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Article de méthode

« Avatar », une boucle de travail ex vivo modifiée utilisant une déformation et une activation in vivo

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DOI :

10.3791/65610

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18 août 2023

 , 
1Northern Arizona University

Dans cet article

Résumé

Cet article détaille la méthodologie d’émulation de la production de force musculaire in vivo lors d’expériences de boucle de travail ex vivo à l’aide d’un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire pour évaluer les contributions des transitoires de tension et de l’activation à la réponse de la force musculaire.

Résumé

Les comportements de mouvement sont des caractéristiques émergentes des systèmes dynamiques qui résultent de la production de force musculaire et du rendement du travail. L’interaction entre les systèmes neuronaux et mécaniques se produit simultanément à tous les niveaux de l’organisation biologique, de l’ajustement des propriétés musculaires des jambes pendant la course à la dynamique des membres interagissant avec le sol. Comprendre les conditions dans lesquelles les animaux modifient leurs stratégies de contrôle neuronal vers la mécanique musculaire intrinsèque (« réflexes ») dans la hiérarchie de contrôle permettrait aux modèles musculaires de prédire la force musculaire in vivo et de travailler avec plus de précision. Pour comprendre la mécanique musculaire in vivo, il est nécessaire d’étudier ex vivo la force musculaire et de travailler dans des conditions de tension et de charge variant dynamiquement, similaires à la locomotion in vivo. Les trajectoires de déformation in vivo présentent généralement des changements brusques (c’est-à-dire des transitoires de déformation et de vitesse) qui résultent d’interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement. L’objectif principal de notre technique « avatar » est d’étudier comment les muscles fonctionnent lors de changements brusques de vitesse de déformation et de charge lorsque la contribution des propriétés mécaniques intrinsèques à la production de force musculaire peut être la plus élevée. Dans la technique « avatar », l’approche traditionnelle de la boucle de travail est modifiée à l’aide de trajectoires de contrainte mesurées in vivo et de signaux électromyographiques (EMG) d’animaux pendant des mouvements dynamiques pour faire passer les muscles ex vivo à travers plusieurs cycles d’étirement-raccourcissement. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Cette technique permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les motifs de boucle de travail ; (2) varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la souche et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

Introduction

Les animaux en mouvement accomplissent des exploits athlétiques impressionnants d’endurance, de vitesse et d’agilité dans des environnements complexes. La locomotion animale est particulièrement impressionnante par rapport aux machines conçues par l’homme - la stabilité et l’agilité des robots, des prothèses et des exosquelettes à pattes actuelles restent médiocres par rapport aux animaux. La locomotion sur pattes en terrain naturel nécessite un contrôle précis et des ajustements rapides pour modifier la vitesse et les caractéristiques environnementales de manœuvre qui agissent comme des perturbations inattendues1,2,3,4. Pourtant, la compréhension de la locomotion non stationnaire est intrinsèquement difficile car la dynamique dépend d’interactions complexes entre l’environnement physique, la mécanique musculo-squelettique et le contrôle sensorimoteur1,2. La locomotion sur pattes nécessite de répondre aux perturbations inattendues par un traitement multimodal rapide des informations sensorielles et un actionnement coordonné des membres et des articulations1,5. En fin de compte, le mouvement est rendu possible par les muscles produisant une force via les propriétés mécaniques intrinsèques du système musculo-squelettique ainsi que par le contrôle neuronal 1,5,6,7. Une question en suspens de la neuromécanique est de savoir comment ces facteurs interagissent pour produire un mouvement coordonné en réponse à des perturbations inattendues. La technique suivante utilise la réponse mécanique intrinsèque du muscle à la déformation en utilisant des trajectoires de déformation in vivo lors d'expériences ex vivo contrôlables avec un muscle « avatar ».

La technique de la boucle de travail musculaire a fourni un cadre important pour comprendre la mécanique musculaire intrinsèque lors de mouvements cycliques8,9,10. La technique traditionnelle de la boucle de travail entraîne les muscles à travers des trajectoires de tension prédéfinies, généralement sinusoïdales, à l’aide de fréquences et de modèles d’activation mesurés lors d’expériences in vivo 2,8,9,11. L’utilisation de trajectoires de longueur sinusoïdale permet d’estimer de manière réaliste le travail et la puissance pendant le vol12 et la natation2 dans des conditions où les animaux ne subissent pas de changements rapides dans les trajectoires de déformation en raison de l’interaction avec l’environnement et la cinématique musculo-squelettique. Cependant, les trajectoires de tension musculaire in vivo pendant la locomotion des jambes résultent dynamiquement des interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement5,7,13,14. Une technique de boucle de travail plus réaliste est nécessaire pour émuler les charges, les trajectoires de contrainte et la production de force qui correspondent à la dynamique muscle-tendon in vivo et donne un aperçu de la façon dont la mécanique musculaire intrinsèque et le contrôle neuronal interagissent pour produire un mouvement coordonné face aux perturbations.

Ici, nous présentons une nouvelle façon d’émuler les forces musculaires in vivo pendant la locomotion sur tapis roulant en utilisant un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées avec des trajectoires de souche in vivo qui représentent des charges in vivo variant dans le temps. L’utilisation des trajectoires de déformation mesurées in vivo d’un muscle cible sur des muscles d’un animal de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées émulera les charges subies pendant la locomotion. Dans les expériences décrites ici, le muscle extenseur digitorum longus (EDL) ex vivo de souris est utilisé comme un « avatar » pour le muscle gastrocnémien médial (MG) in vivo du rat pendant la marche, le trot et le galop sur un tapis roulant13. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Bien que les muscles EDL de la souris diffèrent par leur taille, leur type de fibre et leur architecture par rapport à la MG du rat, il est possible de contrôler ces différences. La technique de l'« avatar » permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les motifs de boucle de travail ; (2) varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la souche et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

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Protocole

Toutes les études sur les animaux ont été approuvées par le comité d'éthique institutionnel pour les soins et l'utilisation des animaux de Northern Arizona University. Des muscles extenseurs digitaux longs (EDL) provenant de souris de type sauvage mâles et femelles (souche B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), âgées de 60 à 280 jours, ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus auprès d'une source commerciale (voir Tableau des matériaux) et ont été établis dans une colonie à Northern Arizona University.

1. Sélection de la trajectoire de la souche in vivo et préparation pour utilisation lors d'expériences de boucle de travail ex vivo

REMARQUE : Dans ce protocole, des mesures antérieures issues de la locomotion dynamique in vivo, fournies directement aux auteurs (Nicolai Konow, UMass Lowell, communication personnelle), ont été utilisées dans des expériences ex vivo. Les données originales ont été recueillies pour Wakeling et al.15. Des données temporelles, de longueur ou de déformation, d'EMG/activation et de force sont nécessaires pour reproduire le protocole.

  1. Segmenter l'ensemble in vivo essai en foulées individuelles à l'aide de n'importe quelle plateforme de programmation (code MATLAB fourni dans Fichier codé supplémentaire 1).
    1. Tracer les variations de longueur contre. temps pour l'ensemble du in vivo essai. Ceci permet de visualiser les foulées individuelles (appui à appui) et d'évaluer la variabilité entre les foulées (Figure 1).
    2. Calculer la déformation pour tout le test (Longueur (L) / Force isométrique maximale à la longueur optimale L)0).
    3. Sélectionner une foulée parmi tout l'essai qui soit représentative de l'ensemble des foulées et qui commence et se termine à des longueurs similaires. Cette sélection peut être effectuée visuellement en superposant les graphiques des longueurs afin de comparer chaque foulée.
    4. Une fois une foulée représentative sélectionnée, extraire les données de déformation, d'EMG/activation et de force sur l'ensemble de l'essai à l'aide d'une plateforme de programmation quelconque (voir Fichier de code supplémentaire 1 pour les codes utilisés dans MATLAB16).
    5. Si la fréquence d'échantillonnage diffère pour la déformation, l'EMG/l'activation ou la force, interpolez les points de données afin que tous soient échantillonnés à la même fréquence.
      REMARQUE : Les chercheurs peuvent déterminer la fréquence de capture en fonction des intervalles de temps entre chaque point échantillonné au cours de l'ensemble de l'essai. Si les variables sont capturées à la même fréquence, les temps d'échantillonnage seront identiques.
  2. Calculer la fréquence des pas segmentés.
    1. Calculer la fréquence en déterminant la durée d'une foulée segmentée en secondes et en divisant 1 (seconde) par la durée (1/durée = nombre de foulées par seconde).
    2. Déterminer manuellement le nombre de points de données à acquérir dans ex vivo des expériences visant à ajuster la fréquence.
    3. Calculer le temps nécessaire pour deux foulées. Répéter les foulées au moins une fois afin d'estimer l'erreur de mesure intramusculaire, qui sera nécessaire pour l'analyse statistique ultérieure.
  3. Déterminer la phase de stimulation par rapport à l'entrée de déformation en utilisant l'activité EMG mesurée afin de déterminer le début et la durée de la stimulation pour le ex vivo boucles de travail. N'importe quelle plateforme de programmation peut être utilisée (voir Fichier de code supplémentaire 1 pour le code utilisé dans cette étude).
    1. Visualiser le signal EMG sur la même plage d'axe des abscisses (temps) que le changement de déformationFigure 1). Agrandir le signal EMG pour qu'il soit visible ; cela peut être fait en multipliant le signal EMG par un nombre arbitraire, en rehaussant l'échelle de la déformation et de l'EMG pour qu'elles soient comparables, et/ou en ajoutant le signal EMG à la déformation.
      REMARQUE : Les auteurs ont remis à l'échelle la déformation et l'EMG pour les placer sur la même échelle à l'aide de la fonction « rescale » de MATLAB (voir Figure supplémentaire 1).
    2. Repérer où commence et où cesse l'activité EMG, indiqué par une variation d'intensité de deux écarts types17,18.
      REMARQUE : Selon l'animal et le muscle, le début de l'EMG peut ou non correspondre au contact du pied avec le sol (Monica Daley, UC Irvine, communication personnelle) (voir section Discussion).
    3. Calculer le pourcentage du cycle de sollicitation (par exemple, 40 %) auquel survient le début de l'activation EMG, ainsi que la durée pendant laquelle la stimulation aura lieu (par exemple, 222 ms).
      REMARQUE : Les chercheurs devront tenir compte d'un délai de couplage excitation-contraction (ECC) qui diffère entre in vivo mouvement et ex vivo boucles de travail et peuvent être différentes pour chaque animal et chaque muscle (par ex., in vivo L'ECC est de 24,5 ms pour le muscle gastrocnémien du rat, ex vivo L'ECC est d'environ 5 ms pour le muscle EDL de la souris.
  4. Préparer les entrées de déformation représentatives pour le programme du contrôleur de boucle de travail. Tout programme capable d'enregistrer la sortie de force avec des entrées de déformation et de stimulation peut être utilisé pour le programme du contrôleur de boucle de travail (voir la section Discussion).
    1. Prendre la foulée sélectionnée et interpoler au nombre approprié de points nécessaire pour que le pas soit capté à in vivo fréquence pendant deux cycles (voir étape 1.2).
    2. Réajuster l'allure pour commencer et s'arrêter à « déformation nulle » (par exemple, L0 ou 95 % L0) après étirement sur une longueur prédéterminée (voir étape 3.3).
    3. Ajuster, si nécessaire, la foulée sélectionnée comme entrée pour les variations de déformation du muscle EDL de souris (voir la section Discussion). Pour effectuer l'ajustement, choisir une excursion en longueur à laquelle le muscle EDL de souris peut être étiré sans subir de dommages (par exemple, nous étirons généralement le muscle EDL de souris de 10 % L0 quelle que soit la in vivo espèces). Cela pourrait devoir être modifié en fonction des résultats préliminaires (voir étape 3.3).

Données de contraction du muscle cardiaque ; graphique de la longueur en fonction du temps montrant des motifs de mouvement cycliques.
Figure 1 : Longueur en fonction du temps pour l'ensemble de l'essai in vivo. La longueur (mm) est représentée en fonction du temps pour le muscle gastrocnémien du rat. Les foulées sont délimitées par des cercles, allant de la longueur minimale à la longueur minimale suivante, chaque intervalle correspondant à une foulée unique. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

2. Évaluation de la force isométrique maximale du muscle de souris ex vivo

  1. Installer le matériel et préparer la chirurgie.
    NOTE : Voir la section Discussion pour une explication du matériel nécessaire aux expériences de boucle de travail ex vivo.
    1. Préparer un bain tissulaire en insérant la vanne à aiguille oxytube dans le bain tissulaire à double paroi rempli d’eau (voir Tableau des Matériaux). Relier l’oxytube à une bouteille de gaz contenant 95 % O2 et 5 % CO2. Laisser 20 psi remplir le bain tissulaire à double paroi.
    2. Préparer la zone chirurgicale en raccordant un oxytube supplémentaire de la ligne de gaz à un cristallisoir rempli de solution de Krebs-Henseleit (étape 2.1.3) placé près de la zone chirurgicale. Cette solution servira à maintenir les muscles aérés et hydratés pendant et après les interventions chirurgicales.
      NOTE : Les muscles peuvent également être conservés dans cette solution aérée jusqu’à 4 h, si plus d’un muscle est prélevé simultanément chez la souris.
    3. Préparer 1 L de solution de Krebs-Henseleit contenant (en mmol l-1) : NaCl (118) ; KCl (4,75) ; MgSO4 (1,18) ; KH2PO4 (1,18) ; CaCl2 (2,54) ; et glucose (10,0), à température ambiante, et ajuster le pH à 7,4 à l’aide de HCl et de NaOH (voir Tableau des Matériaux). Lors de la manipulation de HCl et de NaOH, porter les EPI appropriés, notamment des lunettes et des gants.
    4. Remplir le bain avec la solution de Krebs-Henseleit à température ambiante et à pH 7,4. Plonger complètement le muscle et le crochet dans la solution.
    5. Allumer tous les équipements : système de levier musculaire bimodal, stimulateur et interface de signal (carte DAQ) (voir Tableau des Matériaux).
  2. Disséquer le muscle EDL.
    1. Anesthésier profondément la souris, puis procéder à l’euthanasie par dislocation cervicale. Placer la souris en position latérale droite ou gauche, avec la patte arrière supérieure étirée et les orteils en contact avec la planche de dissection. Raser le poil de la cheville jusqu’au-dessus de l’articulation du genou.
    2. Soulever la peau à l’aide de pinces et inciser de l’articulation de la cheville jusqu’à la région de la hanche. Une fois le muscle exposé, découper autour de la cheville comme un ourlet de pantalon. Tirer la peau vers le haut pour mieux exposer les muscles de la jambe.
    3. Localiser la ligne fasciale séparant le tibial antérieur (TA) et le gastrocnémien, puis séparer les tissus à l’aide de ciseaux de dissection afin d’exposer les tendons du genou. Placer les ciseaux de dissection entre les deux tendons du genou exposés. Les ciseaux doivent « accrocher » une poche située juste sous les tendons du genou exposés. Effectuer une dissection émoussée de cette « poche » en écartant progressivement les ciseaux de la jambe jusqu’à atteindre la cheville, afin d’exposer le muscle EDL.
    4. À l’aide d’un nœud en boucle préalablement noué en fil de suture chirurgicale en soie 4-0 (voir Tableau des Matériaux), passer une extrémité du fil sous le tendon le plus proche du genou. Faire un nœud carré double au-dessus de la jonction musculo-tendineuse proximale, sans placer le nœud sur le muscle ni inclure le tendon. Couper au-dessus du nœud. Tirer doucement sur la boucle attachée au tendon, et le muscle EDL émergera de la « poche ».
    5. Fixer la boucle sur la zone de dissection afin de créer une tension dans le muscle EDL. Faire un nœud carré double à l’aide d’une autre boucle préalablement nouée à la jonction musculo-tendineuse distale, sans placer le nœud sur le muscle ni inclure le tendon. Couper le nœud du côté le plus proche de la jambe pour retirer entièrement le muscle EDL de la souris. Retirer l’excès de suture des nœuds carrés doubles situés aux extrémités proximale et distale du muscle, puis placer le muscle dans le bain aéré près de la zone chirurgicale.
      NOTE : Veiller à noter quelle extrémité est proximale et/ou distale lors du placement du muscle dans un bain aéré.
    6. Pour le montage sur le dispositif à levier servo-moteur, fixer le muscle EDL verticalement entre deux électrodes en platine suspendues. Attacher la boucle distale au crochet fixe et la boucle proximale au crochet relié au bras du servo-moteur. Élever le bain tissulaire afin d’immerger complètement le muscle dans la solution de Krebs-Henseleit aérée.
      NOTE : L’aération ne doit pas perturber le muscle lorsqu’il est immergé. Si c’est le cas, réduire la pression du gaz. Laisser le muscle s’équilibrer pendant 10 minutes avant de commencer la stimulation.
  3. Mesurer la force isométrique maximale du muscle EDL.
    NOTE : Se référer au Tableau 1 pour le protocole de mesure de la force isométrique maximale à l’aide de contractions simples et tétraques. Voir la Figure Supplémentaire 1 pour une illustration du programme utilisé par les auteurs.
    1. Stimuler le muscle avec une contraction simple supramaximale pour s’assurer qu’aucun dommage n’a été causé pendant la chirurgie (80 V, 1 pps, 1 ms ; Tableau 1 ; voir Figure Supplémentaire 2). En l’absence de dommage, utiliser le bouton de réglage de longueur du système de levier musculaire pour déterminer la longueur du muscle à laquelle la tension active est d’environ 1 V / 0,1271 N, avec une tension passive inférieure à environ 0,1 V / 0,01271 N, en utilisant la stimulation par contraction simple.
    2. Enregistrer la longueur initiale du muscle, de nœud de suture à nœud de suture, en volts et en millimètres. Saisir ces mesures dans la section d’étalonnage du programme pour la longueur initiale (voir Figure Supplémentaire 1).
    3. Déterminer la force isométrique maximale de contraction simple supramaximale à la longueur optimale (L0) du muscle EDL (Tableau 1). Aucune période de repos n’est techniquement nécessaire, mais attendre 1 minute entre chaque stimulation stabilise la tension passive. Enregistrer la longueur (en volts) à laquelle la contraction simple supramaximale est maximale. Il s’agit de la longueur optimale du muscle (L0) pour la contraction simple.
    4. Mesurer le muscle à cette longueur à l’aide d’un pied à coulisse, de nœud de suture à nœud de suture. Une fois L0 déterminée, raccourcir le muscle jusqu’à la longueur initiale (tension active ~1 V / 0,1271 N).
    5. Déterminer la force isométrique maximale de tétrade supramaximale du muscle EDL (80 V, 180 pps, 500 ms ; Tableau 1). Enregistrer la longueur (en volts et en millimètres) de la force tétraque supramaximale à L0 et mesurer à nouveau les fibres de nœud de suture à nœud de suture à l’aide du pied à coulisse.
      ​NOTE : Augmenter la longueur du muscle par paliers de 0,5 V / 0,65 mm permet d’obtenir une valeur plus précise de L0 pour les contractions simples et tétraques.
    6. Mesurer la force isométrique sous-maximale du muscle EDL (45 V, 110 pps, 500 ms ; Tableau 1) à L0 avant et après l’expérience afin de s’assurer qu’aucune fatigue n’est survenue en raison du protocole de stimulation. Une diminution de 10 % de la force est considérée comme un signe de « fatigue musculaire ».
ExpérienceIntensité de stimulation (V)Fréquence des impulsions (pps / Hz)Durée de la stimulation (ms)Commentaires
1. « Échauffement »8011Augmenter ou diminuer la longueur par incréments de 0,50 V afin d'obtenir une tension passive de 1 V
2. Longueur optimale du muscle pour le sursaut (L0)8011Augmenter ou diminuer la longueur par incréments de 0,50 V afin d'obtenir une tension passive d'environ 1 V
3. Longueur optimale du muscle pour le tétanos (L0)80180500Reposer 3 min entre chaque modification de longueur par incréments de 0,50 V
4. Longueur optimale submaximale avant l'expérience (L0)45110500À la longueur L0
6. Expériences avec l'avatar45110Utiliser cycliquement des variations de longueur représentatives pour le muscle EDL de souris
7. Longueur optimale submaximale après l'expérience (L0)45110500Revenir à la longueur L0 après l'expérience et mesurer L0

Tableau 1 : Protocole de stimulation. Protocole de stimulation pour déterminer la longueur optimale des réponses musculaires au twitch et à la tétrade maximales et sous-maximales. Le protocole varie selon l'intensité de la stimulation, le moment et le nombre d'impulsions par seconde.

3. Réalisation de la technique de boucle de travail « avatar » en utilisant des trajectoires de déformation in vivo sélectionnées

  1. Configurer le logiciel nécessaire pour réaliser les techniques de boucle de travail « avatar » (voir Table des matériels).
    REMARQUE : Un fichier d'entrée (.csv ou similaire) spécifiant la longueur du muscle à chaque pas de temps est nécessaire (voir étape 1.4). Des entrées concernant le pourcentage du cycle à partir duquel la stimulation commence et la durée de la stimulation sont requises (voir Figure supplémentaire 3 par exemple).
  2. Technique complète de la boucle de travail « avatar ».
    REMARQUE : Bien que nous utilisions un programme LabView personnalisé, les chercheurs peuvent utiliser n'importe quel logiciel permettant de contrôler les variations de longueur du muscle EDL de souris sur un levier motorisé, de régler le début (% du cycle) et la durée (ms) de la stimulation à des moments précis, ainsi que de mesurer la force musculaire. Voir Figure supplémentaire 3 pour une illustration des auteurs du programme utilisée.
    1. Téléverser les variations de déformation échelonnées avec l'excursion de longueur échelonnée dans le programme de l'étape 1.4. Consulter les étapes 1.4, 3.3 et la section Discussion pour plus d'informations sur les « variations de déformation échelonnées ».
    2. Ajuster la longueur initiale du muscle si nécessaire (voir section 3.3). Saisir la longueur initiale en V et en mm pour étalonner les résultats (voir Figure supplémentaire 3).
    3. Utiliser le moment de début et la durée de la stimulation calculés à l'étape 1.3.
    4. Faire passer le muscle par des changements de longueur gradués avec une excursion de longueur déterminée pendant deux cycles.
    5. Enregistrer les données. Si plusieurs protocoles de stimulation sont réalisés sur le même muscle, attendre 3 min entre chaque stimulation.
    6. Stimuler à la longueur optimale (L0) en utilisant une activation sous-maximale pour déterminer si une fatigue est survenue. Si la force diminue de plus de 10 %, les muscles sont considérés comme fatigués. Voir Tableau 1 pour les protocoles de stimulation.
    7. Retirer le muscle du bain. Enlever les nœuds en forme de boucle du muscle et tamponner l'excès de solution sur le muscle. Peser le muscle. Déterminer la surface physiologique de section transversale à l'aide de la formule standard : masse du muscle/(L0*1.06)19.
  3. Régler les paramètres pour la technique de « boucle de travail » de l'« avatar » (voir la section Discussion).
    1. Déterminer la longueur initiale et l'excursion de longueur en les faisant correspondre ex vivo augmentation de la tension passive à l'augmentation de la tension passive observée in vivo (Figure 2).
      REMARQUE : Cette étude a utilisé le pourcentage de L0 à l'échelle de la longueur initiale (mm) et de l'excursion (% L0; voir l'étape 1.4 et la section Discussion). Pour faire correspondre l'augmentation de la tension dans ex vivo du muscle EDL de souris à celui du in vivo rat MG, les auteurs ont constaté que la longueur initiale à L0 a donné le meilleur ajustement (Figure 2).
    2. Choisir trois longueurs initiales (par exemple, -5 % L0, L0, et +5 % L0). Effectuer la « boucle de travail » du « avatar » pour chacune de ces longueurs initiales avec une excursion de longueur spécifiée (par exemple, 10 % de L0).
      REMARQUE : Dans les expériences actuelles avec des « avatars » utilisant le muscle EDL de souris, une excursion en longueur de 10 % de L0 a été utilisé.
    3. Répéter avec de nouvelles longueurs initiales et/ou de nouvelles amplitudes jusqu'à ce que le taux de ex vivo l'augmentation de la tension passive est similaire à la vitesse de in vivo augmentation de la tension passive (voir Figure 2B).
    4. Selon les types de fibres et la dynamique d'activation des muscles utilisés, augmenter ou réduire la durée de la stimulation afin d'optimiser la concordance entre ex vivo et in vivo force. Il peut donc être nécessaire de modifier le début et/ou la durée de la stimulation afin de les adapter au mieux in vivo production de force lors d'expériences avec un « avatar ».
    5. Pour décider si cela est nécessaire (voir section Discussion), tracer la force en fonction du temps de l'« avatar » et in vivo muscleFigure 3) et calculez le coefficient de détermination R2 en élevant au carré la corrélation normalisée entre la force musculaire cible et celle de l'« avatar » musculaire (voir Résultats représentatifs).

Graphique d'équilibre statique, ΣFx=0, montrant une analyse du cycle de travail ; diagramme contrainte-déformation à échelle définie.
Figure 2: Augmentation de la tension passive appareillée. Boucles de travail montrant les in vivo et ex vivo augmentation de la tension passive (flèches) In vivo boucle de travail échelonnée du muscle MG de rat (noir) en marche à 2,9 Hz (données de Wakeling et al.)15). Ex vivo boucles de travail amplifiées à partir du muscle EDL de souris (vert) à 2,9 Hz. (A) La longueur initiale du muscle EDL de souris est de +5 % L0. (B) Longueur initiale du muscle EDL de la souris est L0. Remarquez que l'augmentation de la tension passive ex vivo correspond à la in vivo augmentation de la tension dans A mais pas dans B. Des lignes plus épaisses indiquent la stimulation. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Graphique de la contrainte en fonction du temps montrant les courbes de réponse dynamique en analyse d'essai de matériaux.
Figure 3 : Optimisation de la durée de stimulation du muscle EDL de la souris afin de correspondre à la force in vivo du muscle MG du rat (ligne noire). La force générée par le muscle EDL de la souris à l'aide d'une stimulation basée sur l'EMG (ligne pointillée verte) diminue plus tôt que la force in vivo, probablement en raison d'une désactivation plus rapide du muscle EDL de la souris par rapport au muscle MG du rat. Afin d'optimiser la superposition entre les forces in vivo et ex vivo, le muscle EDL de la souris a été stimulé pendant une durée plus longue (ligne verte continue). Coefficient de détermination R2 de la stimulation basée sur l'EMG = 0,55, R2 de la stimulation optimisée = 0,91. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Résultats

L'objectif des expériences « avatar » est de reproduire in vivo la production de force et le rendement énergétique aussi fidèlement que possible pendant ex vivo expériences de cycle de travail. Cette étude a choisi d'utiliser le muscle EDL de souris comme « avatar » du muscle GM de rat, car le EDL de souris et le GM de rat sont tous deux principalement constitués de fibres musculaires à contraction rapide20,21. Les deux muscles sont des moteurs ...

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Discussion

Alors que les organismes se déplacent de manière transparente à travers les paysages, les charges et les tensions sous-jacentes que subissent les muscles varient considérablement 1,6,23. Au cours de la locomotion in vivo 1,24 et dans des expériences « avatar », les muscles sont stimulés au maximum dans des conditions cycliques non stationnaires. Les relations is...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs reconnaissent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts.

Remerciements

Nous remercions le Dr Nicolai Konow d’avoir fourni les données utilisées dans cette étude. Financé par NSF IOS-2016049 et NSF DBI-2021832.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Suture tressée en soie non résorbable 4-0  ;Mersilk  ;734H
Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  ; solution
Dextrose  ;Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  ; solution
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  ; solution
Acide hydorchlorique (HCl)  ;Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  ; solution
LabView Data Collection  ;de magnésium Lab-View
(MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  ; solution
de chlorure de potassium (KCl)  ;Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  ; solution
Phosphate de potassium monobasique (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  ; solution
S88 StimulatorGrassM643H05Disponible à l’achat sur Ebay
Série 300B Système de levierAurora1200Acomprend un bain de tissu de chemise d’eau
Bicarbonate de sodium (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  ; solution
de chlorure de sodium (NaCl)  ;Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  ; solution
Hydroxyde de sodium (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  ; solution
Souris de type sauvageJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J
Sulfate

Références

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