, dessinez la région d’intérêt (ROI) autour de la zone du pénis et enregistrez les valeurs de flux au fil du temps.

6. Évaluation radiographique

REMARQUE : La confirmation de l’induction de la sténose et la résolution de la sténose après urétroplastie sont confirmées par un urétrogramme rétrograde. Cette évaluation est réalisée 1 semaine après l’induction de la sténose (avant l’urétroplastie) et 2 semaines après l’urétroplastie.

1. Réaliser un urétrogramme rétrograde à l’aide d’un système d’angiographie monoplan (voir le tableau des matériaux).
   1. Anesthésier les rats à l’aide de la solution anesthésique.
   2. Placez l’animal sur le matelas d’angiographie dans un décubitus oblique droit, avec traction pénienne, comme décrit à l’étape 2.9.
   3. Concentrez le faisceau conique sur la région pelvienne de l’animal, y compris le pénis.
   4. Placer un cathéter veineux de 22 G avancé de 2 mm dans l’urètre distal.
   5. Commencez à instiller 1 mL de produit de contraste radiographique à l’iode (rapport 1 :1 de 623 mg/mL de solution d’iopromide et de NaCl à 0,9 %) dans l’urètre.
   6. Simultanément, effectuez une radiographie simple pour identifier le contraste radiographique remplissant la lumière urétrale et évaluer le diamètre de l’urètre.
   7. À la fin de l’imagerie, inversez l’anesthésie avec la solution antisédative.

7. Euthanasie

REMARQUE : L’euthanasie est pratiquée 3 semaines après l’urétroplastie (4 semaines après l’induction de la sténose), immédiatement après la dernière évaluation de perfusion.

1. Remplir une seringue de 2,5 mL avec 2 mL/kg de pentobarbital sodique (400 mg/mL).
2. Effectuer une injection intrapéritonéale de la solution pour euthanasier l’animal.

Résultats

Au total, 12 rats Wistar mâles, pesant de 400 à 500 g et âgés de 12 à 14 semaines, ont été utilisés pour l’induction de la sténose urétrale. Un urétrogramme rétrograde (RUG1) a été réalisé 1^{semaine plus} tard8, confirmant le succès de la technique. Le diamètre de l’urètre a été mesuré en millimètres au niveau de l’induction de la sténose. Après cela, une urétroplastie avec greffe de muqueuse buccale a été réalisée dans la face ventrale de l’urètre de rat. Les mêmes rats ont été soumis à un deuxième...

Discussion

L’urétroplastie avec greffes de muqueuse buccale est une pierre angulaire majeure de la reconstruction urétrale. Cependant, des procédures innovantes devraient être développées pour optimiser celles déjà décrites et en établir de nouvelles, telles que les matériaux d’ingénierie tissulaire et les greffes biologiques, afin de réduire les complications et la morbidité. Plusieurs procédures ont été publiées pour établir des modèles précliniques et définir des techniques chirurgicales. Souza et ^al.1 on...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Atipamezole	OrionPharma		L’ANTISEDAN (atipamezole) est indiqué pour inverser les effets sédatifs et analgésiques.
Buprénorphine	RichterPharma		La buprénorphine est un dérivé de l’alcaloïde thébaïde opioïde, un analgésique plus puissant (25 à 40 fois) et plus durable que la morphine.
Carl Zeiss Opmi-1 FC Microscope Chirurgical Stéréoscopique	Microscopie Carl Zeiss, Allemagne		OPMI 1 FC de ZEISS symbolise la qualité, la précision et la fiabilité. Le système manuel est facile à utiliser et offre des images haute fidélité grâce aux légendaires optiques ZEISS.
Carprofène	Zoetis		Le carprofène est un anti-inflammatoire non stéroïdien (AINS) de la classe de l’acide propionique.
Cathéter 22 G. x 1''	B Braun	Sécurité Introcan	Cathéter IV de propylène éthylène fluoré (FEP) avec une construction plus ferme pour accès artériel.
Enrofloxacine	Bayer		L’enrofloxacine est un antibiotique fluoroquinolone.
Fentanyl	Braun	3644960	Le fentanyl est un puissant analgésique opioïde synthétique.
Flumazenil	Fresenius Kabi		L’antagoniste des benzodiazépines est utilisé pour la réversion complète ou partielle des effets sédatifs causés par les benzodiazépines.
Cautérisation à haute température	Fiab	F7244	Catérage jetable, stérile, haute température (1200 °C ; C), pointe fine de 28 mm.
Gel Instillagel	Farco-pharma		Lubrifiant à base de cellulose avec des propriétés anesthésiantes locales et désinfectantes.
Iopromide	Bayer		Milieu de contraste injectable non ionique, avec de l’iode.
Système d’imagerie Doppler laser (imageur de perfusion moorLDI2-HIR et logiciel dédié)	MoorLDI-V6.0, Moor Instruments Ltd, Axminster, Royaume-Uni	5710	Les modèles d’angiogenèse utilisent l’imagerie Doppler au laser pour évaluer la perfusion sanguine des membres postérieurs, dont l’un est ligaturé chirurgicalement. Un logiciel dédié à la mesure et à la comparaison permet de définir les régions d’intérêt pour l’évaluation du flux sanguin sur le membre ischémique versus non ischémique afin d’établir un « rapport de réperfusion » pouvant être évalué aussi souvent que nécessaire et sur plusieurs jours sur le même sujet.
Gel oculaire lubrithal	Dechra		Gel oculaire utilisé chez les animaux pour prévenir la sécheresse oculaire pendant l’anesthésie. Action lubrifiante et hydratante sur la cornée et la conjonctive.
Mâles Wistar Han IGS (Crl :WI(Han)) rats	Laboratoires Charles River, Espagne		Douze à quatorze semaines
Métédomidine	Virbac	037/01/07RFVPT	La médétomidine est un médicament synthétique utilisé comme anesthésique chirurgical.
Midazolam	Labesfal		Les benzodiazépines sont utilisés pour l’anesthésie et la sédation procédurale.
Système d’angiographie Monoplan	Philips Systèmes Médicaux	Azurion 7 M20	Un système de radiographie fluoroscopique diagnostique stationnaire spécifiquement conçu pour optimiser la capacité des utilisateurs à évaluer visuellement et quantitativement l’anatomie et la fonction des vaisseaux sanguins du cœur, du cerveau et d’autres organes, ainsi que du système lymphatique.
Pinces anti-moustiques	Henry Schein	102-4346	Pince hémostatique Hartman-Mosquito en acier inoxydable courbé de 3-1/2"
Porte-aiguille	Henry Schein	100-2570	Porte-aiguille Mayo-Hegar, acier inoxydable, 14 cm
Porte-aiguille ophtalmique	Asico	AE-6143	Barranque porte-aiguille le plus délicat sans serrure
Pentobarbital Sodium	Écuphar		Le pentobarbital sodique est le sel de sodium du pentobarbital utilisé pour l’euthanasie.
Pinces pointues	Aesculap	BD335R	Microforceps, pointe de 0,30 mm
Polysorb 6.0	Medtronic (Covidien)	UL-101	La suture synthétique absorbable enrobée visait à réduire la réaction inflammatoire dans les tissus, suivie d’une encapsulation progressive de la suture par le tissu conjonctif fibreux.
Providone-iode	Mylan		La povidone-iode 10 % est un médicament antiseptique, utilisé comme désinfectant avant et après l’opération.
Scalpel Blade nº ; 11	B Braun	BB511	Acier au carbone, stérile
Ciseaux de printemps	Henry Schein	600-4826	Ciseaux chirurgicaux 31 castroviejo
Pinces chirurgicales	Aesculap	BD33R	Microforceps, pointe de 0,20 mm
Ciseaux chirurgicaux	Aesculap	MA873R	Micro Iris Ciseaux, pointes à éclats courbés
SurgiPro 7.0	Medtronic (Coviden)	VP-702-X	Suture monofilament non absorbable en polypropylène indiquée pour une utilisation en ligature générale des tissus mous.