Article de méthode

« Avatar », une boucle de travail ex vivo modifiée utilisant une déformation et une activation in vivo

DOI :

10.3791/65610

⸱

18 août 2023

 , 
1Northern Arizona University

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cet article détaille la méthodologie d’émulation de la production de force musculaire in vivo lors d’expériences de boucle de travail ex vivo à l’aide d’un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire pour évaluer les contributions des transitoires de tension et de l’activation à la réponse de la force musculaire.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les comportements de mouvement sont des caractéristiques émergentes des systèmes dynamiques qui résultent de la production de force musculaire et du rendement du travail. L’interaction entre les systèmes neuronaux et mécaniques se produit simultanément à tous les niveaux de l’organisation biologique, de l’ajustement des propriétés musculaires des jambes pendant la course à la dynamique des membres interagissant avec le sol. Comprendre les conditions dans lesquelles les animaux modifient leurs stratégies de contrôle neuronal vers la mécanique musculaire intrinsèque (« réflexes ») dans la hiérarchie de contrôle permettrait aux modèles musculaires de prédire la force musculaire in vivo et de travailler avec plus de précision. Pour comprendre la mécanique musculaire in vivo, il est nécessaire d’étudier ex vivo la force musculaire et de travailler dans des conditions de tension et de charge variant dynamiquement, similaires à la locomotion in vivo. Les trajectoires de déformation in vivo présentent généralement des changements brusques (c’est-à-dire des transitoires de déformation et de vitesse) qui résultent d’interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement. L’objectif principal de notre technique « avatar » est d’étudier comment les muscles fonctionnent lors de changements brusques de vitesse de déformation et de charge lorsque la contribution des propriétés mécaniques intrinsèques à la production de force musculaire peut être la plus élevée. Dans la technique « avatar », l’approche traditionnelle de la boucle de travail est modifiée à l’aide de trajectoires de contrainte mesurées in vivo et de signaux électromyographiques (EMG) d’animaux pendant des mouvements dynamiques pour faire passer les muscles ex vivo à travers plusieurs cycles d’étirement-raccourcissement. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Cette technique permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les motifs de boucle de travail ; (2) varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la souche et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

Introduction

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Les animaux en mouvement accomplissent des exploits athlétiques impressionnants d’endurance, de vitesse et d’agilité dans des environnements complexes. La locomotion animale est particulièrement impressionnante par rapport aux machines conçues par l’homme - la stabilité et l’agilité des robots, des prothèses et des exosquelettes à pattes actuelles restent médiocres par rapport aux animaux. La locomotion sur pattes en terrain naturel nécessite un contrôle précis et des ajustements rapides pour modifier la vitesse et les caractéristiques environnementales de manœuvre qui agissent comme des perturbations inattendues1,2,3,4. Pourtant, la compréhension de la locomotion non stationnaire est intrinsèquement difficile car la dynamique dépend d’interactions complexes entre l’environnement physique, la mécanique musculo-squelettique et le contrôle sensorimoteur1,2. La locomotion sur pattes nécessite de répondre aux perturbations inattendues par un traitement multimodal rapide des informations sensorielles et un actionnement coordonné des membres et des articulations1,5. En fin de compte, le mouvement est rendu possible par les muscles produisant une force via les propriétés mécaniques intrinsèques du système musculo-squelettique ainsi que par le contrôle neuronal 1,5,6,7. Une question en suspens de la neuromécanique est de savoir comment ces facteurs interagissent pour produire un mouvement coordonné en réponse à des perturbations inattendues. La technique suivante utilise la réponse mécanique intrinsèque du muscle à la déformation en utilisant des trajectoires de déformation in vivo lors d'expériences ex vivo contrôlables avec un muscle « avatar ».

La technique de la boucle de travail musculaire a fourni un cadre important pour comprendre la mécanique musculaire intrinsèque lors de mouvements cycliques8,9,10. La technique traditionnelle de la boucle de travail entraîne les muscles à travers des trajectoires de tension prédéfinies, généralement sinusoïdales, à l’aide de fréquences et de modèles d’activation mesurés lors d’expériences in vivo 2,8,9,11. L’utilisation de trajectoires de longueur sinusoïdale permet d’estimer de manière réaliste le travail et la puissance pendant le vol12 et la natation2 dans des conditions où les animaux ne subissent pas de changements rapides dans les trajectoires de déformation en raison de l’interaction avec l’environnement et la cinématique musculo-squelettique. Cependant, les trajectoires de tension musculaire in vivo pendant la locomotion des jambes résultent dynamiquement des interactions entre l’activation neuronale, la cinématique musculo-squelettique et les charges appliquées par l’environnement5,7,13,14. Une technique de boucle de travail plus réaliste est nécessaire pour émuler les charges, les trajectoires de contrainte et la production de force qui correspondent à la dynamique muscle-tendon in vivo et donne un aperçu de la façon dont la mécanique musculaire intrinsèque et le contrôle neuronal interagissent pour produire un mouvement coordonné face aux perturbations.

Ici, nous présentons une nouvelle façon d’émuler les forces musculaires in vivo pendant la locomotion sur tapis roulant en utilisant un muscle « avatar » d’un rongeur de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées avec des trajectoires de souche in vivo qui représentent des charges in vivo variant dans le temps. L’utilisation des trajectoires de déformation mesurées in vivo d’un muscle cible sur des muscles d’un animal de laboratoire lors d’expériences ex vivo contrôlées émulera les charges subies pendant la locomotion. Dans les expériences décrites ici, le muscle extenseur digitorum longus (EDL) ex vivo de souris est utilisé comme un « avatar » pour le muscle gastrocnémien médial (MG) in vivo du rat pendant la marche, le trot et le galop sur un tapis roulant13. Cette approche est similaire à la technique de la boucle de travail, sauf que les trajectoires de déformation in vivo sont mises à l’échelle de manière appropriée et imposées à des muscles de souris ex vivo attachés à un servomoteur. Bien que les muscles EDL de la souris diffèrent par leur taille, leur type de fibre et leur architecture par rapport à la MG du rat, il est possible de contrôler ces différences. La technique de l'« avatar » permet de : (1) émuler in vivo la déformation, l’activation, la fréquence de foulée et les motifs de boucle de travail ; (2) varier ces modèles pour correspondre le plus précisément possible aux réponses de force in vivo ; et (3) faire varier les caractéristiques spécifiques de la souche et/ou de l’activation dans des combinaisons contrôlées pour tester des hypothèses mécanistes.

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Protocole

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Toutes les études sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Nord de l’Arizona. Des muscles extenseurs digitorum longus (EDL) de souris sauvages mâles et femelles (souche B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), âgées de 60 à 280 jours, ont été utilisés pour la présente étude. Les animaux ont été obtenus d’une source commerciale (voir la table des matériaux) et établis dans une colonie à l’Université du Nord de l’Arizona.

1. Sélection de la trajectoire de déformation in vivo et préparation à l’utilisation lors d’expériences de boucle de travail ex vivo

NOTE : Dans ce protocole, des mesures préalables de la locomotion dynamique in vivo, fournies directement aux auteurs (Nicolai Konow, UMass Lowell, communication personnelle), ont été utilisées dans des expériences ex vivo. Les données originales ont été collectées pour Wakeling et al.15. Le temps, la durée ou la déformation, l’EMG/l’activation et les données de force sont nécessaires pour reproduire le protocole.

  1. Segmentez l’ensemble de l’essai in vivo en foulées individuelles à l’aide de n’importe quelle plate-forme de programmation (code MATLab fourni dans le fichier de codage supplémentaire 1).
    1. Tracez les changements de durée en fonction de la durée de l’ensemble de l’essai in vivo. Ceci est utilisé pour visualiser les foulées individuelles (position à position) et pour évaluer la variabilité entre les foulées (Figure 1).
    2. Calculer la déformation pour l’ensemble de l’essai (longueur (L) / force isométrique maximale à la longueur optimale L0).
    3. Choisissez une foulée dans l’ensemble de l’épreuve qui est représentative de toutes les foulées, et qui commence et se termine à des longueurs similaires. Cela peut être fait visuellement en représentant graphiquement les longueurs les unes sur les autres pour comparer chaque foulée.
    4. Une fois qu’une foulée représentative est sélectionnée, segmentez les données de déformation, d’EMG/activation et de force de l’ensemble de l’essai à l’aide de n’importe quelle plate-forme de programmation (voir le fichier de codage supplémentaire 1 pour les codes utilisés dans MATLab16).
    5. Si la fréquence d’échantillonnage diffère en termes de déformation, d’EMG/d’activation ou de force, interpolez les points de données de sorte que tous soient échantillonnés à la même fréquence.
      REMARQUE : Les chercheurs peuvent déterminer la fréquence de capture en fonction des intervalles de temps entre chaque point échantillonné dans l’ensemble de l’essai. Si les variables sont capturées à la même fréquence, les temps d’échantillonnage seront les mêmes.
  2. Calculez la fréquence des foulées segmentées.
    1. Calculez la fréquence en déterminant la durée d’une foulée segmentée en secondes et en divisant 1 (seconde) par la durée (1/durée = # foulées par seconde).
    2. Déterminez manuellement le nombre de points de données à acquérir dans les expériences ex vivo pour correspondre à la fréquence.
    3. Calculez le temps nécessaire pour deux foulées. Répétez les foulées au moins une fois pour estimer l’erreur de mesure musculaire, qui sera nécessaire pour l’analyse statistique ultérieure.
  3. Déterminer la phase de stimulation par rapport à l’entrée de contrainte à l’aide de l’activité EMG mesurée pour déterminer le début et la durée de la stimulation pour les boucles de travail ex vivo. N’importe quelle plate-forme de programmation peut être utilisée (voir le fichier de codage supplémentaire 1 pour le code utilisé dans cette étude).
    1. Visualisez le signal EMG sur la même plage de l’axe X (temps) que le changement de déformation (Figure 1). Agrandir le signal EMG pour qu’il soit visible ; cela peut être fait en multipliant le signal EMG par un nombre arbitraire, en redimensionnant la déformation et l’EMG pour qu’ils soient sur la même échelle, et/ou en ajoutant le signal EMG à la souche.
      REMARQUE : Les auteurs ont redimensionné la souche et l’EMG pour qu’ils soient sur la même échelle à l’aide de la fonction « rescale » dans MATLab (voir la figure supplémentaire 1).
    2. Trouvez où l’activité EMG commence et s’arrête, comme indiqué par une variation d’intensité de deux écarts-types 17,18.
      REMARQUE : Selon l’animal et le muscle, l’apparition de l’EMG peut ou non correspondre au contact du pied (Monica Daley, UC Irvine, communication personnelle) (voir la section Discussion).
    3. Calculez le pourcentage du cycle de déformation (par exemple, 40 %) auquel l’activation de l’EMG commence et pendant combien de temps la stimulation se produira (par exemple, 222 ms).
      REMARQUE : Les chercheurs devront tenir compte d’un délai de couplage excitation-contraction (ECC) qui diffère entre le mouvement in vivo et les boucles de travail ex vivo et qui peut être différent pour chaque animal et muscle (par exemple, l’ECC in vivo est de 24,5 ms pour la MG de rat, l’ECC ex vivo est de ~5 ms pour l’EDL de souris).
  4. Préparez des entrées de déformation représentatives pour le programme de contrôleur de boucle de travail. Tout programme capable de capturer la sortie de force avec une entrée pour la tension et la stimulation peut être utilisé pour le programme de contrôle de boucle de travail (voir la section Discussion).
    1. Prenez la foulée sélectionnée et interpolez jusqu’au nombre approprié de points nécessaires pour que l’étape soit capturée à la fréquence in vivo pendant deux cycles (voir l’étape 1.2).
    2. Rééchelonnez la foulée pour qu’elle commence et s’arrête à une « déformation nulle » (par exemple, L0 ou 95 % L0) après l’étirement d’une excursion de longueur prédéterminée (voir étape 3.3).
    3. « Echeller » la foulée sélectionnée, si nécessaire, à utiliser comme entrée pour les changements de tension dans l’EDL de la souris (voir la section Discussion). Pour mettre à l’échelle, sélectionnez une excursion de longueur à laquelle l’EDL de la souris peut être étirée sans dommage (par exemple, nous étirons généralement l’EDL de la souris de 10 % L0, quelle que soit l’espèce in vivo). Il se peut que cela doive changer en fonction des résultats préliminaires (voir l’étape 3.3).

figure-protocol-1Figure 1 : Durée dans le temps de l’ensemble de l’essai in vivo. Les foulées sont délimitées par des cercles, de la longueur la plus courte à la longueur la plus courte, considérée comme une foulée unique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Évaluation de la force isométrique maximale du muscle de la souris ex vivo

  1. Mise en place de l’équipement et de la chirurgie.
    REMARQUE : Voir la section Discussion pour une explication de l’équipement nécessaire pour la boucle de travail ex vivo.
    1. Préparez un bain d’organes en insérant la valve à pointeau à oxytube dans le bain de tissu de l’enveloppe d’eau (voir le tableau des matériaux). Connectez l’oxytube à une bouteille de gaz contenant 95 % 02-5 % de CO2. Laissez 20 psi remplir le bain de tissu de la chemise d’eau.
    2. Préparez la zone chirurgicale en faisant passer un oxytube supplémentaire de la conduite de gaz à une boîte de cristallisation remplie de solution de Krebs-Henseleit (étape 2.1.3) près de la zone chirurgicale. Cela sera utilisé pour garder les muscles aérés et hydratés pendant et après les chirurgies.
      REMARQUE : Les muscles peuvent également être stockés dans cette solution aérée jusqu’à 4 h, si plus d’un muscle est retiré de la souris à la fois.
    3. Préparer 1 L de solution de Krebs-Henseleit contenant (en mmol l-1) : NaCl (118) ; KCl (4,75) ; MgSO4 (1,18) ; KH2PO4 (1,18) ; CaCl2 (2,54) ; et le glucose (10,0) à température ambiante et un pH de 7,4 à l’aide de HCl et de NaOH (voir le tableau des matériaux). Lorsque vous manipulez du HCl et du NaOH, portez l’EPI approprié composé de lunettes et de gants.
    4. Remplissez le bain avec la solution de Krebs-Henseleit à température ambiante et à un pH de 7,4. Immergez complètement le muscle et le crochet dans la solution.
    5. Mettez en marche tout l’équipement : système à levier musculaire bimode, stimulateur et interface de signal (carte DAQ) (voir Tableau des matériaux).
  2. Dissection musculaire EDL.
    1. Anesthésier profondément la souris puis procéder à l’euthanasie par luxation cervicale. Posez la souris en position couchée latérale droite ou gauche, avec la patte postérieure supérieure étirée et les orteils touchant la planche de dissection. Retirez la fourrure de la cheville jusqu’au-dessus de l’articulation du genou.
    2. Tentez la peau avec des pinces et coupez de l’articulation de la cheville à la zone de la hanche. Une fois que le muscle a été exposé, coupez autour de la cheville comme un « ourlet » de pantalon. Tirez la peau vers le haut pour exposer plus clairement les muscles des jambes.
    3. Localisez la ligne du fascia qui sépare le tibial antérieur (TA) et le gastrocnémien, séparez-la à l’aide de ciseaux de dissection pour exposer les tendons du genou. Placez des ciseaux de dissection entre les deux tendons du genou exposés. Les ciseaux se « coincent » dans une poche juste en dessous des tendons du genou exposés. Disséquez une « poche » tout en tirant les ciseaux loin de la jambe jusqu’à ce que les ciseaux atteignent la cheville pour exposer l’EDL.
    4. À l’aide d’un nœud en boucle pré-noué dans une suture chirurgicale en soie de taille 4-0 (voir le tableau des matériaux), lacez une extrémité de la suture sous le tendon le plus proche du genou. Faites un double nœud carré au-dessus de la jonction muscle-tendon proximal sans le placer sur le muscle ou inclure le tendon. Coupez au-dessus du nœud. Tirez doucement sur la boucle attachée au tendon, et l’EDL sortira de la « poche ».
    5. Collez la boucle sur la zone de dissection pour créer une tension dans l’EDL. Faites un double nœud carré à l’aide d’un autre nœud en boucle pré-noué à la jonction muscle-tendon distal sans le placer sur le muscle ou inclure le tendon. Coupez le nœud du côté le plus proche de la jambe pour retirer tout l’EDL de la souris. Coupez la suture supplémentaire des doubles nœuds carrés sur les côtés proximal et distal du muscle et placez le muscle dans le bain aéré près de la zone chirurgicale.
      REMARQUE : Assurez-vous de noter quel côté est proximal et/ou distal si vous placez le muscle dans un bain aéré.
    6. Pour le placer sur le levier du servomoteur, fixez EDL verticalement entre des électrodes de platine suspendues. Fixez le nœud de boucle distale au crochet fixe et fixez le nœud de boucle proximale au crochet fixé au bras du servomoteur. Soulevez le bain de tissu pour immerger le muscle dans la solution aérée de Krebs-Henseleit.
      REMARQUE : L’aération ne doit pas perturber le muscle lorsqu’il est immergé. Si c’est le cas, baissez la pression du gaz. Laissez le muscle s’équilibrer pendant 10 minutes avant de commencer la stimulation.
  3. Mesurer la force isométrique maximale de EDL muscle.
    REMARQUE : Reportez-vous au Tableau 1 pour le protocole sur la façon de mesurer la force isométrique maximale à l’aide de la contraction et du tétanos. Voir la figure supplémentaire 1 pour une illustration du programme utilisé par les auteurs.
    1. Stimulez le muscle avec une contraction supramaximale pour s’assurer que le muscle n’a pas été endommagé pendant la chirurgie (80 V, 1 pps, 1ms ; Tableau 1 ; voir figure supplémentaire 2). Si aucun dommage ne s’est produit, utilisez le bouton de longueur du système de levier musculaire pour trouver une longueur musculaire à l’aide de la stimulation par contraction à laquelle la tension active est de ~1V / 0,1271 N avec une tension passive inférieure à ~0,1V / 0,01271N.
    2. Enregistrez la longueur de départ du muscle d’un nœud de suture à l’autre en volts et en millimètres. Entrez les mesures dans la partie étalonnage du programme pour la longueur de départ (voir Figure supplémentaire 1).
    3. Déterminez la force isométrique maximale de la contraction supramaximale à la longueur optimale (L0) de EDL (Tableau 1). Aucune période de repos n’est techniquement nécessaire, mais attendre 1 min entre les stimulations stabilisera la tension passive. Enregistrez la durée (en volts) à laquelle la contraction supramaximale est maximale. Il s’agit de la longueur musculaire optimale (L0) pour la contraction.
    4. Mesurez le muscle avec des pieds à coulisse à cette longueur. Mesurez le muscle d’un nœud de suture à l’autre. Une fois que L0 a été trouvé, raccourcissez le muscle à sa longueur de départ (tension active ~1V / 0,1271 N).
    5. Trouver la force isométrique maximale du tétanos supramaximal de EDL (80 V, 180 pps, 500 ms ; Tableau 1). Enregistrez la longueur (en volts et en millimètres) de la force tétanique supramaximale à L0 et mesurez à nouveau les fibres d’un nœud de suture à l’autre à l’aide d’un pied à coulisse.
      REMARQUE : L’augmentation de la longueur musculaire par pas de 0,5 V/0,65 mm se traduira par une L0 plus précise pour les contractions et le tétanos.
    6. Déterminez la force isométrique sous-maximale de EDL (45 V, 110 pps, 500 ms ; Tableau 1) à L0 avant et après l’expérience pour s’assurer qu’il n’y avait pas de fatigue due au protocole de stimulation. Une diminution de 10 % de la force est considérée comme un muscle « fatigué ».
ExpérienceIntensité de la simulation (V)Fréquence d’impulsion (pps / Hz)Durée de la stimulation (ms)Commentaires
1. « Échauffement »8011Augmentez ou diminuez la longueur de 0,50 V pour trouver une tension passive de 1 V
2. Contraction optimale de la longueur musculaire (L0)8011Augmentez ou diminuez la longueur de 0,50 V pour trouver une tension passive de ~1 V
3. Longueur musculaire optimale tétanos (L0)80180500Repos 3 min entre les changements de longueur de 0,50 V
4. Pré-expérience sous-maximale L045110500À la longueur de L0
6. Expériences d’avatar45110Utilisation cyclique des modifications de longueur représentatives pour l’EDL de la souris
7. Post-expérience sous-maximale L045110500Retour à L0 après l’expérience et mesure L0

Table 1 : Protocole de stimulation. Protocole de stimulation pour trouver la longueur optimale des contractions supramaximales et submaximales et du tétanos. Le protocole varie en fonction de l’intensité de la stimulation, du moment et des impulsions par seconde.

3. Réalisation de la technique de boucle de travail « avatar » à l’aide de trajectoires de souches in vivo sélectionnées

  1. Mettre en place le logiciel nécessaire pour réaliser les techniques de boucle de travail « avatar » (voir Tableau des matériaux).
    REMARQUE : Un fichier d’entrée (.csv ou similaire) qui spécifie la longueur du muscle à chaque pas de temps est nécessaire (voir étape 1.4). Il est nécessaire d’indiquer le pourcentage du cycle auquel la stimulation commence et la durée de la stimulation (voir la figure supplémentaire 3 par exemple).
  2. Technique complète de la boucle de travail « avatar ».
    REMARQUE : Bien que nous utilisions un programme LabView personnalisé, les chercheurs peuvent utiliser n’importe quel programme qui permet de contrôler les changements de longueur dans l’EDL de la souris sur un levier de servomoteur, de contrôler le début ( % de cycle) et la durée (ms) de la stimulation à des moments spécifiés, et de mesurer la force musculaire. Voir la figure supplémentaire 3 pour une illustration de l’utilisation du programme par les auteurs.
    1. À partir de l’étape 1.4, téléchargez dans le programme les changements de déformation à l’échelle avec excursion de longueur à l’échelle. Voir les étapes 1.4, 3.3 et la section Discussion pour plus d’informations sur les « changements de déformation échelonnés ».
    2. Ajustez la longueur de départ du muscle si nécessaire (voir rubrique 3.3). Entrez la longueur de départ en V et en mm pour calibrer les résultats (voir Figure supplémentaire 3).
    3. Utilisez le début et la durée de la stimulation calculés à l’étape 1.3.
    4. Faites passer le muscle à travers les changements de longueur à l’échelle avec une excursion de longueur déterminée pendant deux cycles.
    5. Enregistrez des données. Si plusieurs protocoles de stimulation sont recueillis sur un même muscle, attendez 3 min entre chaque stimulation.
    6. Stimulez à la longueur optimale (L0) en utilisant une activation sous-maximale pour déterminer si de la fatigue s’est produite. Si la force diminue de plus de 10 %, les muscles sont considérés comme fatigués. Voir le tableau 1 pour les protocoles de stimulation.
    7. Retirez le muscle du bain. Coupez les nœuds du muscle et tamponnez l’excès de solution sur le muscle. Pesez le muscle. Déterminez l’aire de la section transversale physiologique à l’aide de la formule standard : masse musculaire/(L0*1,06)19.
  3. Réglez les paramètres pour la technique de boucle de travail « avatar » (voir la section Discussion).
    1. Déterminez la longueur de départ et l’excursion de longueur en faisant correspondre l’augmentation de tension passive ex vivo à l’augmentation de tension passive observée in vivo (Figure 2).
      REMARQUE : Cette étude a utilisé le pourcentage L0 pour mettre à l’échelle la longueur de départ (mm) et l’excursion ( % L0 ; voir l’étape 1.4 et la section Discussion). Pour faire correspondre l’augmentation de tension dans l’EDL de souris ex vivo à celle de la MG de rat in vivo, les auteurs ont constaté que la longueur de départ à L0 produisait le meilleur ajustement (Figure 2).
    2. Choisissez trois longueurs de départ (par exemple, -5 % L0, L 0 et +5 % L0). Effectuez la boucle de travail « avatar » à chacune de ces longueurs de départ avec une excursion de longueur spécifiée (par exemple, 10 % L0).
      REMARQUE : Dans les expériences actuelles sur l’avatar utilisant des EDL de souris, une excursion de longueur de 10 % L0 a été utilisée.
    3. Répéter l’opération avec de nouvelles longueurs de départ et/ou excursion jusqu’à ce que le taux d’augmentation de la tension passive ex vivo soit similaire au taux d’augmentation de la tension passive in vivo (voir Figure 2B).
    4. En fonction des types de fibres et de la dynamique d’activation des muscles utilisés, augmentez ou diminuez la durée de la stimulation pour optimiser l’adéquation entre la force ex vivo et in vivo. Ainsi, il peut être nécessaire de modifier le début et/ou la durée de la stimulation pour mieux correspondre à la production de force in vivo pendant les expériences « avatar ».
    5. Pour décider si cela est nécessaire (voir la section Discussion), tracez la force dans le temps de l'"avatar » et du muscle in vivo (Figure 3) et calculez le coefficient de détermination R2 en mettant au carré la corrélation à l’échelle entre la force musculaire cible et « avatar » (voir Résultats représentatifs).

figure-protocol-2Figure 2 : Augmentation de tension passive correspondante. Boucles de travail montrant l’augmentation in vivo et ex vivo de la tension passive (flèches). Boucle de travail in vivo à l’échelle du rat MG (noir) marchant à 2,9 Hz (données de Wakeling et al.15). Boucles de travail à l’échelle ex vivo de l’EDL de souris (vert) à 2,9 Hz. (A) La longueur de départ du muscle EDL de la souris est de +5 % L0. (B) La longueur de départ du muscle EDL de la souris est L0. Notez que l’augmentation de la tension passive ex vivo correspond à l’augmentation de la tension in vivo dans A mais pas dans B. Des lignes plus épaisses indiquent une stimulation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-protocol-3Figure 3 : Optimisation de la durée de stimulation de l’EDL de la souris pour correspondre à la force in vivo de la MG du rat (ligne noire). La force générée par l’EDL de souris à l’aide de la stimulation basée sur l’EMG (ligne pointillée verte) diminue plus tôt que la force in vivo, probablement en raison de la désactivation plus rapide de l’EDL de la souris par rapport à la MG de rat. Pour optimiser l’ajustement entre les forces in vivo et ex vivo, l’EDL de la souris a été stimulée pendant une durée plus longue (ligne verte continue). Stimulation basée sur l’EMG R2 = 0,55, stimulation optimisée R2 = 0,91. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le but des expériences « avatar » est de reproduire la production de force in vivo et le rendement de travail aussi fidèlement que possible lors d’expériences de boucle de travail ex vivo. Cette étude a choisi d’utiliser l’EDL de souris comme un « avatar » de la MG chez le rat, car l’EDL de la souris et la MG du rat sont toutes deux composées principalement de muscles à contraction rapide 20,21. Les deux muscles sont les principaux moteurs de l’...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alors que les organismes se déplacent de manière transparente à travers les paysages, les charges et les tensions sous-jacentes que subissent les muscles varient considérablement 1,6,23. Au cours de la locomotion in vivo 1,24 et dans des expériences « avatar », les muscles sont stimulés au maximum dans des conditions cycliques non stationnaires. Les relations is...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tous les auteurs reconnaissent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions le Dr Nicolai Konow d’avoir fourni les données utilisées dans cette étude. Financé par NSF IOS-2016049 et NSF DBI-2021832.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Suture tressée en soie non résorbable 4-0  ;Mersilk  ;734H
Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  ; solution
Dextrose  ;Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  ; solution
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  ; solution
Acide hydorchlorique (HCl)  ;Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  ; solution
LabView Data Collection  ;de magnésium Lab-View
(MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  ; solution
de chlorure de potassium (KCl)  ;Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  ; solution
Phosphate de potassium monobasique (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  ; solution
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Série 300B Système de levierAurora1200Acomprend un bain de tissu de chemise d’eau
Bicarbonate de sodium (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  ; solution
de chlorure de sodium (NaCl)  ;Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  ; solution
Hydroxyde de sodium (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  ; solution
Souris de type sauvageJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J
Sulfate

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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