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Article de méthode

Perfusion hépatique isolée normomère porcine

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DOI :

10.3791/65336

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9 juin 2023

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1Department of Microbiology, Immunology and Transplantation, Laboratory of Abdominal Transplantation, KU Leuven, 2Department of Abdominal Transplant Surgery and Coordination, University Hospitals Leuven

Dans cet article

Résumé

Le modèle porcin de perfusion hépatique normothermique (NMP), décrit ici, peut être utilisé avec succès pour étudier la NMP en tant que stratégie de préservation, outil d’évaluation de la viabilité et plate-forme pour la réparation d’organes. Il a une grande valeur translationnelle, mais il est techniquement difficile et demande beaucoup de main-d’œuvre.

Résumé

Les modèles porcins de perfusion électronique normalisée (NMP) hépatique sont de plus en plus utilisés dans la recherche sur la transplantation. Contrairement aux rongeurs, le foie porcin est anatomiquement et physiologiquement proche de celui de l’homme, avec une taille d’organe et une composition de bile similaires. La NMP préserve le greffon hépatique dans des conditions proches de la physiologie en faisant recirculer un perfusat chaud, oxygéné et enrichi en nutriments à base de globules rouges à travers le système vasculaire hépatique. La NMP peut être utilisée pour étudier les lésions d’ischémie-reperfusion, préserver un foie ex situ avant la transplantation, évaluer la fonction du foie avant l’implantation et fournir une plate-forme pour la réparation et la régénération des organes. Alternativement, la NMP avec un perfusate à base de sang total peut être utilisée pour imiter la transplantation. Néanmoins, ce modèle demande beaucoup de main-d’œuvre, est techniquement difficile et entraîne un coût financier élevé.

Dans ce modèle de NMP porcin, nous utilisons des foies endommagés ischémiques chauds (correspondant au don après mort circulatoire). Tout d’abord, une anesthésie générale avec ventilation mécanique est initiée, suivie de l’induction d’une ischémie chaude en clampant l’aorte thoracique pendant 60 min. Des canules insérées dans l’aorte abdominale et la veine porte permettent de rincer le foie avec une solution de conservation froide. Le sang évacué est lavé à l’aide d’un économiseur de cellules pour obtenir des globules rouges concentrés. Après une hépatectomie, des canules sont insérées dans la veine porte, l’artère hépatique et la veine cave infra-hépatique et connectées à un circuit de perfusion fermé amorcé avec un expanseur plasmatique et des globules rouges. Un oxygénateur à fibres creuses est inclus dans le circuit et couplé à un échangeur de chaleur pour maintenir une pO2 de 70-100 mmHg à 38 °C. La NMP est obtenue par un écoulement continu directement à travers l’artère et via un réservoir veineux à travers la veine porte. Les débits, les pressions et les valeurs des gaz du sang sont surveillés en permanence. Pour évaluer les lésions hépatiques, le perfusat et les tissus sont échantillonnés à des moments prédéfinis ; La bile est recueillie à l’aide d’une canule dans le canal cholédoque.

Introduction

La transplantation hépatique est le seul traitement définitif de l’insuffisance hépatique en phase terminale ; Cependant, son succès est limité par un déséquilibre persistant entre les patients sur la liste d’attente et la disponibilité des organes de donneurspotentiels1. Afin d’augmenter le nombre de donneurs, les critères de donneurs ont été progressivement élargis au cours de la dernière décennie, notamment l’âge plus avancé des donneurs, la stéatose hépatique et le don après mort circulatoire (DDC)2,3. Au cours d’une procédure de DDC, le foie souffre invariablement d’une période d’ischémie chaude entre l’arrêt du traitement de survie, la déclaration de décès et le refroidissement et la conservation in situ, aggravant les lésions d’ischémie-reperfusion (IRI)4. En conséquence, les foies DCD sont associés à une incidence accrue de dysfonctionnement précoce de l’allogreffe et de complications biliaires 5,6.

Pour ces foies de donneurs à haut risque, la conservation conventionnelle avec stockage frigorifique statique n’offre pas une protection suffisante contre l’IRI. Jusqu’à présent, des stratégies de préservation alternatives telles que la perfusion mécanique normothermique (NMP) ont gagné en popularité. Lors de la perfusion d’une machine normothermique, le foie est connecté ex situ à un circuit isolé et perfusé avec un perfusat oxygéné et enrichi en nutriments à la température du corps. Les essais cliniques suggèrent que la NMP réduit les lésions hépatocellulaires, comme en témoigne la réduction de la libération maximale de transaminases et le dysfonctionnement précoce de l’allogreffe7. Cependant, on sait peu de choses sur la biologie des cellules hépatiques au cours de la NMP8.

Les modèles animaux ont joué un rôle central dans l’évolution de la transplantation hépatique. Contrairement aux modèles de rongeurs, le porc est considéré comme ayant une valeur translationnelle plus élevée car le foie porcin est anatomiquement et physiologiquement proche de celui des humains, avec une taille d’organe et une composition biliaire similaires. Néanmoins, les modèles de greffe de foie porcin nécessitent beaucoup de main-d’œuvre, sont difficiles à normaliser et entraînent un coût financier nettement plus élevé.

Le NMP du foie porcin peut être utilisé à différentes fins. Il peut être appliqué pour imiter la transplantation ex situ lors de l’utilisation d’un perfusat à base de sang entier, pour préserver le foie d’un donneur dans un environnement protecteur avec un perfusat à base de globules rouges appauvris en leucocytes, pour évaluer des biomarqueurs potentiels prédisant la fonction hépatique ex situ avant la transplantation, ou comme plate-forme pour étudier la thérapie régénérative 9,10,11.

L’adoption de modèles NMP de foie porcin est un défi, tandis que les aspects techniques chirurgicaux et liés à la perfusion sont à peine décrits. Dans notre laboratoire de recherche, nous avons adopté la configuration NMP décrite à l’origine par Butler et al.12 pour développer et valider un modèle de perfusion hépatique isolée ex situ porcine de 24 heures qui pourrait être utilisé à la fois pour préserver une greffe de foie pour la transplantation et pour imiter une greffe. Ici, nous décrivons un protocole étape par étape ; Un cadre méthodologique et les pièges potentiels sont publiés ailleurs9.

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Protocole

Toutes les expériences ont été menées après l’approbation du comité de protection des animaux de la KU Leuven et conformément aux directives européennes.

1. Information sur l’animal

REMARQUE : Des porcs TOPIGS TN70 mâles, âgés de 3 mois, d’un poids corporel d’environ 30 kg et d’un poids hépatique de 600 à 700 g, sont utilisés pour ce protocole d’étude.

  1. Gardez les animaux sous un rythme jour/nuit de 12 heures dans des enclos individuels avec un accès libre à la nourriture et à l’eau du robinet et un contact visuel, olfactif et auditif entre eux.
  2. Assurez-vous que les animaux arrivent au moins 2 jours avant la chirurgie pour s’habituer à leur environnement. Faites jeûner les porcs pendant 12 heures avant l’opération avec un accès libre à l’eau.
    REMARQUE : L’anesthésie est maintenue avec de l’isoflurane et l’analgésie avec du fentanyl. Tout au long de l’anesthésie, l’électrocardiogramme, l’oxymétrie de pouls, la canographie et la pression artérielle sont surveillés en permanence. Les expériences sont terminales ; Les porcs sont euthanasiés par exsanguination pendant qu’ils se procurent le foie sous anesthésie générale et analgésie continues.

2. Préparation de l’installation de perfusion

  1. Installation du kit de perfusion jetable
    1. Fixez le réservoir à une hauteur fixe d’environ 15 cm plus haut que le réceptacle du foie.
    2. Connectez la tête de pompe à la fente désignée sur la pompe centrifuge. Connectez le tube à oxygène à l’oxygénateur. Connectez les tubes d’entrée et de sortie de l’appareil de chauffage/refroidisseur aux fentes désignées sur l’oxygénateur.
    3. Installez un robinet à manchon sur le tube de sortie sous le réservoir. Installez le deuxième robinet à manchon sur le tube d’entrée du réservoir après le raccordement en Y, où l’autre tube alimentera l’artère hépatique.
      REMARQUE : La première vanne à manchon contrôlera l’entrée dans la veine porte. La fermeture de la deuxième vanne à manchon augmentera le débit, et donc aussi la pression dans l’artère hépatique.
    4. Installez le capteur de débit à l’endroit de la première vanne à manchon sur le tube de sortie du réservoir. Installez le deuxième capteur de débit sur le tube d’entrée jusqu’à la tête de pompe.
      REMARQUE : Le premier capteur de débit mesurera le débit dans la veine porte. Le deuxième capteur de débit mesurera le débit sortant de la veine cave.
    5. Coupez le tube de sortie de l’oxygénateur et insérez le filtre artériel dans la bonne direction.
      REMARQUE : Coupez le tube à pas plus de 2 cm après l’oxygénateur ; s’il est laissé trop longtemps, il se pliera lorsque le tube deviendra plus mou lorsqu’il est perfusé avec un perfusat à 37 °C. S’il se plie toujours, soutenez le filtre artériel en l’attachant au support du réservoir.
  2. Installation du tube de recirculation de fuite
    1. Le kit de perfusion contient deux tubes avec une extrémité 3/16 et une extrémité 1/16. Connectez les deux tubes l’un à l’autre en insérant l’extrémité 1/16 dans l’extrémité 3/16. Connectez l’extrémité 3/16 au réservoir.
    2. Installez le tube dans la pompe à rouleau, en tenant compte du sens de rotation. Réglez le diamètre de tube correct et réglez la vitesse sur 15-18 rotations par minute (tr/min). Placez l’extrémité 1/16 dans le réceptacle du foie et fixez si nécessaire.
  3. Étalonnage continu en ligne de l’analyse des gaz du sang
    1. Allumez l’analyseur de gaz et sélectionnez Calibrer.
    2. Vérifiez le bon numéro de série sur l’emballage du capteur et appuyez sur OK.
    3. Sortez le support de capteur artériel de la cassette et connectez-y le capteur à l’aide d’un capuchon bleu en haut et d’un filtre blanc en bas.
    4. Dévissez et retirez le capuchon blanc sous le filtre ; Ne dévissez pas le filtre lui-même. Desserrez le capuchon d’aération bleu sur le dessus, ne le retirez pas. Insérez fermement le capteur et le support de capteur dans la cassette d’étalonnage.
    5. Démarrez l’étalonnage. Une fois l’étalonnage terminé, retirez le capteur et le support de capteur de la cassette d’étalonnage. Retirez le filtre blanc en bas et serrez le capuchon de ventilation bleu en haut.
    6. Insérez le capteur dans la ligne d’échantillonnage du kit de perfusion. Ne démarrez pas l’analyse de gaz tant que le circuit de perfusion n’est pas amorcé.
  4. Amorçage du circuit
    1. Insérez une ligne de perfusion dans un sac de 500 ml d’expanseur de plasma et fixez-la au réservoir. Placez un collier de serrage sur la conduite de sortie du réservoir et remplissez le réservoir avec 300 ml d’expanseur plasma.
    2. Retirez la pince du tube et laissez l’expanseur de plasma remplir le circuit
    3. Désaérez la tête de pompe et l’oxygénateur. Le circuit est maintenant amorcé. Allumez le chauffage/refroidisseur et réglez-le à 38 °C
  5. Préparation des lignes de perfusion
    1. Prélever 5 mL (25 000 U) d’une solution d’héparine à 5 U/mL dans une seringue de 50 mL. Prélever 25 mL supplémentaires de solution de NaCl à 0,9 % pour obtenir un volume total de 30 mL de solution d’héparine (débit de perfusion : 1 mL/h).
    2. Dissoudre 5 g de taurocholate de sodium dans 50 mL de NaCl à 0,9 % et l’aspirer dans 450 mL de NaCl à 0,9 % pour atteindre une concentration de 1 %. Un volume total de 168 mL est nécessaire (débit de perfusion : 7 mL/h).
    3. Prélever 2 mL (200 U) d’une solution d’insuline à 100 U/mL dans une seringue de 50 mL. Prélever 28 mL supplémentaires de solution de NaCl à 0,9 % pour obtenir un volume total de 30 mL de solution d’insuline (débit de perfusion : 1 mL/h).
    4. Prélevez 10 ml de tampon de glycine (diluant) et ajoutez-le à la fiole de 0,5 mg d’époprosténol. À l’aide du filtre microbien fourni dans la trousse d’époprosténol, prélever 5 mL dans le flacon contenant l’époprosténol reconstitué avec un tampon de glycine dans une seringue de 50 mL. Prélever 25 mL supplémentaires de solution de NaCl à 0,9 % pour obtenir un volume total de 30 mL de solution d’époprosténol (débit de perfusion : 1 mL/h).

3. Induction de l’anesthésie

  1. Sédation
    1. Préparez une seringue contenant 2 mg/kg de xylazine et 8 mg/kg de Zoletil (4 mg/kg de tilétamine et 4 mg/kg de zolazépam), une seringue contenant 10 ml de NaCl à 0,9 %, une valve à trois voies, une ligne d’extension et une aiguille intramusculaire de 21 G.
    2. Placez l’aiguille dans le muscle fessier, injectez le mélange de xylazine et de tilétamine et rincez la ligne d’extension avec le NaCl à 0,9 %. Après 15 min, le porc est sédatif.
    3. Pesez le porc et transportez-le jusqu’à la salle d’opération.
  2. Anesthésie
    1. Allumez le ventilateur
    2. Placez le porc en position couchée sur la table d’opération et fixez les extrémités.
    3. Pré-oxygéner avec un masque de ventilation avec 1,5 Ld’O2, 1,5 L d’air et 1 % d’isoflurane.
    4. Fixez une sonde de saturation à la queue ou à l’oreille. Connectez les trois cordons d’électrocardiogramme pour une surveillance continue.
    5. Insérez un cathéter de 22 G dans une veine de l’oreille, connectez-le à une valve à trois voies et commencez une perfusion de liquides intraveineux (IV) (Plasmalyte) à un débit de 400 mL/h.
    6. Placez une seringue de 60 mL contenant 50 μg/mL de fentanyl dans un pousse-seringue automatique. Donnez un bolus de 1 mL et commencez une perfusion continue à un débit de 0,16 mL/kg/h.
    7. Retirez le masque de ventilation et insérez le laryngoscope en soulevant l’épiglotte. Insérez une sonde endotrachéale dans la trachée et gonflez le ballonnet pour éviter les fuites d’air. Fixez le tube avec du ruban adhésif sur le museau du cochon.
      REMARQUE : Fermez l’isoflurane lorsque vous retirez le masque de ventilation.
    8. Connectez la sonde endotrachéale au ventilateur.
      REMARQUE : Réglages du ventilateur : 0,4 L de volume courant ; pression moyenne des voies respiratoires de 0,5 kPa ; pression des voies respiratoires de 2,5 kPa ; pression expiratoire positive de 0,5 kPa ; fréquence de 15/min ; 4,7-5,3 kPa CO2 en fin d’expiration.
    9. Connectez le capnographe à la sonde endotrachéale.

4. Chirurgie

  1. Cathéter veineux profond et ligne artérielle
    1. Désinfectez le champ opératoire avec de la bétadine et placez des champs des deux côtés de la ligne médiane.
    2. Faites une incision de 7 cm de long du côté gauche du haut du sternum latéralement jusqu’au muscle sterno-cléido-mastoïdien et placez un écarteur orthostatique.
    3. Disséquez le tissu sous-cutané du muscle dans le sens latéral et identifiez la veine jugulaire externe. Disséquer la veine, en ligaturant les branches latérales si présentes.
    4. Placez deux ligatures 2/0 autour de la veine jugulaire externe et attachez la ligature crânienne.
    5. Ouvrez la veine caudale de la ligature nouée et insérez un cathéter veineux français 12.
      REMARQUE : Assurez-vous que le cathéter veineux est rincé avec une solution saline héparinée avant l’insertion.
    6. Fixez le cathéter avec la deuxième ligature. Si le cathéter veineux dans la veine de l’oreille est fragile ou trop petit, basculez les lignes de liquide IV et de fentanyl vers le cathéter veineux profond. Sinon, ne l’utilisez pas avant le prélèvement sanguin à l’économiseur de cellules.
    7. Disséquez le bord médial du muscle sterno-cléido-mastoïdien et replacez l’écarteur orthostatique ouvrant le plan entre le muscle sterno-cléido-mastoïdien du côté latéral et la trachée du côté médial.
    8. Retirez le thymus pour exposer l’artère carotide. Répétez l’étape 4.1.4 pour l’artère.
    9. Insérez la ligne artérielle dans l’artère carotide dans une direction caudale et fixez. Connectez la ligne artérielle à la ligne à partir du moniteur de pression.
  2. Dissection de l’aorte et de la veine cave
    1. Effectuez une laparotomie médiane de l’os xiphoïde à l’os pubien.
      REMARQUE : Chez les porcs mâles, caudal à partir du pénis, inciser à 1 cm latéral de la ligne médiane pour éviter d’endommager l’urètre sous-cutané.
    2. Transect du ligament ombilical. Placez un écarteur abdominal. Tirez les intestins vers la gauche latéralement et crânienne pour visualiser l’aorte et la veine cave.
      REMARQUE : L’intestin porcin n’est pas en rotation ; Par conséquent, aucune mobilisation du côlon n’est nécessaire pour accéder au rétropéritoine.
    3. Disséquez environ 3 cm de l’aorte juste crânienne de la bifurcation iliaque et placez deux ligatures autour de l’aorte.
      REMARQUE : Il y a un gros vaisseau lymphatique près de l’aorte ; Attention à ne pas l’endommager car cela brouillerait le champ opératoire et compliquerait la dissection.
    4. Disséquez la veine cave au même niveau que l’aorte et placez deux ligatures.
  3. Dissection du ligament gastroduodénal
    1. Commencez la dissection sur le côté latéral du ligament gastroduodénal, disséquez le canal cholédoque et encerclez-le avec une boucle vasculaire.
    2. Rétractez le canal biliaire vers le côté médial, exposant la veine porte. On enlève un gros ganglion lymphatique sur le côté latéral de la veine porte
    3. Libérer la veine porte vers le pancréas ; Il y a souvent une branche de l’estomac et du pancréas qui doit être ligaturée et transectée. Encerclez la veine porte avec une boucle de vaisseau sur le côté du foie et une ligature sur le côté du pancréas. Rétractez la veine porte latéralement en veillant à ne pas la fermer.
    4. Identifiez l’artère hépatique commune et entourez-la d’une boucle vasculaire.
  4. Dissection de l’aorte thoracique
    1. Tirez la caudale hépatique et ouvrez la partie tendineuse centrale du diaphragme ventralement à partir de la veine cave suprahépatique. Rétractez l’œsophage vers le côté droit, exposant l’aorte thoracique.
    2. Disséquez sans les tissus environnants et veillez à ne pas endommager la veine azygos.
      REMARQUE : Il n’est pas nécessaire d’encercler l’aorte thoracique ; La dissection doit être suffisamment allongée pour mettre en place une pince vasculaire.
  5. Préparation de l’économiseur de cellules
    1. Accrochez le réservoir dans l’anneau noir, retirez le capuchon de la jambe unique de l’adaptateur et fixez le tube à l’orifice de sortie de 3/8 de pouce au bas du réservoir de collecte de sang.
    2. Débouchez le tube d’aspiration/anticoagulant et connectez-le à l’un des orifices d’entrée de sang de 1/4 de pouce sur le bord supérieur du réservoir de collecte de sang.
    3. Insérez le bol du kit de lavage en tournant ; Assurez-vous qu’un clic est entendu.
    4. Placez le tube dans la pompe à rouleaux et le diviseur de tubes.
    5. Accrochez un sac de collecte de sang de citrate, phosphate et dextrose adénine (CPDA)-1 sur le poteau et assurez-vous que la connexion est bien serrée.
      REMARQUE : Composition de la poche de sang CPDA-1 (63 mL) : 2,99 g/L d’acide citrique anhydre ; 26,3 g/L de citrate de sodium dyhidre ; 2,22 g/L de phosphate de sodium monohysrate ; 31,9 g/L de dextrose monohydraté ; 0,275 g/L d’adénine.
    6. Accrochez le sac à déchets sur le côté de la machine (assurez-vous qu’il est correctement fermé) et connectez-le au kit de lavage (capuchon jaune).
    7. Connectez les deux tubes en forme de Y (bouchons blancs) à un sac de 3 L de NaCl à 0,9 %.
    8. Fixez le tube avec le capuchon bleu au tube adaptateur au fond du réservoir de collecte de sang. Allumez le système d’autotransfusion.
  6. Canulation de l’aorte et de la veine cave
    1. Administrer 500 UI/kg d’héparine et laisser circuler pendant 2 min. Attachez la ligature caudale autour de l’aorte et insérez une canule française de 20 dans l’aorte et fixez. La même procédure est répétée pour la veine cave.
  7. Pour imiter une procédure de DCD, une ischémie chaude est induite en clampant l’aorte thoracique pendant une période de temps, dans ce cas 60 min.
    REMARQUE : Au cours de l’ischémie chaude, le drainage cave et jugulaire est ouvert et la collecte de sang vers l’économiseur de cellules est commencée. Cela entraîne une exsanguination du porc.
  8. Rinçage du foie
    1. À la fin de l’ischémie chaude, amorcez une chasse d’eau froide avec 2 L de solution de conservation glacée (4-6 °C) à travers la canule aortique, et refroidissez l’abdomen avec une application topique de glace fondue.
      REMARQUE : Pendant le bouffage à froid, tout le sang restant est évacué et collecté dans l’économiseur de cellules.
    2. Lorsque les 2 premiers L sont rincés, retirez la canule de l’aorte, attachez la ligature sur la veine porte et canulez la veine porte. Ensuite, fixez-le avec la boucle du récipient.
    3. Rincer le foie par la veine porte avec 2 L de solution de conservation glacée (4-6 °C).
  9. Hépatectomie
    1. Retirez la glace de l’abdomen. Transect le canal biliaire près du pancréas.
    2. Retirez la canule porte et divisez la veine porte. Rétractez les intestins vers la gauche pour exposer la veine cave sous-hépatique.
    3. Disséquez la veine cave libre du rétropéritoine et séparez uniquement le crâne des veines rénales. Disséquez l’artère hépatique commune jusqu’à l’artère cœliaque et l’origine de l’aorte.
      REMARQUE : Couper les crus diaphragmatiques droits peut améliorer l’exposition.
    4. Divisez l’artère gastroduodénale et découpez l’artère cœliaque avec une partie de l’aorte. Transect du petit épiploon près de l’estomac vers le crâne jusqu’à l’œsophage
    5. Mobiliser le foie gauche en coupant le ligament triangulaire gauche. Coupez le diaphragme sur le côté gauche de la veine cave.
    6. Mobilisez le foie droit en coupant le diaphragme droit de la ventrale à la dorsale, se terminant juste caudalement à partir de la transsection de la veine cave infrahépatique.
    7. Coupez la veine cave suprahépatique et coupez tous les attachements restants. Le foie est maintenant libre ; Retirez-le et placez-le dans un bol avec de l’eau glacée.
  10. Procédure de la table arrière
    1. Pesez le foie. Canuler la veine porte avec une canule française 25 et sécuriser avec des ligatures. Canuler l’artère hépatique à l’aide d’une canule renforcée à 14 français et fixer avec des ligatures.
    2. Canulez la veine cave infrahépatique et positionnez l’extrémité de la canule au niveau où les veines hépatiques s’écoulent dans la veine cave. Fixez avec des ligatures.
    3. Mettez un cordon de bourse autour du bord du diaphragme pour éviter les saignements des veines diaphragmatiques et attachez la veine cave suprahépatique.
    4. Désaérez la canule porte et effectuez un rinçage de la veine porte sur la table arrière avec 250 ml d’expanseur de plasma froid. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuites.
      REMARQUE : Vérifiez que le débit est adéquat à travers la canule cavale.
    5. Après le rinçage du portal, placez un collier de serrage sur la canule porte, en vous assurant qu’aucun air ne pénètre dans la canule et la veine porte.
    6. Désaérez la canule artérielle et rincez 250 ml d’expanseur de plasma froid dans l’artère hépatique. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuites et coupez les branches latérales. Placez une pince tubulaire sur l’artère et la canule cavale.

5. Perfusion de machine normamère

  1. Perfuser
    1. Lors de la préparation de la table arrière, ajoutez les globules rouges lavés produits par l’économiseur de cellules dans le circuit pour obtenir l’hématocrite souhaité de 30 %. Démarrez la pompe pour mélanger les globules rouges avec l’expanseur de plasma. Démarrez l’analyseur de gaz en continu.
      REMARQUE : La formule pour le volume des globules rouges pour obtenir l’hématocrite souhaité : (poids du foie + volume d’amorçage) x hématocrite/hématocrite souhaité après le lavage. L’analyseur de gaz en continu fournit également un retour d’information sur la température de perfusion, qui correspond normalement au réglage de l’appareil de chauffage à 38 °C.
    2. Ajouter 10 ml de gluconate de calcium à 10 %, 2 ml d’héparine (10 000 UI) et 750 mg de céfuroxime dans 10 ml de NaCl à 0,9 % au perfusat. Réglez le mélangeur de gaz manuel à 0,5 L/min FiO2 de 21 %.
  2. Initiation de la perfusion
    1. Allumez les capteurs de pression, les capteurs de débit et la pompe à rouleaux pour la recirculation des fuites.
    2. Placez le foie dans le réceptacle. Placez les colliers de serrage sur le portique et le tube d’entrée artérielle et le tube de sortie du circuit, et découpez le connecteur en Y.
    3. Connectez les canules à leurs tubes d’entrée et de sortie respectifs à l’aide d’une pièce de raccordement en T entre les deux. Empêchez l’air de pénétrer dans le circuit.
    4. Installez des tarauds à trois voies sur les pièces de raccordement en T et connectez-y les conduites de pression. Zéro pression sur les conduites et démarrage de la surveillance continue de la pression.
    5. Réglez les vannes à manchon, en les fermant presque complètement, pour éviter les flux supraphysiologiques et le stress endothélial.
    6. Démarrez la perfusion en retirant les colliers de serrage du portique d’entrée. Immédiatement après le démarrage de l’entrée du portique, retirez les pinces de la sortie du chariot et démarrez la pompe. La vitesse de la pompe est contrôlée par la pression, visez donc une pression dans le flux de sortie du chariot entre -5 mmHg et -2 mmHg. Viser un débit porte de 0,75 mL/min/g de foie.
    7. Lorsque la perfusion portale est stable et que les pressions cavales sont adéquates, retirez les pinces du tube artériel. Visez des pressions d’environ 55-60 mmHg et des débits d’environ 0,25 mL/min/g de foie.
  3. Maintien d’une hémodynamique de perfusion stable
    1. Couvrez le foie avec un dôme de verre ou une pellicule plastique pour éviter la perte de chaleur de la surface.
    2. Si le débit du portique est trop élevé, fermez le robinet à manchon sur le tube d’entrée du portique.
    3. Si la pression cavale devient trop négative, le risque de créer un vide à l’intérieur de la veine cave augmente. Les pressions négatives excessives peuvent être contrées en ralentissant la vitesse de la pompe. Alternativement, l’augmentation de l’afflux par la veine porte réduit la pression d’écoulement négative en fournissant plus de volume à la veine cave.
    4. Si la pression artérielle est trop faible, elle peut être augmentée en augmentant la vitesse de la pompe ou en fermant la vanne à manchon vers le réservoir porte pour pousser plus de débit à travers le tube d’entrée artérielle.
  4. Échantillonnage
    1. Prélever les échantillons de perfusat à partir de la vanne à trois voies de sortie du chariot ou d’une conduite d’échantillonnage désignée entre l’oxygénateur et le réservoir portique.
    2. Obtenez des biopsies à l’aiguille tout au long de la perfusion. Les trous d’aiguille doivent être suturés car il n’y a pas de coagulation due à l’héparinisation du circuit.
    3. Prélever la bile en fixant une canule française 8 dans le canal biliaire. Assurez-vous de ligaturer le canal cystique.

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Résultats

Le protocole de perfusion présenté utilise l’autorégulation du flux sanguin du foie pour obtenir des conditions hémodynamiques stables jusqu’à 24 h et simuler la distribution physiologique du flux sanguin dans la veine porte et l’artère hépatique. La figure 1 représente une vue d’ensemble schématique du circuit de perfusion. La figure 2A montre une distribution cohérente du flux sanguin, la veine porte et l’artère hépatique contribuant respectivement à environ 7...

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Discussion

Ici, nous avons détaillé notre expérience avec le foie porcin NMP. Les avantages de cette technique comprennent une valeur de traduction élevée et une polyvalence. La NMP du foie porcin peut être appliquée soit pour étudier et accroître la compréhension de cette technique de conservation améliorée, soit pour imiter la transplantation. Cette configuration permet un contrôle manuel de tous les aspects de la perfusion, ce qui permet d’ajuster la pression et le débit portals et artériels de ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier tous les étudiants de la faculté de médecine de la KU Leuven qui ont participé à ces expériences.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pousse-seringue Alaris GH PlusBD Care Fusion80023 UN 01-G
Appareil d’anesthésieDrä ; GerTitus
Cathéter artériel Cavafix CertoBraun, Melsungen, AllemagneBRAU4152557
Analyseur de gaz du sangRadiomètreABL815
Gluconate de calcium 10 %Braun, Melsungen, Allemagne570/13596667/1214
CapnographeDrä ; GerScio
Économiseur de cellulesMedtronicJournal automatique
Pompe centrifuge BiomedicusMedtronic85315 RÉV 3.0
Centrifugeuse Rotina 420R HettichVWR521-1156
Circuit de perfusion sur mesureMedtronicM323901C
Set jetable économiseur de cellulesMedtronicATLS24
Canule veineuse mono-étagée, droite 20F DLPMedtronic66120
ÉpoprosténolGlaxoSmithKline Belgique, Wavre, BelgiqueFlolan
Fentanyl-Janssen 0,05 mg/mLJanssenHK-08700
Capteur de débit BioPro TTEm-Tec12271
Formaldéhyde 4 %VWRVWRK4078.9005
Congélateur -80 ° ; CScientifique du Nouveau-BrunswickRéférence U570-86
FrigoLiebherrTASSE 3513
GéloplasmeFresenius-Kabi, Bad Homburg, AllemagneFlexologie
Refroidisseur de chauffageStö ; ckert-Shiley, groupe de Sorin16-02-1950
Héparine 5000 IE/mLLeo Pharma, Ballerup, DanemarkHéparineLeo
Canule de l’artère hépatiqueMedtronicBIO-MEDICUS 12F
Solution de préservation d’organes IGL-1Institut Georges LopezIGL-1/1000/D
Analyseur de gaz du sang en ligneTERUMOCalibrateur 3MCDI 540/CDI 500
Insuline 200 UI ActrapidNovo Nordisk, Dagsvaerd, DanemarkMEDI-00018
Isoflurane 1000 mg/g Vapeur d’inhalationChanelle PharmaIso-Vet
Cathéter IV BD Insyte-W 20 GBD381334
Réservoir d’azote liquideKGW IsothermS22
Mersilene 250CM M3 USP2/0 ligapak non aiguilletéJNJ médicalF4503
Mersilene 250CM M3.5 USP0 non aiguilleté ligapakJNJ médicalF4504
Mersilene 5X70CM M3.5 USP0 non aiguilletéJNJ médicalEH6935H
Mersilene 6X45CM M3 USP2/0 non aiguilletéJNJ médicalEH6734H
Micro pipettes 1000 & micro ; LSocorex82,51,000
SurveillanceSiemensSC 8000
Plasmalyte ViafloBaxterPlasmalyte Viaflo
Canule de la veine porteLABORATOIRES ACALMÉS18F RV-40018
Capteur de pressionStö ; ckert-Shiley, groupe de Sorin22-06-2000
Servorégulateur de pressionMedtronicBM 9505-2
Prolene 4-0JNJ médicalEH7151H
Pompe à rouleauxCobe Century États-Unis468048-000 REV C
Bicarbonate de sodium 8,4 %Braun, Melsungen, Allemagne362 2339
Taurocholate de sodiumSigma Aldrich, Burlington, États-Unis86339
Scalpel chirurgical n° 24Swann Morton0211
Cathéter veineux, 3 lumières ; 12FRFLÈCHEAK-12123-F
Vicryl Vio 250CM M2 USP3/0 gigapak non aiguilletéJNJ médicalV1205G
Xylazine 2 %VMD Elevage pharmaXYL-M 2 %
Zinacef Cefuroxime 750 mgGlaxoSmithKline Belgique, Wavre, BelgiqueNDC 0173-0353-32
Zoletil 100VirbacZoletil 100

Références

  1. Dunson, J. R., Bakhtiyar, S. S., Joshi, M., Goss, J. A., Rana, A. Intent-to-treat survival in liver transplantation has not improved in 3 decades due to donor shortage relative to waitlist growth. Clinical Transplantation. 35 (10), e14433(2021).
  2. Monbaliu, D., Pirenne, J., Talbot, D. Liver transplantation using donation after cardiac death donors. Journal of Hepatology. 56 (2), 474-485 (2012).
  3. Croome, K. P., Taner, C. B. The changing landscapes in DCD liver transplantation. Current Transplantation Reports. 7 (3), 194-204 (2020).
  4. Coffey, J. C., et al. The influence of functional warm ischemia time on DCD liver transplant recipients' outcomes. Clinical Transplantation. 31 (10), (2017).
  5. Meurisse, N., et al. Outcomes of liver transplantations using donations after circulatory death: A single-center experience. Transplantation Proceedings. 44 (9), 2868-2873 (2012).
  6. Ruck, J. M., et al. Temporal trends in utilization and outcomes of DCD livers in the United States. Transplantation. 106 (3), 543-551 (2022).
  7. Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
  8. Blondeel, J., Monbaliu, D., Gilbo, N. Dynamic liver preservation: Are we still missing pieces of the puzzle. Artificial Organs. 47 (2), 248-259 (2022).
  9. Gilbo, N., et al. Porcine liver normothermic machine perfusion: Methodological framework and potential pitfalls. Transplantation Direct. 8 (1), e1276(2021).
  10. Maione, F., et al. Porcine isolated liver perfusion for the study of ischemia reperfusion injury: A systematic review. Transplantation. 102 (7), 1039-1049 (2018).
  11. Gilbo, N., et al. Coagulation factors accumulate during normothermic liver machine perfusion regardless of donor type and severity of ischemic injury. Transplantation. 106 (3), 510-518 (2021).
  12. Butler, A. J., et al. Successful extracorporeal porcine liver perfusion for 72 hr. Transplantation. 73 (8), 1212-1218 (2002).
  13. Eshmuminov, D., et al. An integrated perfusion machine preserves injured human livers for 1 week. Nature Biotechnology. 38 (2), 189-198 (2020).
  14. Xu, J., Buchwald, J. E., Martins, P. N. Review of current machine perfusion therapeutics for organ preservation. Transplantation. 104 (9), 1792-1803 (2020).
  15. Martins, P. N., Turco, S. D., Gilbo, N. Organ therapeutics during ex-situ dynamic preservation. a look into the future. European Journal of Transplantation. 1, 63-78 (2023).

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