Quantification de la sélectivité des caractéristiques visuelles du réflexe optocinétique chez la souris

Summary

Nous décrivons ici un protocole standard pour quantifier le réflexe optocinétique. Il combine la stimulation virtuelle du tambour et la vidéo-oculographie, et permet ainsi une évaluation précise de la sélectivité caractéristique du comportement et de sa plasticité adaptative.

Abstract

Le réflexe optocinétique (OKR) est un mouvement oculaire inné essentiel qui est déclenché par le mouvement global de l’environnement visuel et sert à stabiliser les images rétiniennes. En raison de son importance et de sa robustesse, l’OKR a été utilisé pour étudier l’apprentissage visuo-moteur et pour évaluer les fonctions visuelles de souris ayant des antécédents génétiques, des âges et des traitements médicamenteux différents. Nous présentons ici une procédure permettant d’évaluer avec une grande précision les réponses OKR des souris à tête fixe. La fixation de la tête permet d’exclure l’apport de la stimulation vestibulaire sur les mouvements oculaires, ce qui permet de mesurer les mouvements oculaires déclenchés uniquement par le mouvement visuel. L’OKR est obtenu par un système de batterie virtuelle, dans lequel un réseau vertical présenté sur trois écrans d’ordinateur dérive horizontalement de manière oscillatoire ou unidirectionnelle à une vitesse constante. Avec ce système de réalité virtuelle, nous pouvons modifier systématiquement les paramètres visuels tels que la fréquence spatiale, la fréquence temporelle/d’oscillation, le contraste, la luminance et la direction des réseaux, et quantifier les courbes de réglage de la sélectivité des caractéristiques visuelles. La vidéo-oculographie infrarouge à haute vitesse assure une mesure précise de la trajectoire des mouvements oculaires. Les yeux de chaque souris sont calibrés pour permettre de comparer les OKR entre des animaux d’âges, de sexes et de milieux génétiques différents. La puissance quantitative de cette technique lui permet de détecter les changements dans l’OKR lorsque ce comportement s’adapte plastiquement en raison du vieillissement, de l’expérience sensorielle ou de l’apprentissage moteur ; Ainsi, elle fait de cette technique un ajout précieux au répertoire d’outils utilisés pour étudier la plasticité des comportements oculaires.

Introduction

En réponse à des stimuli visuels dans l’environnement, nos yeux bougent pour déplacer notre regard, stabiliser les images rétiniennes, suivre les cibles en mouvement ou aligner les fovéae de deux yeux avec des cibles situées à différentes distances de l’observateur, ce qui est vital pour une bonne vision ^1,2. Les comportements oculomoteurs ont été largement utilisés comme modèles attrayants d’intégration sensorimotrice pour comprendre les circuits neuronaux dans la santé et la maladie, au moins en partie en raison de la simplicité du système oculomoteur³. Contrôlé par trois paires de muscles extraoculaires, l’œil tourne dans l’orbite principalement autour de trois axes correspondants : l’élévation et la dépression le long de l’axe transversal, l’adduction et l’abduction le long de l’axe vertical, et l’intorsion et l’extorsion le long de l’axe antéropostérieur ^1,2. Un système aussi simple permet aux chercheurs d’évaluer les comportements oculomoteurs des souris facilement et avec précision dans un environnement de laboratoire.

L’un des principaux comportements oculomoteurs est le réflexe optocinétique (OKR). Ce mouvement oculaire involontaire est déclenché par de lentes dérives ou glissements d’images sur la rétine et sert à stabiliser les images rétiniennes lorsque la tête d’un animal ou son environnement bougent ^2,4. L’OKR, en tant que paradigme comportemental, intéresse les chercheurs pour plusieurs raisons. Tout d’abord, il peut être stimulé de manière fiable et quantifié avec précision ^5,6. Deuxièmement, les procédures de quantification de ce comportement sont relativement simples et standardisées et peuvent être appliquées pour évaluer les fonctions visuelles d’une grande cohorte d’animaux⁷. Troisièmement, ce comportement inné est hautement plastique ^5,8,9. Son amplitude peut être potentialisée lorsque des glissements rétiniens répétitifs se produisent pendant une longue période ^5,8,9, ou lorsque son partenaire de travail, le réflexe oculaire vestibulaire (VOR), un autre mécanisme de stabilisation des images rétiniennes déclenché par l’entrée vestibulaire^2, est altéré⁵. Ces paradigmes expérimentaux de potentialisation OKR permettent aux chercheurs de dévoiler la base du circuit sous-jacent à l’apprentissage oculomoteur.

Deux méthodes non invasives ont été principalement utilisées pour évaluer l’OKR dans des études antérieures : (1) vidéo-oculographie combinée à un tambour physique 7,10,11,12,13 ou (2) détermination arbitraire des tours de tête combinée à un tambour virtuel^6,14,15,16. Bien que leurs applications aient permis de faire des découvertes fructueuses dans la compréhension des mécanismes moléculaires et des circuits de la plasticité oculomotrice, ces deux méthodes présentent chacune des inconvénients qui limitent leurs pouvoirs dans l’examen quantitatif des propriétés de l’OKR. Tout d’abord, les tambours physiques, avec des motifs imprimés de rayures ou de points noirs et blancs, ne permettent pas de changer facilement et rapidement les motifs visuels, ce qui limite considérablement la mesure de la dépendance de l’OKR à certaines caractéristiques visuelles, telles que la fréquence spatiale, la direction et le contraste des réseaux mobiles ^8,17. Au lieu de cela, les tests de sélectivité de l’OKR à ces caractéristiques visuelles peuvent bénéficier d’une stimulation visuelle informatisée, dans laquelle les caractéristiques visuelles peuvent être facilement modifiées d’un essai à l’autre. De cette façon, les chercheurs peuvent examiner systématiquement le comportement des OKR dans l’espace des paramètres visuels multidimensionnels. De plus, la deuxième méthode du test OKR ne rapporte que les seuils des paramètres visuels qui déclenchent des OKR discernables, mais pas les amplitudes des mouvements des yeux ou de la tête 6,14,15,16. Le manque de puissance quantitative empêche donc d’analyser la forme des courbes d’accord et les caractéristiques visuelles préférées, ou de détecter des différences subtiles entre les souris individuelles dans des conditions normales et pathologiques. Pour surmonter les limitations ci-dessus, la vidéo-oculographie et la stimulation visuelle virtuelle informatisée ont été combinées pour tester le comportement OKR dans des études récentes 5,17,18,19,20. Cependant, ces études publiées précédemment n’ont pas fourni suffisamment de détails techniques ou d’instructions étape par étape, et par conséquent, il est toujours difficile pour les chercheurs d’établir un tel test OKR pour leurs propres recherches.

Nous présentons ici un protocole permettant de quantifier précisément la sélectivité des caractéristiques visuelles du comportement OKR dans des conditions photopiques ou scotopiques avec la combinaison de la vidéo-oculographie et de la stimulation visuelle virtuelle informatisée. Les souris ont la tête fixe pour éviter les mouvements oculaires provoqués par la stimulation vestibulaire. Une caméra à haute vitesse est utilisée pour enregistrer les mouvements oculaires des souris qui observent des réseaux mobiles avec des paramètres visuels changeants. La taille physique des globes oculaires de chaque souris est calibrée pour assurer la précision de la dérivation de l’angle des mouvements oculaires²¹. Cette méthode quantitative permet de comparer le comportement des OKR entre des animaux d’âges ou de génétiques différents, ou de suivre son évolution causée par des traitements pharmacologiques ou l’apprentissage visuo-moteur.

Protocol

Toutes les procédures expérimentales effectuées dans le cadre de cette étude ont été approuvées par le Comité local de protection des animaux de la Division des sciences biologiques, conformément aux lignes directrices établies par le Comité de protection des animaux de l’Université de Toronto et le Conseil canadien de protection des animaux.

1. Implantation d’une barre de tête sur le dessus du crâne

REMARQUE : Pour éviter la contribution du comportement VOR aux mouvements oculaires, la tête de la souris est immobilisée pendant le test OKR. Par conséquent, une barre de tête est implantée chirurgicalement sur le dessus du crâne.

1. Anesthésier une souris (femelle et mâle C57BL/6 âgés de 2 à 5 mois) par un mélange de 4% d’isoflurane (v/v) et d’O₂ dans une chambre à gaz. Transférez la souris sur une plate-forme chirurgicale personnalisée et réduisez la concentration d’isoflurane à 1,5 % à 2 %. Surveillez la profondeur de l’anesthésie en vérifiant la réponse au pincement des orteils et la fréquence respiratoire tout au long de la chirurgie.
2. Placez un coussin chauffant sous le corps de l’animal pour maintenir sa température corporelle. Appliquez une couche de pommade lubrifiante pour les yeux sur les deux yeux pour les protéger du dessèchement. Couvrez les yeux avec du papier d’aluminium pour les protéger de la lumière lumineuse.
3. Injecter par voie sous-cutanée du carprofène à une dose de 20 mg/kg pour réduire la douleur. Après avoir mouillé la fourrure avec un nettoyant pour peau au gluconate de chlorhexidine, rasez la fourrure sur le dessus du crâne. Désinfectez le cuir chevelu exposé avec de l’alcool isopropylique à 70 % et de l’alcool chlorhexidine deux fois.
4. Injecter de la bupivacaïne (8 mg/kg) par voie sous-cutanée au site de l’incision, puis retirer le cuir chevelu (~1 cm²) avec des ciseaux pour exposer la surface dorsale du crâne, y compris l’os frontal postérieur, l’os pariétal et l’os interpariétal.
5. Appliquez plusieurs gouttes de lidocaïne à 1 % et d’épinéphrine à 1 :100 000 sur le crâne exposé pour réduire la douleur et les saignements locaux. Grattez le crâne avec une curette Meyhoefer pour retirer le fascia et nettoyez-le avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
   REMARQUE : Le muscle temporal est séparé du crâne pour augmenter la surface d’attache d’une barre de tête.
6. Séchez le crâne en soufflant doucement de l’air comprimé vers la surface du crâne jusqu’à ce que l’humidité ait disparu et que l’os devienne blanchâtre. Appliquez une fine couche de superglue sur la surface exposée du crâne, y compris le bord du cuir chevelu coupé, suivie d’une couche de résine acrylique.
   REMARQUE : La surface du crâne doit être exempte de sang ou d’eau avant l’application de la superglue.
7. Placez une barre de tête en acier inoxydable (voir Figure 1A) le long de la ligne médiane sur le dessus du crâne. Appliquez plus de résine acrylique, en commençant par le bord de la barre de tête jusqu’à ce que la base de la barre de tête soit complètement noyée dans la résine acrylique. Appliquez de la résine acrylique deux ou trois fois pour augmenter l’épaisseur.
8. Attendez environ 15 min jusqu’à ce que la résine acrylique durcisse. Injecter par voie sous-cutanée 1 mL de solution de sonnerie lactée. Ensuite, remettez la souris dans une cage placée sur un coussin chauffant jusqu’à ce que l’animal soit complètement mobile.
9. Laissez la souris récupérer dans la cage d’accueil pendant au moins 5 jours après la chirurgie. Une fois que l’animal est en bonne forme, fixez sa tête avec la barre de tête dans la configuration OKR pendant 15 à 30 minutes pour le familiariser avec la fixation de la tête et l’environnement expérimental. Répétez la familiarisation une fois par jour pendant au moins 3 jours.

2. Mise en place du tambour virtuel et de la vidéo-oculographie

1. Montez trois moniteurs orthogonalement l’un à l’autre pour former une enceinte carrée qui couvre ~270° de l’azimut et 63° de l’élévation dans l’espace visuel (Figure 1B à gauche).
2. À l’aide d’une carte graphique séparée, fusionnez les trois moniteurs en un seul écran simple pour assurer la synchronisation entre tous les moniteurs.
3. Calibrez la luminance des moniteurs comme décrit ci-dessous.
   1. Allumez l’ordinateur auquel les moniteurs sont connectés et attendez 15 minutes. L’échauffement est essentiel pour avoir une luminance stable.
   2. Modifiez systématiquement le réglage de la luminosité sur l’écran de 0 à 100 par pas de 25.
   3. Pour chaque valeur de luminosité, mesurez la luminance des moniteurs sous différentes valeurs de pixels (0-255, pas de 15) à l’aide d’un luminomètre.
   4. Ajustez la relation entre la luminance et la luminosité pour la valeur de pixel 255 avec une régression linéaire et estimez la valeur de luminosité qui donne lieu à 160 cd/m².
   5. Pour chaque valeur de pixel utilisée dans la mesure de la luminance (étape 2.3.3), estimez la luminance de la valeur de luminosité dérivée de l’étape 2.3.4 sur la base d’une régression linéaire. Utilisez la fonction de puissance lum = A * pixel γ pour ajuster la relation entre le nouvel ensemble de valeurs de luminance (sous la valeur de luminosité dérivée en 2.3.4) et leurs valeurs de pixels correspondantes afin de dériver le facteur gamma ^γet le coefficient A. Ceux-ci seront utilisés pour générer des réseaux sinusoïdaux des valeurs de luminance souhaitées.
   6. Réglez la luminosité des trois moniteurs sur les valeurs dérivées de l’étape 2.3.4 pour vous assurer que leurs valeurs de luminance sont les mêmes pour la même valeur de pixel.
4. Générez un tambour virtuel, qui est utilisé pour stimuler le comportement OKR, avec la boîte à outils de stimulation visuelle, comme décrit ci-dessous.
   1. Présentez un réseau sinusoïdal vertical sur les moniteurs et ajustez la période (espacement entre les bandes) le long de l’azimut pour assurer que la projection du réseau sur l’œil a une fréquence spatiale constante (réseau à tambour ; Figure 1B, au milieu et à droite).
   2. Assurez-vous que la tête de l’animal est fixée au centre de l’enclos afin qu’il voie que le réseau a une fréquence spatiale constante sur toute la surface du tambour virtuel.
   3. Modifiez les paramètres du réseau mobile, tels que l’amplitude oscillatoire, la fréquence spatiale, la fréquence temporelle/d’oscillation, la direction, le contraste, etc., dans les codes de stimulation visuelle. Utilisez deux types de mouvement visuel : (1) le réseau dérive dans le sens des aiguilles d’une montre ou dans le sens inverse des aiguilles d’une montre de manière oscillatoire suivant une fonction sinusoïdale :
      
      Ici, Amp est l’amplitude de la trajectoire du tambour, f est la fréquence d’oscillation, et t est le temps (amplitude d’oscillation : 5° ; fréquence spatiale réseau : 0,04-0,45 cpd ; fréquence d’oscillation : 0,1-0,8 Hz, correspondant à une vitesse de crête du stimulus de 3,14-25,12 °/s [vitesse du tambour = Amp x 2π x f x cos (2π x f x t) ; contraste : 80%-100%; luminance moyenne : 35-45 cd/m² ; (2) le réseau dérive unidirectionnellement à une vitesse constante :
      
      (Fréquence spatiale : 0,04-0,64 cpd ; fréquence temporelle : 0,25-1 Hz ; vitesse du tambour = fréquence temporelle/fréquence spatiale.)
5. Configurez la vidéo-oculographie comme décrit ci-dessous.
   1. Pour éviter le blocage du champ visuel de l’animal, placez un miroir infrarouge (IR) à 60° de la ligne médiane pour former une image de l’œil droit.
   2. Placez une caméra infrarouge sur le côté droit derrière la souris (Figure 1C à gauche) pour capturer une image de l’œil droit.
   3. Montez la caméra infrarouge haute vitesse sur un bras de caméra qui permet à la caméra de pivoter d'± 10° autour de l’image de l’œil droit (Figure 1C à droite).
   4. Utilisez une photodiode fixée à l’un des moniteurs pour fournir un signal électrique afin de synchroniser le moment de la vidéo-oculographie et de la stimulation visuelle.
   5. Placez quatre diodes électroluminescentes (DEL) IR soutenues par des bras en col de cygne autour de l’œil droit pour fournir un éclairage IR de l’œil.
   6. Placez deux LED IR sur la caméra pour fournir des références de réflexion cornéenne (CR) : l’une est fixée au-dessus de la caméra (X-CR), tandis que l’autre se trouve sur le côté gauche de la caméra (Y-CR ; Graphique 1D).
   7. Mesurez le grossissement optique du système de vidéo-oculographie à l’aide d’une lame d’étalonnage.
      REMARQUE : Les CR de référence sont utilisés pour annuler les mouvements de translation de l’œil lorsque l’angle de l’œil est calculé en fonction des mouvements de rotation de l’œil.
6. Fixez la tête de l’animal au centre de l’enclos formé par les moniteurs, comme décrit ci-dessous.
   1. Fixez la tête de l’animal avec la plaque de tête au centre du montage et faites-le face vers l’avant. Ajustez l’inclinaison de la tête de manière à ce que les yeux gauche et droit soient de niveau et que les coins nasal et temporal des yeux soient alignés horizontalement (Figure 1E).
   2. Déplacez la tête de l’animal horizontalement par un réglage grossier fourni par l’appareil de fixation de la tête et un réglage fin fourni par une platine de translation 2D, et verticalement à travers l’appareil de fixation de la tête et une paire poteau/support de poteau, jusqu’à ce que l’œil droit de l’animal apparaisse dans la vidéo en direct de la caméra. Avant l’étalonnage et la mesure des mouvements oculaires, superposez l’image de l’œil droit de l’animal réfléchie par le miroir chaud avec le point de pivot du bras de la caméra (voir les détails à l’étape 3.4 ci-dessous).
7. Construisez un boîtier personnalisé autour de la plate-forme OKR pour bloquer la lumière de la pièce (Figure 1F).

3. Calibrage des mouvements oculaires

REMARQUE : Les mouvements oculaires de rotation sont calculés sur la base des mouvements de la pupille et du rayon de l’orbite des mouvements pupillaires (R_p, la distance entre le centre de la pupille et le centre du globe oculaire). Pour chaque souris, ce rayon est mesuré expérimentalement²¹.

1. Fixez la tête de l’animal au centre de l’enclos formé par les trois moniteurs, comme décrit à l’étape 2.6.1.
2. Allumez l’appareil photo et ajustez les quatre LED entourant l’œil droit pour obtenir un éclairage IR uniforme.
3. Sous guidage visuel, ajustez la position de l’œil droit jusqu’à ce qu’il apparaisse au centre de la vidéo, comme décrit à l’étape 2.6.2.
4. Alignez l’image virtuelle de l’œil droit avec le point de pivot du bras de la caméra, comme décrit ci-dessous.
   1. Faites pivoter manuellement le bras de la caméra vers l’extrémité gauche (-10°). Déplacez manuellement la position de l’œil droit de l’animal sur le plan horizontal perpendiculaire à l’axe optique avec un réglage fin de la platine de translation 2D (Figure 1C, flèche verte), jusqu’à ce que le X-CR soit au centre horizontal de l’image.
   2. Faites pivoter manuellement le bras de la caméra vers l’autre extrémité (+10°). Si le X-CR s’éloigne du centre de l’image, déplacez l’œil droit le long de l’axe optique avec un réglage fin jusqu’à ce que le X-CR arrive au centre (Figure 1C, flèche bleue).
   3. Répétez les étapes 3.4.1 à 3.4.2 plusieurs fois jusqu’à ce que le X-CR reste au centre lorsque le bras de la caméra pivote vers la gauche et vers la droite. Si l’œil droit bouge au milieu d’une répétition, recommencez le processus d’ajustement.
5. Mesurez la distance verticale entre le Y-CR et le X-CR après avoir verrouillé le bras de la caméra en position centrale. Allumez la LED Y-CR et enregistrez sa position sur la vidéo, puis passez à la LED X-CR et enregistrez sa position.
   REMARQUE : La distance verticale entre le Y-CR et le X-CR sera utilisée pour dériver la position du Y-CR pendant la mesure des mouvements oculaires dans laquelle seule la LED X-CR est allumée.
6. Mesurez le rayon de rotation de la pupille R_p, comme décrit ci-dessous.
   1. Faites pivoter le bras de la caméra vers l’extrémité gauche (-10°) et enregistrez les positions de la pupille (P_p1) et X-CR (P_CR1) sur la vidéo.
   2. Ensuite, faites pivoter le bras de la caméra vers l’extrémité droite (+10°) et enregistrez les positions de la pupille (P_p2) et X-CR (P_CR2) sur la vidéo. Répétez cette étape plusieurs fois.
      REMARQUE : L’œil droit de l’animal doit rester immobile pendant chaque répétition afin que la quantité de mouvements de la pupille dans le film reflète avec précision le degré de balancement du bras de la caméra.
   3. Sur la base des valeurs enregistrées ci-dessus, calculez le rayon de rotation de la pupille R_p (Figure 2A) à l’aide de la formule suivante :
      
      REMARQUE : La distance entre la réflexion cornéenne et le centre de la pupille dans l’espace physique est calculée en fonction de leur distance dans le film :
      P_CR - P_p = nombre de pixels dans le film x taille de pixel de la puce de l’appareil photo x grossissement
7. Développer la relation entre R_p et le diamètre de la pupille, comme décrit ci-dessous. R_p change lorsque la pupille se dilate ou se contracte ; sa valeur est inversement proportionnelle à la taille de la pupille (figure 2B en haut).
   1. Modifiez systématiquement la luminance des moniteurs de 0 à 160 cd/m² pour réguler la taille de la pupille.
   2. Pour chaque valeur de luminance, répétez l’étape 3.6 8 à 10 fois et notez le diamètre de la pupille.
   3. Appliquer une régression linéaire à la relation entre R_p et le diamètre de la pupille en fonction des valeurs mesurées ci-dessus pour dériver la pente et l’ordonnée à l’origine (figure 2B en bas).
      REMARQUE : Les valeurs aberrantes causées par des mouvements oculaires occasionnels sont éliminées avant l’ajustement linéaire. Pour les mesures répétitives en plusieurs sessions, l’étalonnage ne doit être effectué qu’une seule fois pour un animal, à moins que son œil ne grossisse pendant l’expérience.

4. Enregistrez les mouvements oculaires de l’OKR

1. Fixez une souris dans la plate-forme en suivant les étapes 3.1 à 3.4. Ignorez cette étape si l’enregistrement a lieu juste après l’étalonnage. Verrouillez le bras de l’appareil photo en position centrale.
2. Configurez les moniteurs et l’animal pour les OKR scotopiques comme décrit ci-dessous. Ignorez cette étape pour les OKR photopiques.
   1. Couvrez l’écran de chaque moniteur avec un filtre personnalisé, composé de cinq couches de film 1,2 densité neutre (ND). Assurez-vous qu’aucune lumière ne s’échappe par l’espace entre le filtre et le moniteur.
   2. Éteignez la lumière de la pièce. Les étapes suivantes se font à l’aide d’un masque IR.
   3. Appliquez une goutte de solution de pilocarpine (2% dans le sérum physiologique) sur l’œil droit et attendez 15 min. Assurez-vous que la goutte reste sur l’œil et n’est pas essuyée par la souris. Si la solution est essuyée par l’animal, appliquez une autre goutte de solution de pilocarpine. Cela réduit la pupille à une taille appropriée pour le suivi oculaire dans la condition scotopique.
      REMARQUE : Dans la condition scotopique, la pupille se dilate considérablement de sorte que son bord est partiellement caché derrière la paupière. Cela affecte la précision de l’estimation du centre pupillaire par vidéo-oculographie. Le rétrécissement pharmacologique de la pupille de l’œil droit diminue son entrée visuelle, et donc les stimuli visuels sont présentés à l’œil gauche.
   4. Rincez l’œil droit avec une solution saline pour éliminer soigneusement la solution de pilocarpine. Tirez le rideau vers le bas pour sceller complètement l’enceinte, ce qui empêche la lumière parasite d’interférer avec la vision scotopique.
   5. Donnez à l’animal 5 minutes pour s’adapter complètement à l’environnement scotopique avant de commencer le test OKR.
3. Exécutez le logiciel de stimulation visuelle et le logiciel de suivi oculaire. Pour la mesure des OKR photopiques, assurez-vous que le réseau du tambour oscille horizontalement avec une trajectoire sinusoïdale ; pour la mesure des OKR scotopiques, assurez-vous que le réseau du tambour dérive à une vitesse constante de gauche à droite, qui est la direction temporo-nasale par rapport à l’œil gauche.
   REMARQUE : Lorsque la pupille de l’œil droit, mais pas de l’œil gauche, est rétrécie par la pilocarpine dans la condition scotopique, l’OKR induit par la stimulation du tambour oscillatoire est très asymétrique. Ainsi, pour la mesure des OKR scotopiques, l’œil gauche est stimulé tandis que le mouvement de l’œil droit est surveillé.
4. Le logiciel de suivi oculaire mesure automatiquement la taille de la pupille, la position CR et la position de la pupille pour chaque image, et calcule l’angle de position de l’œil en fonction de la formule suivante (Figure 2C) :
   
   Ici, P_CR est la position CR, P p est la position de la pupille et R_p est le rayon de rotation de la pupille. La distance entre la réflexion cornéenne et le centre de la pupille dans l’espace physique est calculée en fonction de leur distance dans le film :
   P_CR - P_p = nombre de pixels dans le film x taille de pixel de la puce de l’appareil photo x grossissement
   R_p de la taille de la pupille correspondante est calculé sur la base du modèle de régression linéaire de l’étape 3.7.3 (figure 2B du bas).

5. Analyse des mouvements oculaires de l’OKR avec le logiciel d’analyse oculaire

1. Traitez les traces oculaires à l’aide d’un filtre médian (fenêtre de filtre = 0,05 s) pour éliminer le bruit à haute fréquence (figure 3A au milieu).
2. Retirez les saccades ou le nystagmus comme décrit ci-dessous.
   1. Estimez la vitesse de l’œil en calculant la dérivée du premier ordre des mouvements oculaires (figure 3A en bas). Identifier les saccades ou nystagmus en appliquant un seuil de vitesse de 50 °/s (Figure 3A en bas).
   2. Remplacez les saccades ou nystagmus en extrapolant les positions oculaires pendant ces mouvements oculaires rapides à partir du segment précédant les saccades ou le nystagmus sur la base d’une régression linéaire (Figure 3B).
3. Calculez l’amplitude des mouvements oculaires OKR par transformée de Fourier rapide (algorithme de Goertzel) si le réseau de tambour oscille (Figure 3C), ou calculez la vitesse moyenne des mouvements oculaires pendant la stimulation visuelle si le réseau de tambour se déplace à une vitesse constante dans une direction (Figure 3B en bas).
   NOTE : L’amplitude des mouvements oculaires oscillatoires dérivés de la transformée de Fourier est similaire à l’amplitude dérivée de l’ajustement de la trajectoire de l’œil avec une fonction sinusoïdale (Figure 3D).
4. Calculez le gain OKR. Pour le mouvement oscillatoire du tambour, le gain OKR est défini comme le rapport entre l’amplitude des mouvements oculaires et l’amplitude des mouvements du tambour (Figure 3C à droite). Pour le mouvement unidirectionnel du tambour, le gain OKR est défini comme le rapport entre la vitesse de l’œil et la vitesse du réseau du tambour (Figure 3B en bas).

Results

Avec la procédure détaillée ci-dessus, nous avons évalué la dépendance de l’OKR sur plusieurs caractéristiques visuelles. Les exemples de traces présentés ici ont été dérivés à l’aide des codes d’analyse fournis dans le fichier de codage supplémentaire 1, et l’exemple de fichier brut de traces se trouve dans le fichier de codage supplémentaire 2. Lorsque le réseau du tambour dérivait sur une trajectoire sinusoïdale (0,4 Hz), l’œil de l’animal suivait automatiquement le mouvement du résea...

Discussion

La méthode du test comportemental OKR présentée ici offre plusieurs avantages. Tout d’abord, la stimulation visuelle générée par ordinateur résout les problèmes intrinsèques de la batterie physique. Traitant du problème que les tambours physiques ne prennent pas en charge l’examen systématique de la fréquence spatiale, de la direction ou de l’accord de contraste⁸, le tambour virtuel permet de modifier ces paramètres visuels essai par essai, facilitant ainsi une analyse systématique et quantitative...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Etape translationnelle 2D	Thorlabs	XYT1
Résine acrylique	Lang Dental	B1356	Pour la fixation de la plaque frontale sur le crâne et la protection du crâne
Bupivacaïne	STERIMAX	ST-BX223	Bupivacaïne Injection BP 0.5 %. Anesthésie locale
Carprofène	RIMADYL	8507-14-1	Analgésie
Air comprimé	Dépoussiérage
Pommade oculaire	Alcon	Systane	Pour maintenir l’hydratation des yeux
Carte graphique	NVIDIA	Geforce GTX 1650 ou Quadro P620.	Pour générer un seul écran entre trois moniteurs
Coussin chauffant	Kent Scientific	HTP-1500	Pour le maintien de la température corporelle
Caméra infrarouge (IR) à grande vitesse	Teledyne Dalsa	G3-GM12-M0640	Pour l’enregistrement de la rotation des yeux
LED IR	Digikey	PDI-E803-ND	Pour la référence CR et l’éclairage de l’œil
Miroir IR	Edmund optics	64-471	Pour refléter l’image de l’œil
Isoflurane	FRESENIUS KABI	CP0406V2
Labview	National instruments	version 2014	eye tracking Sonnerie
lactée	BAXTER	JB2324	Approvisionnement en eau et en énergie
Mélange de lidocaïne et d’épinéphrine	Dentsply Sirona	82215-1	XYLOCAÏNE. Anesthésie locale
Luminance Mètre	Konica Minolta	LS-150	pour l’étalonnage des moniteurs
Matlab	MathWorks	version xxx	analyse des mouvements oculaires
Meyhoefer Curette	World Precision Instruments	501773	Pour gratter le crâne et enlever le fascia
Lame d’étalonnage de microscope	Amscope	MR095	pour mesurer le grossissement de vidéo-oculographie
Moniteurs	Acer  ;	B247W	Stimulation visuelle
Filtre à densité neutre	Filtres Lee	299	pour générer une stimulation visuelle scotopique
Lunettes de vision nocturne	Optique alpha	AO-3277	pour scotopique OKR
Photodiode	Digikey	TSL254-R-LF-ND	pour synchroniser la stimulation visuelle et la vidéo-oculographie
Chlorhydrate de pilocarpine	Sigma-Aldrich	P6503
Poteau	Thorlabs	TR1.5
Support de poteau	Thorlabs	PH1
PsychoPy	du logiciel open source	xxx	boîte à outils de stimulation visuelle
Ciseaux	RWD	S12003-09	Pour l’enlèvement de la peau
Superglue	Krazy Type de colle		: Tout usage. Pour l’adhérence de la plaque frontale sur le crâne