Cette étude présente un modèle chirurgical porcin d’ischémie myocardique chronique due à une sténose progressive de l’artère coronaire, entraînant une altération de la fonction cardiaque sans infarctus. Après l’ischémie, les animaux subissent un pontage aortocoronarien sans pompe avec mise en place épicardique d’un patch de collagène chargé d’exosomes dérivés de cellules souches. Ce traitement d’appoint améliore la fonction myocardique et la récupération.
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Article de méthode
Modèle chirurgical porcin d’ischémie myocardique chronique traité par un patch de collagène chargé d’exosomes et un pontage aortocoronarien sans pompe
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’ischémie myocardique chronique résultant d’une sténose progressive de l’artère coronaire conduit à un myocarde en hibernation (HIB), défini comme un myocarde qui s’adapte à une disponibilité réduite de l’oxygène en réduisant l’activité métabolique, prévenant ainsi les lésions et les infarctus irréversibles des cardiomyocytes. Ceci est distinct de l’infarctus du myocarde, car le HIB a le potentiel de guérison avec la revascularisation. Les patients atteints d’une maladie coronarienne importante souffrent d’ischémie chronique, ce qui les expose à un risque d’insuffisance cardiaque et de mort subite. L’intervention chirurgicale standard pour la coronaropathie sévère est le pontage aortocoronarien (PAC), mais il s’est avéré qu’il s’agissait d’un traitement imparfait, mais il n’existe pas de traitements d’appoint pour récupérer les myocytes adaptés à l’ischémie chronique. Pour combler cette lacune, un modèle chirurgical de HIB utilisant des porcs qui se prête au PAC et imite le scénario clinique a été utilisé. Le modèle implique deux chirurgies. La première opération consiste à implanter un constricteur rigide de 1,5 mm sur l’artère descendante antérieure gauche (DAL). Au fur et à mesure que l’animal grandit, le constricteur provoque progressivement une sténose importante entraînant une réduction de la fonction systolique régionale. Une fois que la sténose atteint 80 %, le flux et la fonction myocardiques sont altérés, créant le HIB. Un PAC sans pompe est ensuite effectué avec l’artère mammaire interne gauche (LIMA) pour revasculariser la région ischémique. L’animal récupère pendant un mois pour permettre une amélioration optimale du myocarde avant le sacrifice. Cela permet des études physiologiques et tissulaires de différents groupes de traitement. Ce modèle animal démontre que la fonction cardiaque reste altérée malgré le PAC, ce qui suggère la nécessité de nouvelles interventions d’appoint. Dans cette étude, un patch de collagène intégré avec des exosomes dérivés de cellules souches mésenchymateuses (CSM) a été développé, qui peut être appliqué chirurgicalement sur la surface épicardique distale de l’anastomose LIMA. Le matériau est conforme à l’épicarde, est résorbable et fournit l’échafaudage pour la libération prolongée des facteurs de signalisation. Cette thérapie régénérative peut stimuler la récupération myocardique qui ne répond pas à la revascularisation seule. Ce modèle se traduit dans le domaine clinique en fournissant des moyens d’explorations physiologiques et mécanistes concernant la récupération dans le HIB.
Introduction
À l’échelle mondiale, la coronaropathie sévère touche plus de cent millions de patients et, bien que le taux de mortalité ait diminué, elle reste l’une des principales causes de décès 1,2. La coronaropathie a un large spectre clinique allant de l’infarctus du myocarde (IM) à l’ischémie avec viabilité préservée. La plupart des recherches précliniques portent sur l’IM, caractérisé par la présence de tissus infarctus, car il est possible de l’étudier dans des modèles animaux de petite et grande taille. Cependant, ce modèle ne s’adresse pas aux patients dont la viabilité est préservée et qui se prêtent à la revascularisation. La plupart des patients subissant un pontage aortocoronarien ont un apport sanguin diminué et une fonction limitée tout en maintenant une variabilité de la réserve contractile et de la viabilité3. Sans traitement, ces patients peuvent évoluer vers une insuffisance cardiaque avancée et une mort subite, en particulier en cas de charge de travail accrue4. Chez ces patients, le pontage aortocoronarien (PAC) est un traitement efficace mais peut ne pas entraîner une récupération fonctionnelle complète5. Il est important de noter que la dysfonction diastolique, qui est un marqueur de résultats cliniques plus mauvais, ne se rétablit pas après la revascularisation, ce qui suggère la nécessité de nouveaux traitements adjuvants pendant le PAC 6,7. Actuellement, il n’existe aucune intervention adjuvante cliniquement disponible utilisée avec le PAC pour restaurer les cardiomyocytes à leur pleine capacité fonctionnelle. Il s’agit d’une lacune thérapeutique majeure étant donné que de nombreux patients évoluent vers une insuffisance cardiaque avancée malgré une revascularisation appropriée8.
Un modèle porcin innovant d’ischémie myocardique chronique qui se prête au PAC, pour imiter l’expérience clinique de la coronaropathie a été créé9. Les porcs fournissent un bon modèle de maladie cardiaque par rapport aux autres gros animaux car ils n’ont pas de collatéraux de pontage épicardique, de sorte que la sténose de la DAL seule entraîne une ischémie régionale10. Dans cette étude, des porcs Yorkshire-Landrace femelles de 16 semaines ont été utilisés. Dans ce modèle, le DAL a été revascularisé par PAC sans pompe à l’aide de la greffe de l’artère mammaire interne gauche (LIMA) (tableau supplémentaire 1). L’intervention coronarienne percutanée (ICP) n’est pas possible pour ouvrir la sténose car le constricteur est un dispositif rigide. L’imagerie par résonance magnétique cardiaque (IRM) est utilisée pour évaluer la fonction globale et régionale, l’anatomie coronaire et la viabilité des tissus. L’analyse de l’IRM cardiaque a montré que la fonction diastolique, caractérisée par un taux de remplissage maximal (PFR), reste altérée malgré le PAC6. Le mécanisme de la dysfonction diastolique est probablement lié à une altération de la bioénergétique mitochondriale et de la formation de collagène dans le HIB qui persistent après un PAC11.
Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) fournissent une signalisation thérapeutique par le biais d’exosomes pour améliorer la récupération myocardique lorsqu’elles sont appliquées pendant le PAC. Dans ce modèle porcin et des études in vitro parallèles, il a été démontré que la mise en place d’un patch épicardique de CSM vicryl pendant le PAC récupère la fonction contractile avec une augmentation des protéines mitochondriales clés, à savoir PGC-1α12, un régulateur important du métabolisme énergétique mitochondrial13. Le modèle in vitro nous a permis d’étudier le mécanisme de signalisation des CSM sur la fonction mitochondriale altérée. Les exosomes sont des microvésicules stables sécrétées (50-150 nm) qui contiennent des protéines ou des acides nucléiques, y compris des microARN (miARN)14. Des données in vitro récentes suggèrent que les exosomes dérivés des CSM sont un mécanisme de signalisation important nécessaire à la récupération de la respiration mitochondriale.
Les exosomes dérivés de cellules souches sont des thérapies complémentaires prometteuses car ils sont facilement accessibles, peuvent être produits commercialement et ne présentent pas de conflits éthiques. En tenant compte de la traduction clinique, un patch de collagène intégré avec des exosomes dérivés de CSM a été créé qui peut être suturé chirurgicalement à la région d’hibernation du myocarde. Il a été démontré qu’il y a une libération soutenue d’exosomes à l’aide de ce patch et qu’il fournit une thérapie régénérative acellulaire avec un mécanisme de signalisation paracrine qui cible la récupération mitochondriale et améliore la biogenèse mitochondriale15. Cette procédure fournit le modèle préclinique pour étudier l’impact des thérapies dérivées de CSM pour améliorer la fonction cardiaque en renforçant la fonction mitochondriale et en réduisant l’inflammation au moment de la revascularisation et en inversant les adaptations des myocytes à l’ischémie chronique.
Dans cette étude, une méthode chirurgicale de PAC sans pompe utilisant LIMA à l’anastomose LAD pour contourner la zone de sténose LAD proximale imitant le traitement standard pour les patients atteints de coronaropathie est présentée. En tant que traitement d’appoint par PAC, l’application chirurgicale d’un patch de collagène intégré à l’exosome dérivé de CSM sur la région ischémique du myocarde a été démontrée. Ce modèle chirurgical peut être utilisé pour étudier les réponses physiologiques à l’effet paracrine observé avec l’utilisation d’un patch d’exosomes ainsi que les mécanismes moléculaires de récupération.
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Protocole
Les comités institutionnels de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) du Minneapolis VA Medical Center et de l’Université du Minnesota ont approuvé toutes les études sur les animaux. Les directives actuelles des National Institutes of Health (NIH) concernant l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire ont été suivies.
1. Isolement de cellules souches mésenchymateuses et préparation et caractérisation d’exosomes
- Isolement de cellules souches mésenchymateuses (CSM) dérivées de la moelle osseuse
- Obtenez 30 à 50 ml de moelle osseuse stérile du sternum ou du tibia d’une porce Yorkshire-Landrace femelle de 20 semaines. Pour ce faire, introduisez une aiguille interosseuse 15G de 25 mm dans le sternum ou le tibia et prélevez l’échantillon dans une seringue de 60 ml avec 10 ml d’héparine.
REMARQUE : Pour plus de détails sur le prélèvement de moelle osseuse, veuillez consulter Pittenger et al. et Hocum-Stone et al.12,16. - En bref, faire passer l’échantillon de moelle osseuse dans un tube Vacutainer CPT avec de l’héparine pendant 30 min à 1800 x g.
- Retirez la couche leucocytaire contenant les cellules mononucléées et lavez-les avec la solution saline équilibrée de Hank. Granuler les cellules mononucléées par centrifugation et remise en suspension dans un milieu de croissance (10 % de sérum fœtal bovin [FBS]).
- Transférez les cellules mononucléées dans des flacons de culture cellulaire pour une croissance adhérente. Isoler les CSM de la fraction mononucléaire par leur caractère adhérent.
- Laver toutes les CSM non MSC dans les 24 heures, en laissant une monocouche de CSM dans le flacon de culture tissulaire. Confirmer le phénotype des CSM par cytométrie en flux, en assurant la négativité pour CD45, un marqueur hématopoïétique, et la positivité pour CD90 et CD105, marqueurs des CSM.
- Obtenez 30 à 50 ml de moelle osseuse stérile du sternum ou du tibia d’une porce Yorkshire-Landrace femelle de 20 semaines. Pour ce faire, introduisez une aiguille interosseuse 15G de 25 mm dans le sternum ou le tibia et prélevez l’échantillon dans une seringue de 60 ml avec 10 ml d’héparine.
- Préparation et caractérisation d’exosomes à partir de cellules souches mésenchymateuses porcines
- Grainez 1 x 104 cardiomyocytes de rat H9C2 et cultivez dans 1x DMEM+ 10% FBS et 1x Pen/streptocoque. Grainez 2 x 104 CSM porcines dans du DMEM avancé + 5% FBS et 1x Pen/streptocoque.
- Une fois que les deux lignées cellulaires sont confluentes à au moins 80 %, changez le milieu en milieu H9C2 et MSC appauvri en exosomes.
- Exposer les cardiomyocytes H9C2 à une hypoxie légère (1 %O2 pendant 24 h). Retirer les flacons de l’hypoxie après 24 h et pipeter le milieu H9C2.
- Retirez et jetez le support MSC de la fiole MSC. Ajouter le milieu H9C2 purifié dans la fiole MSC. Incuber le ballon pendant 6 h dans des conditions normoxiques (5 % de CO2, 20 % d’O2 et 37 °C).
- Extraire les exosomes du milieu conditionné en coculture à l’aide du réactif d’isolement total des exosomes en suivant les instructions du fabricant.
- Vérifier l’identification des exosomes par transfert Western de protéines exosomiques communes contenant des anticorps dirigés contre CD-63 (1 :1000)17.
- Effectuer une analyse de suivi des nanoparticules (NTA) pour quantifier les exosomes et évaluer la taille des nanoparticules et leur distribution. Pour ce faire, dissoudre les protéines totales (50 μg) des exosomes dans 500 μL de PBS pour déterminer la concentration et la distribution granulométrique des exosomes à l’aide d’un analyseur de suivi des nanoparticules.
- Analysez les données à l’aide d’un logiciel de suivi des nanoparticules.
2. Chirurgie de pontage aorto-coronarien sans pompe
- Préparation des animaux
- Pesez l’animal (porcs femelles Yorkshire-Landrace de 16 semaines) 3 jours avant la date prévue de l’opération. Jeûnez l’animal pendant 12 h avant la chirurgie tout en ayant accès à de l’eau pendant le jeûne.
- Administrer la buprénorphine 0,18 mg/kg par voie intramusculaire 2 à 4 h avant la chirurgie.
- Induction de l’animal
- Sédater l’animal en lui injectant par voie intramusculaire 6,6 mg/kg de tilétamine-zolazépam/xylazine.
- Attendez 15 minutes pour assurer une sédation adéquate en évaluant le tonus de la mâchoire suivi de la mise en place d’un cathéter 22G dans la veine centrale de l’oreille.
REMARQUE : Une autre veine périphérique peut être envisagée (c.-à-d. la veine céphalique) si la veine de l’oreille est inadéquate. - Administrer une pommade ophtalmique topique à chaque œil. Administrer 1 à 2 mg/kg de propofol par voie intraveineuse pour induire une anesthésie générale. Le tonus de la mâchoire reflète le plus fidèlement la profondeur de l’anesthésie et doit être évalué tout au long de la procédure.
- Intuber l’animal avec une sonde endotrachéale de taille appropriée.
- Chirurgie
- Rasez le sternum et l’aine de l’animal en vue de l’intervention chirurgicale.
- Réglez la ventilation mécanique à 10-15 respirations par minute, l’oxygène 1-4 L/min et l’isoflurane 1,0-3,0 % au besoin pour maintenir une anesthésie profonde pour la chirurgie. Vérifiez l’absence de réflexe oculaire ou de mâchoire pour confirmer une anesthésie profonde.
- Équipement de surveillance de la position (électrocardiogramme, CO2 en fin de courant, fréquence cardiaque, saturation en oxygène, pression artérielle et température) sur l’animal.
- Connectez le cathéter IV à un sac de solution saline normale ou de solution de sonnerie de lactate pour administrer des liquides d’entretien en continu.
- Préparez la peau en utilisant une technique aseptique avec povidone Gommage à l’iode et solution 3x pour une stérilité adéquate et pour minimiser le risque d’infection du site opératoire.
- Administrer la lidocaïne par voie intravasculaire (dose de charge de 2 mg/kg ou perfusion continue à une dose de 50 mcg/kg/min) pour prévenir les arythmies.
- Positionnez l’animal sur le dos et drapez-le avec des serviettes stériles.
- Effectuez une incision de l’artère fémorale gauche ou droite pour la mise en place d’un cathéter artériel par la technique Seldinger, suivie d’une connexion du cathéter au transducteur pour une surveillance continue de la pression artérielle au moment de la chirurgie.
- Utilisez l’électrocautérisation monopolaire pour faire une incision de 20 cm s’étendant de l’encoche sternale proximale jusqu’à l’apophyse xyphoïde distalement, et pour inciser des couches de muscles, de graisse sous-cutanée et de tissu conjonctif jusqu’au sternum.
- Effectuez une sternotomie médiane à l’aide d’une scie oscillante.
REMARQUE : La scie standard est évitée pour les sternotomies répétées car elle comporte un risque plus élevé de lésions myocardiques dues à des adhérences péricardiques antérieures de la procédure de thoracotomie gauche effectuée pour placer le constricteur LAD. - Divisez la plaque sternale postérieure à l’aide d’une paire de ciseaux. Utilisez un écarteur thoracique spécialisé pour une visualisation adéquate du médiastin.
- Disséquez les adhérences à l’aide de l’électrocautérisation monopolaire ou des ciseaux Metzenbaum. Disséquez soigneusement le muscle péristernal et la graisse pour exposer l’artère mammaire interne gauche (LIMA).
- Une fois que LIMA est exposé latéralement au bord sternal, séparez-le doucement de la paroi thoracique par dissection contondante avec embout électrocautérique. Utilisez le LIMA comme greffe squelettée.
- Commencer la dissection au niveau du 3èmeespace intercostal . Élevez doucement le bord sternal gauche pour une visualisation optimale.
- Utilisez une traction douce sur les adventices pour exposer les branches artérielles et veineuses de LIMA. Coupez le côté LIMA des branches à l’aide d’hémoclips et cautérisez le côté de la paroi thoracique des branches.
REMARQUE : Veillez à ne pas cautériser le clip sur le LIMA, car cela pourrait provoquer un rétrécissement du conduit. - Une fois qu’un segment initial de LIMA a été mobilisé, poursuivre la dissection en proximal vers le niveau de la veine sous-clavière et en distal jusqu’à la bifurcation de LIMA.
- Une fois la dissection terminée, administrer l’héparine par voie intraveineuse à une dose de 100 à 300 U/kg. Attendez 3 minutes après l’administration de l’héparine.
- Après 3 min, coupez l’extrémité distale du LIMA, juste avant le niveau de la bifurcation LIMA, et divisez le conduit. Cousez l’extrémité distale avec une suture en soie 2-0 gratuite.
- Préparez l’extrémité proximale pour la greffe. Inspectez visuellement la qualité de l’écoulement en laissant le greffon saigner pendant quelques secondes.
- Clampez doucement l’extrémité distale du conduit LIMA avec une pince bulldog atraumatique pour éviter les saignements. Ouvrez le péricarde avec un T inversé en faisant une incision d’environ 5 à 6 cm. Placez des sutures de taille 3-0 sur le péricarde pour une traction des deux côtés de la fente.
- Stabilisez le DAL avec des bandes de rétraction en silicone et un stabilisateur tissulaire, qui est fixé à l’écarteur sternal. Faire une artériotomie dans l’artère DAL distale à la sténose (causée par la bande constrictrice) avec une lame à 11 lames et étendre avec un ciseau à iris.
- Placez un shunt coronaire de taille appropriée dans le DAL. Effectuez l’anastomose LIMA à LAD avec une suture non résorbable 7-0 en utilisant une technique de dérivation hors pompe. Relâchez l’occlusion bouledogue sur le LIMA et confirmez l’hémostase.
- Préparation d’un patch d’exosomes dérivé de cellules souches mésenchymateuses (CSM)
- Après avoir réussi à isoler les exosomes des CSM, suspendre environ 3 x 108 exosomes dans 3 mL de solution saline normale et les ajouter à l’éponge de collagène.
- Porter 3 mL de suspension d’exosomes à température ambiante à environ 22 °C pendant 10 min. Placez 2 éponges de collage absorbables (chacune de 1,27 cm x 2,54 cm) dans une boîte de Pétri moyenne.
- Utilisez une seringue de 5 ml avec une aiguille de 18 G pour mélanger délicatement la suspension d’exosomes. Pipeter lentement 1,5 mL de suspension sur chaque éponge de collagène et attendre 5 minutes pour une absorption complète.
- Placement d’un patch d’exosome
- Placez l’éponge chargée d’exosomes à l’envers sur la région en hibernation du cœur, qui est l’épicarde de la région septale antérieure dans la distribution du DAL.
- Placez délicatement deux éponges pour couvrir la région hibernante du cœur. Utilisez un maillage en polyglactine de 3,5 cm x 1,0 cm pour couvrir chaque éponge de collagène.
- Cousez le maillage sur l’épicarde avec de fines sutures interrompues 7-0.
- Mise en place d’un drain thoracique
- Placez un drain thoracique à travers une incision séparée, près de la face inférieure de l’incision de sternotomie. Placez le drain thoracique avec précaution sur la face antérieure du cœur.
- Une fois le tube en place, placez une suture de cordon de bourse avec une suture 3-0 à l’aide d’un point de matelas horizontal pour permettre la fermeture de la plaie lors du retrait du tube.
- Le drain thoracique est maintenu jusqu’à la fermeture complète de la poitrine.
- Fermeture de la poitrine
- Approchez le sternum avec des sutures non résorbables en utilisant un motif en huit. Administrer 1 mg/kg de bupivacaïne par voie intramusculaire sur toute la longueur de l’incision.
REMARQUE : La suture est utilisée plutôt que des fils pour éviter les interférences avec l’imagerie IRM. - Fermez les couches de muscles et de peau de manière standard en utilisant des sutures résorbables 2-0 et 3-0, respectivement.
- Effectuez une apnée et une aspiration pour évacuer tout l’air de la cavité thoracique. Surveillez avec prudence la pression des voies respiratoires sur le ventilateur et maintenez-la entre 15 et 22 mmHg et relâchez-la une fois terminée.
- Une fois tout l’air évacué, retirez le drain thoracique tout en fermant la plaie à l’aide de la suture du cordon de bourse. Appliquez de la colle adhésive localement pour couvrir l’incision sternale.
- Approchez le sternum avec des sutures non résorbables en utilisant un motif en huit. Administrer 1 mg/kg de bupivacaïne par voie intramusculaire sur toute la longueur de l’incision.
- Soins postopératoires après la chirurgie
- Sevrez progressivement l’animal du ventilateur au fur et à mesure que l’incision cutanée se ferme. Assurez-vous que l’animal est capable de respirer spontanément et de protéger ses réflexes avant de le déconnecter de l’équipement d’anesthésie.
- Retirez la sonde endotrachéale après avoir confirmé que l’animal est capable de protéger ses voies respiratoires. Couvrir l’incision cutanée avec un pansement stérile et non adhérent incorporé dans une pommade antibiotique pour minimiser l’infection du site opératoire.
- Continuez à surveiller les signes vitaux, y compris la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire et la température corporelle, toutes les 15 minutes jusqu’à ce que l’animal soit capable de maintenir sa position sans aide.
- Assurez-vous que l’animal n’est pas laissé sans surveillance jusqu’à ce qu’il soit capable de soulever et de tenir sa tête haute et qu’il puisse se tenir debout sans aide. Administrer le méloxicam à une dose de 0,2 mg/kg par voie sous-cutanée avant de transporter l’animal à l’unité de récupération.
- Transporter l’animal à l’unité de récupération lorsque l’animal est stable. Conservez le pansement du site chirurgical sur l’incision jusqu’au 3e jour postopératoire. Remplacez le pansement s’il est souillé.
- Continuez à surveiller le niveau de douleur, l’incision cutanée et le bien-être général de l’animal pendant les 5 premiers jours suivant la chirurgie. Administrer une demi-dose de méloxicam (0,1 mg/kg) au besoin une fois par jour pour les accès douloureux paroxystiques.
- Hébergez l’animal pendant les 5 premiers jours après la chirurgie pendant que l’incision guérit pour réduire le risque d’infection du site opératoire par un autre animal. Remettre l’animal dans un logement de groupe après 5 jours.
- Signalez toute complication ou tout changement dans l’état de l’animal (fièvre, ascite, perte de poids, inappétence, etc.) au vétérinaire ou au personnel approprié.
3. Coronarographie par accès fémoral
- Fixez l’animal sur la table d’opération dans le décubitus dorsal. Amorcer la ventilation mécanique à raison de 10 à 15 respirations par minute. Réglez l’oxygène à 2-4 L/min, l’isoflurane à 1 % et 4 %, au besoin pour maintenir un plan d’anesthésie profond.
- Placez des électrodes ECG sur le membre de l’animal pour surveiller le rythme cardiaque. Évaluez la profondeur de l’anesthésie chez l’animal. Considérez l’animal profondément anesthésié en l’absence du réflexe de l’œil ou de la mâchoire.
- Nettoyez la poitrine et le cou avec un gommage à la povidone iodée, puis drapez l’animal avec des serviettes.
- Accéder à l’artère fémorale par une coupe chirurgicale et exposer l’artère et la veine fémorales. Faire une incision longitudinale de 1 à 2 mm avec une lame n° 11 dans l’artère fémorale et canuler l’artère à l’aide d’une gaine introductrice 11 Fr dans la lumière du vaisseau.
- Après avoir obtenu l’accès, avancez le cathéter pour effectuer une coronarographie afin d’évaluer la perméabilité anatomique du greffon LIMA-LAD.
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Résultats
Après la revascularisation, une coronarographie est réalisée pour évaluer la sténose du DAL (supérieure à 80 %) et la perméabilité du greffon LIMA-DAL (Figure 1). Quatre semaines après la chirurgie de revascularisation et la mise en place du patch de collagène chargé d’exosomes, une IRM cardiaque est réalisée pour évaluer la fonction systolique et diastolique du cœur au repos et en situation de stress à l’aide d’une perfusion de dobutamine à faible dose à 5 g/kg/min. La fonction systolique e...
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Discussion
Cette étude présente le premier modèle porcin de myocarde ischémique chronique, dans lequel il a été démontré que le traitement avec un patch de collagène chargé d’exosomes dérivé de CSM pendant la revascularisation chirurgicale récupère la fonction diastolique et systolique lors de la stimulation inotrope, potentiellement en ciblant la récupération mitochondriale. Auparavant, il a été démontré que dans un grand modèle animal de HIB, la fonction diastolique et systolique, mesurée par IRM cardiaque, reste altérée et ne s’...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par le VA Merit Review #I01 BX000760 (RFK) des États-Unis (U.S.) Département des anciens combattants BLR&D et Département des anciens combattants des États-Unis subvention #I01 BX004146 (TAB). Nous remercions également l’Institut de cardiologie Lillehei de l’Université du Minnesota pour son soutien. Le contenu de cet ouvrage ne représente pas les points de vue du Département des anciens combattants des États-Unis du gouvernement des États-Unis.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Suture |
| # 40 lame de tondeuse | Oster | 078919-016-701 | Enlever les cheveux des sites chirurgicaux |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Suture |
| 1 mL Seringue | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administrer des agents injectables |
| 1" bande médicale | Medline | MMM15271Z | Sécuriser la plaie Pansement et cathéters IV |
| 1000mL 0,9 % Chlorure de sodium | Baxter | 2B1324X | Liquide de remplacement IV |
| 12 mL Seringue | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administrer des agents injectables |
| 18 aiguilles | ga BD | 305185 | Administration d’agents injectables |
| 20 aiguilles | ga BD | 305175 | Administration d’agents injectables |
| 20 mL Seringue | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administrer des agents injectables |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Suture |
| 250 mL 0,9 % sérum physiologique | Baxter | ; UE1322D | Liquide IV de remplacement |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administrer des agents injectables |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G | Suture |
| 36" Tube de surveillance de pression | Smith' s Medical | MX563 | Connect art. Ligne ; au transducteur |
| 4,0 mm ID tube endotrachéal | Medline | DYND43040 | Établir les voies respiratoires pour l’hibernation |
| 4-0 Tevdek II Brins | Deknatel | 7-922 | Suture pour fixer le constricteur autour de LAD |
| 48" Tube de surveillance de pression | Smith' s Medical | MX564 | Connect art. Ligne ; au transducteur |
| 500mL 0,9 % Chlorure de sodium | Baxter | 2B1323Q | Administration de médicaments, Fournir un brouillard pour le souffleur Mister |
| 6 ; mL Seringue | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administrer des agents injectables |
| 6,0 mm ID tube endotrachéal | Mallinckrodt | 86049 | Établir les voies respiratoires pour Revasc, IRM et Terminaison |
| 6,5 mm ID tube endotrachéal | Medline | DYND43065 | Établir des voies respiratoires pour Revasc, IRM et Terminaison |
| de tuyauterie sous pression de 6 " | Smith' s Medical | MX560 | Prélever la moelle osseuse |
| Seringue 60 mL | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administrer des agents injectables |
| 7,0 mm ID Sonde endotrachéale | Medline | DYND43070 | Etablir les voies respiratoires pour Revasc, IRM et terminaison |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Suture |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific | 12491023 | |
| Tampons de préparation à l’alcool | MedSource | MS-17402 | Désinfectant |
| Amicon Ultra-15 Unité de filtre centrifuge | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Appareil d’anesthésie | Dräger | Fabious Trio | maintient l’anesthésie générale |
| Appareil d’anesthésie + ventilateur | DRE Dräger - Fabius Tiro | DRE0603FT | Fournir de l’oxygène et de l’inhalant au patient |
| Moniteur d’anesthésie | Phillips ; Intellivue | MP70 | Multiparamètre pour la sécurité du patient |
| Kit de cathéter artériel | Arrow | ASK-04510-HF | Cathéter fémoral pour la surveillance |
| de la pression artérielle Larmes artificielles | Rugby | 0536-1086-91 | Lubrifier les yeux pour prévenir le dessèchement de la cornée |
| Bair Hugger | 3M | Modèle 505 | Système de réchauffement du patient |
| de base | Medline | DYNJP1000 | Champs stériles et nappe |
| Tubes de prélèvement sanguin - dessus vert | Fisher Scientific | 02-689-7 | Collecter des échantillons de sang de microsphères |
| Kit de brumisateur de souffleur | Medtronic/Covidien | 22120 | Dégage le champ chirurgical pour l’anastomose vasculaire |
| BODIPY TR Ceramide ThermoFisher | Scientific | D7540 | |
| Aiguille à moelle osseuse - 25mm 15 ga IO aiguille | Vidacare | 9001- VC-005 | Prélever la moelle osseuse |
| Bone Wax | Medline | ETHW31G | Hémostase de l’os coupé |
| Bovie Cautery pièce à main | Covidien | E2516 | Hémostase |
| Bupivicaïne | Pfizer | 00409-1161-01 | Anesthésique local |
| Buprénorphine 0,3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Analgésique préopératoire pour les procédures surviviales |
| Cellule Grattoirs | Corning | 353085 | |
| Cephazolin 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiotique |
| Drain Sanguin | Covidien | 8888561043 | Évacue l’air de la cavité thoracique |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Préparation chirurgicale de la peau |
| Tube CPT | BD | 362753 | MSC Isolement de la moelle osseuse |
| Delrin Constrictor | U of MN | Fait sur mesure | Crée la sténose de LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Adhésif cutané |
| DMEM (1X) Dulbecco’s Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamine 12,5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Augmente la pression artérielle et la fréquence cardiaque pendant la deuxième collecte de sang de microsphère |
| Coussinets ECG | DRE | 1496 | Surveiller le rythme cardiaque |
| FBS appauvri en exosomes | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Pipettes sérologiques jetables en polystyrène, stériles, 10 mL | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Introducteur fémoral et carotidien | Cordis- J& J | 504606P | canules fémorales et carotis |
| Sérum fœtal bovin, inactivé par la chaleur, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | utilisé pour anastomos LIMA à L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| GlutaMAX Supplement | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Tondeuse à cheveux | Oster | 078566-011-002 | Enlever les cheveux des sites chirurgicaux |
| Éponge de collagène Helistat | McKesson | 570973 1690ZZ | Éponge pour l’intégration d’exosomes |
| Héparine | Pfizer | ; 0409-2720-03 | Anticoaggulant |
| Bocaux d’histologie Fisher | Scientific | 316-154 | Formol pour échantillons de tissus |
| HyClone Sérum fœtal bovin caractérisé (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Pansement sécurisé et cathéters IV |
| Isoflurane | Sigma Aldrich | CDS019936 | Anesthésique général inhalant |
| Tubulure IV pour souffleur Mister | Carefusion | 42493E | S’adapte aux fluides IV pour souffleur/Monsieur |
| Jelco 18 ga Cathéter IV | Smiths medical | 4054 | Accès IV en Revasc, IRM et |
| Lidocaïne à terme 2 % | Pfizer | 00409-4277-01 | anesthésiques/antiarrthymiques locaux |
| Ethicon | MSC20 | Agrafes chirurgicales pour le démontage LIMA | |
| Lame longue pour laryngoscope | DRE | 12521 | Permet de visualiser la trachée pour l’intubation |
| Méloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Pompe |
| microsphère | Prélever des échantillons de sang à partir d’un introducteur fémoral | ||
| Cautère monopolaire | Covidien | Valleylab&trade ; FT10 | Hemostasis |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-FR | |
| NTA 3.1.54 logiciel | Malvern Panalytical | MAN0520-01-FR-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Positionneur et stabilisateur cardiaque |
| Réservoir d’oxygène E cylindre | divers | diversUtilisé pour le souffleur Monsieur si l’appareil d’anesthésie n’a pas de débitmètre auxiliaire | |
| PBS, pH 7,2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Pénicilline-Streptomycine-Néomycine (PSN) Mélange d’antibiotiques | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| Pigtail 145 cathéter 6 Français | Boston Scientific | 08641-41 | Mesurer les pressions BT |
| Transducteur de pression | divers | Doit s’adapter au moniteur d’anesthésie | Surveiller les pressions artérielles directes |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Agent d’induction |
| Roncuronium | Mylan | 67457-228-05 | Agent bloquant neuromusculaire |
| SR Buprénorphine 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Analgésique postopératoire |
| Saline stérile 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Chasse d’eau pour cathéters IV |
| Scie sternale/scie à nécropsie Thermo | Fisher | 812822 | Utilisé pour ouvrir la cavité thoracique |
| Arrêter les coqs | Medical | MX5311L | 2 pour se connecter à la queue de porc |
| Succinylcholine 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Agent bloquant neuromusculaire |
| Medline | DYND50223 | ||
| Récipient d’aspiration | Medline | ||
| Pack chirurgical avec écarteur thoracique | divers | Voir la liste de colis, | Incision fémorale et sternotomie médiane |
| , Instruments chirurgicaux | , divers | Voir la liste de colis, | Coupes fémorales et carotidiennes et sternotomie |
| Clip à ressort chirurgical | Applied Medical | A1801 | Clamp fin de LIMA après démontage |
| Pompe à seringue | Harvard | Deliver IV Perfusion de dobutamine | |
| SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution dans du DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Sédatif préopératoire |
| Telpha | pad Covidien | 2132 | Pansement stérile |
| Minuterie | Collecte temporelle des échantillons de sang Réactif d’isolement d’exosome | ||
| total ( à partir de milieux de culture cellulaire) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| Flacon de culture tissulaire TPP, T75, capuchon filtrant avec 0,22 uM PTFE | ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Pommade antibiotique triple | Johnson & Johnson | 23734 | Filet |
| vicrylique | Ethicon | VKML | Patch pour l’application de cellules épicardiques |
| Vortex | Mix microsphères | ||
| Xylazine 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Sédatif/analgésique préopératoire |
Références
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