L’objectif du protocole actuel est de décrire les étapes nécessaires à l’établissement et à l’utilisation d’un test de préférence sociale pour le poisson-zèbre adulte et de démontrer qu’il peut être utilisé pour caractériser les défauts sociaux induits par l’éthanol.
Article de méthode
Modélisation des troubles du spectre de l’alcoolisation fœtale chez le poisson-zèbre pour caractériser l’impact d’un environnement embryonnaire défavorable sur le comportement social adulte
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’ensemble des troubles causés par l’alcoolisation fœtale (TSAF) décrit toutes les anomalies congénitales induites par l’alcool. Des anomalies congénitales telles que des troubles de la croissance, des anomalies craniofaciales, comportementales et cognitives sont associées au TSAF. Les difficultés sociales sont des anomalies comportementales courantes associées à l’ETCAF et entraînent souvent de graves problèmes de santé. Les modèles animaux sont essentiels pour comprendre les mécanismes responsables des défauts sociaux induits par l’éthanol. Les poissons-zèbres sont des vertébrés sociaux qui produisent des œufs transparents fécondés de l’extérieur ; ces caractéristiques fournissent aux chercheurs une procédure à la fois précise et simple pour créer le phénotype de l’ETCAF et un comportement inné qui peut être exploité pour modéliser les déficits sociaux associés à l’ETCAF. Ainsi, les poissons-zèbres sont idéaux pour caractériser les déficits sociaux du TSAF. L’objectif du protocole actuel est de fournir à l’utilisateur un test comportemental simple qui peut être utilisé pour caractériser les conséquences d’un environnement négatif au début du développement et les effets qu’il peut avoir sur le comportement social à l’âge adulte. Le protocole peut être utilisé pour caractériser l’effet des mutations ou des tératogènes sur le comportement social adulte. Le protocole décrit ici montre comment caractériser le comportement social d’un poisson individuel au cours d’un essai social de 20 minutes. De plus, les données obtenues à l’aide du protocole actuel fournissent des preuves que le protocole peut être utilisé pour caractériser les effets des anomalies sociales embryonnaires induites par l’éthanol chez les poissons-zèbres adultes.
Introduction
L’exposition prénatale à l’alcool peut entraîner diverses anomalies congénitales connues sous le nom de troubles du spectre de l’alcoolisation fœtale (TSAF)1. Les troubles du comportement, comme les difficultés sociales, sont des anomalies congénitales courantes associées au TSAF 2,3. Malheureusement, les difficultés sociales entraînent souvent de graves problèmes de santé mentale4, ce qui peut nuire à la qualité de vie des personnes atteintes de l’ETCAF. Ainsi, il est primordial de comprendre les mécanismes responsables des défauts sociaux induits par l’éthanol.
Les poissons-zèbres ont des caractéristiques biologiques et comportementales qui les rendent bien adaptés pour faire progresser notre compréhension des mécanismes responsables des défauts sociaux induits par l’éthanol. Par exemple, le poisson-zèbre produit de grandes quantités d’œufs transparents fécondés à l’extérieur ; ces caractéristiques biologiques permettent aux chercheurs de créer facilement des phénotypes précis et reproductibles de l’ETCAF5. Pour exposer des embryons à l’éthanol 24 heures après la fécondation (hpf), il suffit d’utiliser un microscope à dissection pour examiner l’œuf transparent et stadifier l’embryon sur la base de travaux précédemment publiés tels que Kimmel et al.6, puis de placer l’œuf à la concentration d’éthanol souhaitée pendant la durée souhaitée. Comme le chorion est une faible barrière à l’alcool7, l’éthanol baigne facilement l’embryon. Pour arrêter l’exposition, il suffit de retirer les œufs de la solution d’éthanol. En plus de fournir aux chercheurs une méthode simple mais précise pour créer des phénotypes de l’ETCAF, le poisson-zèbre permet également aux chercheurs de faire des comparaisons génétiques avec les humains, car 70 % des gènes humains ont un orthologue de poisson zèbre, ils sont donc un outil précieux pour comprendre les gènes liés aux maladies humaines8. De plus, contrairement à d’autres modèles d’animaux, les poissons-zèbres forment des groupes sociaux9 appelés bancs10. Le comportement de bancs peut être utilisé pour caractériser les effets de l’exposition embryonnaire à l’éthanol sur le comportement social11. De plus, chez le poisson-zèbre, une réponse sociale peut être provoquée en utilisant des stimuli sociaux contrôlés par ordinateur12 ou un stimulus social en direct13.
Des travaux antérieurs ont caractérisé la réponse sociale des poissons-zèbres adultes dans les groupes14, mais une limite de cette approche est l’incapacité à corréler le comportement d’un poisson individuel avec une mesure spécifique telle que les changements dans les niveaux de neurotransmetteurs11. Le protocole suivant donnera aux utilisateurs la possibilité de caractériser le comportement social d’un poisson-zèbre adulte individuel. Étant donné que le comportement social est acquis pour chaque poisson, les utilisateurs du protocole peuvent désormais corréler le profil comportemental acquis de chaque poisson avec un résultat dépendant. Par exemple, des travaux antérieurs ont montré que l’exposition embryonnaire à l’éthanol altère la réponse dopaminergique à un stimulus social11. Bien que les données présentées ici aient utilisé l’exposition embryonnaire à l’éthanol comme variable indépendante, les utilisateurs du protocole peuvent caractériser les effets d’autres traitements pharmacologiques ou mutations génétiques sur le comportement social. De plus, les utilisateurs du protocole ne sont pas limités à examiner comment les traitements embryonnaires modifient le comportement, mais peuvent également déterminer comment les traitements pharmacologiques aigus chez le poisson-zèbre adulte affectent le comportement social15.
Protocole
Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Dakota du Sud.
1. Logement, soins et exposition à l’éthanol embryonnaire du poisson-zèbre
- Élever et élever des poissons-zèbres comme décrit16.
- Exposition à l’éthanol
- Choisissez le stade de développement approprié auquel effectuer l’exposition à l’éthanol. Dans ce protocole, les embryons ont été exposés à l’éthanol à 24 hpf.
- Placer les œufs dans 1,0 % d’éthanol volume/volume pendant 2 h15. Un rapport de 1 œuf par ml d’EM est une bonne pratique. Plus précisément, placez les embryons dans 50 ml de milieu embryonnaire (EM ; veuillez consulter Westerfield16 pour la recette EM), puis retirez 500 μL d’EM et remplacez-les par 500 μL d’éthanol.
- Après l’exposition à l’éthanol, élever les embryons comme décrit17. Testez le comportement social lorsque les poissons ont 16 semaines.
2. Randomisation et configuration du réservoir
- À l’aide d’un générateur de séquences aléatoires en ligne, randomisez tous les essais a priori avant de réaliser les tests comportementaux. Assurez-vous que le côté stimulus et les groupes de traitement varient de manière aléatoire.
- Pour éviter tout facteur de confusion tel que l’heure de la journée ou le jour des tests, commencez et terminez l’essai comportemental à la même heure chaque jour et effectuez les tests comportementaux pendant des jours consécutifs jusqu’à ce que tous les poissons expérimentaux aient été testés.
- Pour cet essai (figure 1), utiliser une cuve de 37 L (50 cm x 25 cm x 30 cm, L x l x H) avec des cuves de 1,4 L placées à l’extérieur sur la largeur de la cuve, comme décrit précédemment17.
- Tapisser l’arrière et le fond du réservoir de 37 L de plastique ondulé blanc pour augmenter le contraste entre le poisson expérimental et l’arrière-plan afin d’améliorer le suivi vidéo.
- Placez le plastique ondulé sur la paroi extérieure des réservoirs de 1,4 L pour augmenter le contraste du stimulus social pour le poisson expérimental. Enfin, placez du plastique ondulé blanc entre les réservoirs de 1,4 L et les réservoirs de 37 L ; Cette barrière opaque est utilisée pour empêcher le poisson expérimental de voir le stimulus social pendant l’habituation.
- Placez la caméra à une distance suffisante pour capturer toute la longueur du réservoir de 37 L plus la moitié des réservoirs de 1,4 L et suivre avec précision les poissons adultes de laboratoire.
REMARQUE : Le fait de voir de quel côté se trouve le stimulus permet de s’assurer que les chercheurs ont correctement étiqueté les zones de suivi et fournit une redondance en tant que sauvegarde. - Si aucun suivi infrarouge n’est utilisé, assurez-vous d’éclairer le réservoir de 37 L. Utilisez toutes les lampes de hotte d’aquarium disponibles dans le commerce avec une lampe à spectre complet T8 de 15 W.
REMARQUE : Si plusieurs arènes sont installées, utilisez des hottes d’aquarium identiques avec des lampes identiques.
3. Réalisation de l’essai social
- Commencez par remplir le réservoir de 37 L utilisé pour le test comportemental avec de l’eau identique à l’eau utilisée dans le rack du logement. Assurez-vous que la température de l’eau est inférieure à 2 °C du rack du boîtier.
- À la fin de la journée, videz le réservoir de 37 L. Commencez chaque journée de test avec de l’eau douce. Assurez-vous que le niveau d’eau dans le réservoir de 37 L et le niveau d’eau dans les réservoirs de 1,4 L sont identiques. Si la température de la pièce ne maintient pas l’eau du réservoir de 37 L à 28,5 °C 2 °C, remplacez l’eau par de l’eau tiède à 28,5 °C.
- Ensuite, configurez les zones d’intérêt. Consultez le manuel d’utilisation du logiciel de suivi de votre choix pour créer des zones. Dans ce protocole, sur toute la longueur de la bouteille de 37 L en haut et en bas, un ruban à mesurer a été utilisé pour marquer les incréments de 5 cm. Étant donné que le réservoir d’essai mesure 50 cm, des incréments de 5 cm conduisent à 10 zones de 5 cm chacune.
- En utilisant les repères faits sur le réservoir de 37 L comme référence, utilisez le logiciel pour construire les zones en reliant le point de 5 cm en haut au point de 5 cm correspondant en bas. De plus, créez une zone le long du fond et le long du stimulus. Personnalisez les zones d’intérêt.
- Utilisez le logiciel de suivi de ce protocole pour mesurer la distance d’une zone et le temps passé dans la zone. Dans ce protocole, 12 zones ont été utilisées.
- Quantifiez le temps passé dans les zones 1 à 10 et la distance entre le stimulus et le bas comme la zone 1, comme la zone la plus proche du stimulus tandis que la zone 10 est la plus éloignée du stimulus.
- Ensuite, sélectionnez les deux mâles et les deux femelles qui seront utilisés pour le stimulus social. La meilleure pratique serait d’utiliser des mâles et des femelles de la même cohorte que les poissons expérimentaux. Si ce n’est pas possible, essayez de trouver des poissons qui correspondent à la souche, à l’âge et à la taille du poisson expérimental.
- Transférez les poissons expérimentaux du réservoir du logement à l’arène d’essai (réservoir de 37 L). Utilisez un filet pour attraper les poissons dans le réservoir du logement. Placez le filet avec les poissons à l’intérieur, dans un récipient avec de l’eau de poisson.
REMARQUE : L’utilisation de cette approche réduira le stress des poissons expérimentaux lorsqu’ils se déplacent entre les réservoirs. - Placez le poisson expérimental au centre de l’arène de test.
- Une fois que les paramètres de détection sont satisfaisants en fonction du logiciel choisi par l’utilisateur (voir le manuel d’utilisation), commencez l’essai de 20 minutes. Pendant les 10 premières minutes, laissez en place la barrière opaque entre le réservoir de 37 L et les réservoirs de 1,4 L. Cela empêchera le poisson expérimental de voir le stimulus social, composé de deux poissons-zèbres mâles et de deux poissons-zèbres femelles, et permettra aux poissons de s’acclimater à l’arène d’essai13,17.
- Après 10 min, retirez soigneusement les barrières opaques en les tirant de l’arrière du réservoir ; Cela permettra aux poissons expérimentaux de voir le stimulus social.
- Utilisez un logiciel de suivi pour suivre et quantifier le comportement du poisson expérimental 11, 12, 17 en fonction des préférences de l’utilisateur et du manuel du logiciel. Dans le protocole actuel, quantifiez la distance entre le stimulus social et le fond du réservoir ainsi que le temps passé dans toutes les zones.
- Analysez les données à l’aide d’outils d’analyse de données traditionnels.
Résultats
La figure 2 a été modifiée à partir de Fernandes et al.17 et montre que l’exposition à l’éthanol embryonnaire atténue la réponse de haut-fond en examinant la distance par rapport au stimulus. Les données de la figure 2 représentent la distance par rapport au stimulus social pendant l’essai de 20 minutes. L’axe Y indique la distance en centimètres tandis que l’axe X montre l’essai de 20 minutes divisé en intervalles de 1 minute. La barre noire le long de l’axe des X représente le moment où les barrières opaques ont été éliminées et où le stimulus social est visible pour le poisson d’essai. Dans tous les groupes, il y a initialement une diminution rapide vers le stimulus social une fois qu’il est rendu visible, ce qui peut être déterminé par la forte diminution de la distance entre les minutes 9 et 10, cependant, tandis que les poissons témoins restent très proches du stimulus social traité par l’alcool ne sont pas ; Cela suggère que l’exposition embryonnaire à l’éthanol affecte le comportement social des adultes12,18.
La figure 3 a été modifiée à partir de Fernandes et al.17 et utilise les données recueillies en mesurant la distance au stimulus pour montrer davantage l’effet de l’exposition embryonnaire à l’éthanol sur la réponse de haut-fond. Les données de la figure 3 représentent la réduction de la distance vers le stimulus social une fois qu’il est visible. Calculer la réduction moyenne de la distance au stimulus ; La distance moyenne par rapport au stimulus pendant la période de stimulus (lorsque le stimulus est visible) a été soustraite de la distance moyenne par rapport au stimulus pendant l’habituation (lorsque le stimulus social n’est pas visible), donc une valeur négative plus élevée représente une réponse sociale plus forte.
La figure 4 montre le temps passé dans les zones en fonction de la distance par rapport au stimulus. La figure 4 a été modifiée à partir de Fernandes et al.17. La figure 4A montre le temps (axe Y) que les poissons passent dans chaque zone (axe X) lorsque le stimulus est visible. Alors que les poissons de tous les groupes semblent montrer une préférence pour la zone la plus proche du stimulus social, les poissons témoins passent près de deux fois plus de temps dans la zone 1 que les poissons traités à l’alcool (figure 4B). La figure 4C montre que l’exposition embryonnaire à l’éthanol n’a pas altéré la mobilité, puisqu’il n’y avait pas de différence entre les groupes à travers les zones. Enfin, la figure 4D montre qu’en l’absence d’un stimulus social, les poissons ne passent pas de temps dans la zone la plus proche du stimulus social. Ainsi, les résultats montrent que les poissons témoins s’approchent et restent très proches du stimulus social lorsqu’ils sont visibles, alors que les poissons traités à l’éthanol ne le font pas. De plus, les données présentées dans les figures 2 et 4C suggèrent que l’exposition embryonnaire à l’éthanol n’altère pas la capacité des poissons à voir le stimulus social (figure 2) ou à se déplacer (figure 4C), fournissant ainsi des preuves solides que l’exposition embryonnaire à l’éthanol altère le comportement social chez le poisson-zèbre adulte.
Figure 1 : Schéma de l’appareil comportemental. Un réservoir de 37 L a été utilisé pour analyser le comportement social du poisson-zèbre adulte (nommé ZT140) avec et sans exposition embryonnaire à l’éthanol. Cette figure a été modifiée à partir de Fernandes et al.17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : L’exposition embryonnaire à l’éthanol atténue le comportement social chez le poisson-zèbre adulte. Distance moyenne entre le poisson d’expérimentation adulte et le banc vivant tracée pour des intervalles de 1 min de la session comportementale de 20 min. Les ± moyennes SEM sont affichées. Contrôle (n = 12) ; Éthanol à 1 % (EtOH ; n = 11). La barre horizontale au-dessus de l’axe des abscisses, de 10 à 20 min, représente une chronologie pendant laquelle le haut-fond vivant est visible pour les sujets expérimentaux. La concentration d’alcool est indiquée au-dessus des graphiques. Cette figure a été modifiée à partir de Fernandes et al.17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Les poissons traités à l’alcool sont beaucoup plus éloignés des bancs vivants. Les barres représentent la différence entre la distance entre les poissons et le banc vivant avant et après que le banc vivant est visible. Des valeurs négatives plus élevées suggèrent une réponse plus forte aux congénères. Les ± moyennes SEM sont affichées. Les ± moyennes SEM sont affichées. Contrôle (n = 12) ; Éthanol à 1 % (EtOH ; n = 11). Cette figure a été modifiée à partir de Fernandes et al.17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : L’exposition à l’éthanol embryonnaire ne modifie la durée du temps passé dans la zone 1 que lorsque le banc vivant est visible. (A) Les barres représentent le temps passé dans les 10 zones pendant la présentation du stimulus. (B) Les barres représentent le temps passé dans la zone 1 lors de la présentation du stimulus. La zone 1 est la zone la plus proche du haut-fond vivant, tandis que la zone 10 est la plus éloignée du haut-fond vivant. Notez la différence significative dans le temps que les poissons témoins passent dans la zone. (C) Les barres représentent le pourcentage moyen de temps passé dans toutes les zones pendant l’habituation, les 10 premières minutes. (D) Les barres représentent le temps passé dans la zone 1 pendant l’habituation. Les ± moyennes SEM sont affichées. La taille des échantillons est la suivante : témoin (n = 12) ; éthanol (EtOH ; n = 11). Cette figure a été modifiée à partir de Fernandes et al.17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Discussion
Le poisson-zèbre a un certain nombre de caractéristiques biologiques et comportementales qui en font un organisme très attrayant pour la recherche impliquant les gènes, l’environnement et le comportement 5,19. Ce protocole donne à l’utilisateur final un guide relativement simple pour tester le comportement social, plusieurs façons de quantifier le comportement social, et a le potentiel de relier les réponses comportementales de chaque poisson à des traitements tels que l’exposition embryonnaire à l’éthanol, les mutations génétiques ou d’autres substances pharmacologiques.
Pour évaluer le comportement social chez le poisson-zèbre adulte, suivez attentivement ce protocole en conjonction avec le manuel d’utilisation du logiciel de suivi de votre choix. Pour construire l’arène de test, il suffit d’un réservoir de 37 L avec un couvercle et du plastique ondulé léger, de deux réservoirs plus petits pour le stimulus social et d’une caméra ; La plupart de ces articles peuvent être achetés dans les animaleries et dans n’importe quel détaillant à grande surface. Lorsqu’un seul poisson-zèbre est présenté avec un groupe de poissons-zèbres, le comportement naturel du poisson-zèbre unique est de réduire la distance par rapport au groupe tout en augmentant le temps passé à proximité du groupe19, ce comportement est appelé une réponse de bancs19. La réponse de bancs est un comportement social qui peut être caractérisé de deux manières : premièrement, lorsque le stimulus social est visible, mesurez la distance entre le stimulus social et le poisson unique12 et deuxièmement, mesurez le temps passé dans la zone la plus proche du stimulus social lorsqu’il est visible. La capacité de quantifier le temps que le poisson-zèbre passe dans une zone de 5 cm lorsque le stimulus social est visible fournit des preuves solides de la réponse sociale, étant donné que ces poissons mesurent en moyenne environ 4 cm de long.
La division de l’aquarium de 50 cm en zones de 10,5 cm facilite l’analyse statistique, car la probabilité que le poisson d’essai se trouve dans n’importe quelle zone est la même. À première vue, le fait d’avoir deux mesures pour le même résultat semble redondant. Cependant, la redondance peut fournir une validation. De plus, les mesures de distance et de durée pendant l’habituation peuvent être utilisées pour déterminer si un traitement affecte la vision ou le mouvement. Ce protocole utilisait un logiciel de suivi automatisé disponible dans le commerce13,18, mais il se prête à d’autres systèmes de suivi ou même à un suivi manuel par un observateur formé.
Quel que soit le logiciel de suivi utilisé, il y a des étapes critiques à prendre pour optimiser le suivi. Tout d’abord, choisissez un arrière-plan qui offre un contraste significatif par rapport aux poissons enregistrés. Les poissons-zèbres de type sauvage ont des rayures horizontales dorées et bleues20 ; Ils ont également des mosaïques de xanthophores jaunes, d’iriophores argentés ou bleus et de mélanophores noirs20. Ainsi, lors de la caractérisation du comportement des poissons de type sauvage AB, utilisez un fond blanc 12,13,17, d’autre part, lors de la caractérisation du comportement social d’un poisson-zèbre casper qui manque de pigment, utilisez un fond noir17. Deuxièmement, assurez-vous qu’il y a suffisamment d’éclairage pour suivre les poissons expérimentaux. S’il y a plusieurs manèges de suivi, assurez-vous que l’éclairage est identique entre les manèges. Une autre étape essentielle consiste à s’assurer que le niveau d’eau dans le réservoir de 37 L correspond au niveau d’eau dans les réservoirs de 1,4 L, afin de s’assurer que les poissons d’essai ne peuvent pas nager dans des zones qui n’ont pas le stimulus social. De plus, assurez-vous que le réservoir de 1,4 L est dans le cadre lors de l’enregistrement des vidéos ; Cela fournira une sauvegarde au cas où un codage manuel des données serait nécessaire ou qu’une vérification du côté stimulus serait nécessaire.
Les problèmes typiques du protocole sont le fait que le sujet n’est pas suivi correctement, une période d’habituation insuffisante et un bref décalage temporel lors de l’élimination des barrières opaques lorsque plusieurs arènes sont mises en place. Pour éviter que le sujet ne soit pas suivi correctement, assurez-vous qu’il y a un contraste suffisant entre le poisson et l’arrière-plan, comme mentionné précédemment, et que les instructions du logiciel sont suivies. De plus, si le logiciel de l’utilisateur autorise le suivi infrarouge, cela peut atténuer les problèmes associés au contraste. Bien que 10 minutes puissent sembler longues pour une période d’habituation, nos travaux non publiés suggèrent que la réduction du temps d’habituation a un impact négatif sur le protocole. Enfin, si la barrière opaque entre les réservoirs de 37 L et de 1,4 L est tirée manuellement et si plusieurs arènes sont installées, toutes les barrières ne peuvent pas être tirées exactement en même temps, à moins que plusieurs personnes ne tirent les barrières. Par ailleurs, si une seule personne effectue l’essai, il faut mettre en œuvre un contrepoids aux barrières de l’arène qui sont tirées en premier.
Bien que le protocole soit simple, le coût du logiciel de suivi et le temps supplémentaire nécessaire pour caractériser les poissons individuellement sont des pièges potentiels. Ce protocole utilisait un logiciel disponible dans le commerce pour suivre le comportement des poissons expérimentaux, ce qui évite le biais de l’observateur et augmente le débit en mettant en place plusieurs arènes et en enregistrant ainsi plusieurs poissons. Même si des logiciels commerciaux ont été utilisés dans ce protocole, d’autres logiciels de suivi sont disponibles, y compris des logiciels gratuits. L’utilisation de ce protocole avec le suivi choisi par l’utilisateur final reproduira le test social. Dans ce protocole, le comportement d’un poisson individuel a été caractérisé ; D’autres se sont concentrés sur l’examen de groupes de poissons-zèbres14 , ce qui est une façon de résoudre le piège potentiel de la caractérisation d’un poisson à la fois. Alternativement, comme mentionné précédemment, l’utilisation de plusieurs arènes de test en même temps peut augmenter le débit tout en conservant la possibilité d’attribuer un profil comportemental à un poisson individuel. Il est important de maintenir la capacité de corréler le profil comportemental d’un poisson individuel, car cela donne au chercheur la possibilité de rechercher la variabilité au sein d’un groupe de traitement. Bien que l’exposition embryonnaire à l’éthanol ait été utilisée comme variable indépendante dans les données représentatives, les applications futures de la technique décrite dans le protocole actuel ne se limitent pas à la simple caractérisation des effets de l’exposition embryonnaire à l’éthanol sur le comportement social. Par exemple, on peut déterminer l’effet des mutations génétiques21 ou d’autres traitements pharmacologiques22 sur le comportement social. De plus, outre l’exposition embryonnaire à l’éthanol, les travaux futurs peuvent caractériser l’effet d’autres tératogènes sur le comportement social. Ainsi, le protocole actuel est utile à tout chercheur intéressé à comprendre comment les gènes et/ou l’environnement affectent le comportement social.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Le financement de cette recherche a été fourni par les National Institutes of Health (NIH)/National Institute on Alcohol Abuse (NIAAA) [R00AA027567] à Y.F.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 1,4 l ZT140 Réservoirs | Aquaneering Aquaneering | ZT140 ; | Des réservoirs pour la relance sociale |
| Lampe d’aquarium Aqueon 20" Deluxe Fluorescent Full Hood | https://www.petco.com/shop/en/petcostore/product/aqueon-aquarium-black-24-fluorescent-deluxe-full-hood-215740 | Lumière pour le réservoir 37-I | |
| Réservoir d’aquarium en verre ouvert standard Aqueon, réservoir de 10 gallons | https://www.petco.com/shop/en/petcostore/product/aga-10g-20x10x12bk-tank-170917 | 37-l pour le test social | |
| Ethanol ; | Fisher Scienticfic ; | ||
| système de suivi Ethovision XT | https://www.noldus.com/ethovision-xt | ||
| caméra couleur Basler GigE R-Capable | https://www.noldus.com/ethovision-xt | ||
| plastique ondulé blanc. | Plastique pour tapisser l’arrière et le fond du réservoir 37-I et l’arrière des réservoirs utilisés pour le stimulus social |
Références
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Réimpressions et autorisations
