Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

La combinaison d’une fraction vasculaire stromale isolée mécaniquement et d’un hydrogel de fibrine : un protocole de traitement

1.4K vues

⸱

DOI :

10.3791/65860

⸱

17 novembre 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

La fraction vasculaire stromale (SVF) isolée mécaniquement associée à un hydrogel de fibrine offre un support facile et efficace pour des cellules stromales viables dérivées du tissu adipeux pour diverses indications, y compris l’ingénierie tissulaire et/ou la cicatrisation des plaies. Ici, nous présentons la préparation d’une construction mécanique d’hydrogel SVF (mSVF)-fibrine pour la recherche translationnelle et l’application clinique.

Résumé

Le potentiel de régénération des cellules stromales dérivées du tissu adipeux (ASC) a suscité une attention considérable dans la recherche régénérative et translationnelle. Dans le passé, l’extraction de ces cellules du tissu adipeux nécessitait un processus enzymatique en plusieurs étapes, ce qui aboutissait à un mélange cellulaire hétérogène composé de SCA et d’autres cellules, appelées conjointement fraction vasculaire stromale (SVF). Plus récemment, les protocoles d’isolation mécanique SVF (mSVF) prennent moins de temps et contournent les problèmes réglementaires. Nous avons récemment proposé un protocole qui génère des mSVF riches en cellules stromales en combinant émulsification et centrifugation. L’un des problèmes actuels dans l’application mSVF pour l’application de thérapie des plaies est l’absence d’un échafaudage offrant une protection contre les manipulations mécaniques et la dessiccation. Les hydrogels de fibrine se sont avérés être un complément utile dans le transfert cellulaire à des fins de cicatrisation des plaies dans le passé. Dans le présent travail, nous décrivons les étapes de préparation d’une construction d’hydrogel mSVF-fibrine en tant qu’approche novatrice pour la recherche translationnelle et l’application clinique.

Introduction

Au cours des dernières années, la chirurgie plastique régénérative est devenue un pilier supplémentaire de la chirurgie plastique1. La chirurgie plastique régénérative vise à restaurer les tissus endommagés en transférant des facteurs solubles, des cellules et des tissus prélevés sur le patient pour favoriser la restauration des tissus de manière peu invasive2. Les cellules souches dérivées du tissu adipeux (ASC) ont attiré l’attention en raison de leur capacité à se différencier en plusieurs lignées mésenchymateuses, ce qui en fait un candidat prometteur pour la recherche en médecine régénérative3. Leur profil cytokinique présente des effets angiogéniques, immunosuppresseurs et antioxydants4.

Traditionnellement, les ASC étaient isolées du tissu adipeux à l’aide d’une approche enzymatique avec de la collagénase, ce qui donnait une fraction vasculaire stromale (SVF), qui était ensuite cultivée pour obtenir des ASC. Ces technologies de laboratoire sont coûteuses, chronophages et, surtout, soumises à des restrictions réglementaires strictes, ce qui complique la traduction clinique 5,6,7. En revanche, les protocoles de fraction vasculaire stromale isolée mécaniquement (mSVF) offrent les avantages cliniques non seulement de contourner les problèmes réglementaires, mais aussi de minimiser les risques de contamination 8,9.

De nombreux protocoles d’isolement mécanique de la SVF ont été décrits10. Parmi ceux-ci, le protocole de changement publié par Tonnard et al. a attiré le plus d’attention parmi les chirurgiens régénératifs11. La graisse recueillie par les procédures de liposuccion standard, connues sous le nom de lipoaspirations, peut être transférée entre deux seringues portatives attachées à un dispositif de connexion, ce qui donne une forme liquide appelée nanograisse. Les avantages évidents de ces protocoles d’isolement mSVF comprennent la réduction du temps de traitement, un risque minimal de contamination, car l’ensemble de la procédure est effectuée dans un environnement bien contrôlé, et une traduction clinique immédiate possible12.

Les preuves précliniques et cliniques indiquent que les propriétés de la mSVF, y compris la viabilité cellulaire et les propriétés de cicatrisation des plaies, sont comparables à celles des méthodes d’isolement enzymatique standard12. Le potentiel de la mSVF dans la promotion de la cicatrisation des plaies chez le rat et la souris a été validé par des études in vivo menées par Chen et al. et Sun et al.13,14. Cependant, il y a un manque de données disponibles concernant la cicatrisation des plaies en milieu clinique. Des résultats prometteurs ont été rapportés lorsqu’un groupe d’étude a effectué une greffe de graisse autologue chez un patient de 83 ans qui avait une plaie avec un implant exposé dans une fracture ouverte du membre inférieur15. De plus, Lu et al. ont effectué une comparaison entre la mSVF et le traitement des plaies par pression négative dans une cohorte de 20 patients atteints de plaies chroniques16. Leurs résultats ont révélé que le traitement par mSVF entraînait un taux de cicatrisation plus élevé que le traitement des plaies par pression négative16. Les deux études mentionnées ont injecté la mSVF seule ou en combinaison avec un gel dans la zone de plaie ciblée15,16.

Dans le scénario réel, l’application clinique de la mSVF est limitée en raison des taux d’absorption imprévisibles aux sites receveurs17,18. Les échafaudages promettent un remède à ce problème, car ils aident à la rétention cellulaire, à la vascularisation et à l’intégration dans les tissus environnants 19,20,21. Les hydrogels de fibrine sont un outil couramment utilisé, approuvé par la FDA, utilisé dans les disciplines chirurgicales et s’est avéré être un vecteur efficace de mSVF19. Le gel de fibrine est un matériau biopolymère qui offre plusieurs avantages pour fonctionner en tant que transporteur cellulaire : il présente une excellente biocompatibilité, favorise la fixation cellulaire et est capable de se dégrader de manière contrôlable 22,24,25. De plus, il présente une réaction inflammatoire et à un corps étranger minime et est facilement absorbé au cours du cours naturel de la cicatrisation des plaies22. Nous pensons que les diverses capacités de régénération des cellules mSVF mentionnées et la combinaison avantageuse avec un hydrogel de fibrine peuvent fournir une approche innovante pour améliorer les processus de cicatrisation des plaies. Dans l’ensemble, cette approche permet une administration topique efficace de cellules mSVF viables. Nous présentons par la présente le protocole qui combine la mSVF avec un hydrogel de fibrine destiné à être appliqué à des fins de cicatrisation des plaies.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Cette étude a été réalisée conformément à la Déclaration d’Helsinki. Tous les donneurs adultes ont fourni un consentement éclairé écrit pour permettre l’utilisation ultérieure des échantillons de tissus recueillis. Le protocole suit les lignes directrices du comité d’éthique de la recherche sur les êtres humains de notre établissement.

1. Prélèvement du tissu adipeux

  1. Récoltez le tissu adipeux en effectuant une liposuccion standard dans une technique conventionnelle de récolte de graisse décrite dans les publications précédentes26,27. Assurez-vous d’utiliser une solution tumescente composée de lactate de Ringer régulier et d’épinéphrine dans un rapport de 1 : 200 000.
  2. Effectuez la liposuccion avec une canule d’aspiration de 4 mm, sous pression négative et vibration, dans un sac stérile. Transférez immédiatement la graisse récoltée au laboratoire.

2. Isolation mSVF

  1. Effectuez les étapes suivantes (sections 2 et 3) dans une hotte de culture cellulaire pour fournir une zone de travail aseptique. Portez une blouse de laboratoire et des gants pour assurer le niveau de sécurité biologique 2.
  2. Préparez le milieu de culture : Complétez 500 ml de milieu modifié Dulbecco’s Eagles’s à haute teneur en glucose (DMEM) avec 50 ml de sérum fœtal bovin (FBS), 5 ml de pénicilline-streptomycine.
  3. Transférez le lipoaspirateur dans un tube à centrifuger de 50 ml.
  4. Transférez le lipoaspirage dans une seringue Luer-lock stérile de 20 ml et fixez-y un connecteur de 1,4 mm. Assurez-vous qu’il n’y a pas d’air à l’intérieur de la seringue.
  5. Fixez une deuxième seringue Luer-lock de 20 ml sur le côté controlatéral du connecteur de 1,4 mm.
  6. Poussez le tissu adipeux d’une seringue à l’autre pour un total de 30 fois.
  7. Transférez la graisse émulsionnée dans un tube à centrifuger frais de 50 ml.
  8. Centrifuger la graisse émulsionnée à 500 x g pendant 10 min.
  9. Après la centrifugation, jetez la couche supérieure huileuse. Ensuite, récupérez la couche mSV centrale purifiée. Transférez-le dans un tube à centrifuger frais de 50 ml et jetez la phase aqueuse.
  10. Remplissez le tube à centrifuger avec du milieu de culture (à partir de l’étape 2.2) jusqu’à 40 ml.
  11. Placez le tube de centrifugation dans la centrifugeuse et centrifugez-la à nouveau à 500 x g pendant 5 min.
  12. Récupérez la couche mSVF résultante et transférez-la dans un nouveau tube à centrifuger de 50 ml.

3. Fabrication de l’hydrogel de fibrine mSVF-fibrine

  1. Combinez 100 μL de mSVF avec 10 μL de thrombine (100 U/mL), 10 μL de CaCl2 (80 mM) et 70 μL d’acide tranexamique (100 mg/mL) dans un tube stérile de 1,5 mL.
  2. À l’aide d’une nouvelle pointe de pipette, ajoutez 10 μL de fibrinogène (100 mg/mL) comme dernier composant, peu de temps avant l’application. Attention la polymérisation de l’hydrogel est observée en 10 à 30 s environ.
  3. Pour une application clinique, effectuez cette dernière étape peu de temps avant l’administration topique, de préférence au chevet du patient. À des fins d’analyse, transvaser dans une plaque à 12 puits par pipetage.

4. Test de viabilité et histologie

  1. Pipeter 200 μL du mélange mSVF-hydrogel de l’étape 3.3 dans un puits d’une plaque à 12 puits.
  2. Pipette 100 μL de la collection mSVF (étape 2.12.) dans un puits de contrôle positif.
  3. Pipeter 200 μL d’hydrogel de fibrine uniquement dans un puits comme témoin négatif.
  4. Placez la plaque à 12 puits dans un incubateur ordinaire à 37 °C et 5 % de CO2 pendant 30 min.
  5. Après ce temps, ajoutez 1 mL de résazurine (bleu alamar, concentration de 10 %, dilué dans un milieu de culture) dans chaque puits.
  6. Après l’ajout, incuber la plaque à 12 puits à 37 °C et 5% de CO2 pendant 24 h.
  7. Après 24 h, mesurer la première intensité de fluorescence à l’aide d’un lecteur de microplaques multimode d’imagerie cellulaire utilisant une longueur d’onde d’excitation de 555 nm et une longueur d’onde d’émission de 596 nm.
  8. Effectuez des mesures consécutives de l’intensité de la fluorescence les jours 3 et 7.
  9. Si une évaluation histologique est nécessaire, arrêter l’expérience les jours 1, 3 et 7 et fixer l’hydrogel de fibrine dans du paraformaldéhyde à 4 % à 4 °C pendant 24 h. Après fixation, ajoutez une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à 1 % et conservez-la à 4 °C.
  10. Encastrez les hydrogels dans un composé à température de coupe optimale (OCT) et sectionnez des blocs congelés à 10 μm d’épaisseur avec un cryostat. Teindre les sections avec une solution d’hématoxyline et d’éosine (H&E) selon les protocoles standard28.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Dosage de la résine
Nous avons d’abord examiné la viabilité cellulaire in vitro des cellules mSVF. À cette fin, nous avons effectué un test de viabilité cellulaire de la résazurine aux jours 0, 3 et 7. La figure 1 montre la viabilité cellulaire aux jours 0, 3 et 7 d’un total de quatre échantillons. Les valeurs du jour 0 servent de référence et ont été fixées à 100 %. Au jour 3, le témoin positif (mSVF) a montré une légère baisse à 78,92 % (± 5,33%), tandis que l’...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L’isolement mécanique de la FVS offre une alternative élégante à l’approche enzymatique traditionnelle et offre un large accès pour une application clinique29. En fait, la mSVF, telle que proposée dans le présent manuscrit, est déjà utilisée en clinique pour le traitement des tissus mous des cicatrices ou en complément des procédures esthétiques30. Le protocole présenté ici fournit une méthode simple pour une administration topique efficace...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Bong-Sung Kim est soutenu par la Fondation allemande pour la recherche (KI 1973/2-1) et la Fondation Novartis pour la recherche médico-biologique (#22A046).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
12-WellplateSarstedt83.3921
4&prime ;,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-FalconFalcon352070
Serviettes absorbantes, paquet de deuxdrisse89701
Alamar blue 25 mLInvitrogenDAL1025
albumine bovine (BSA)VWR0332-500G
Biotek Cytation 5  ;Lecteur de microplaques multimode Agilent Cell Imaging  ;
CaCl2  ;Sigma-AldrichC5670-500G
CryostatMicrotome
DMEM avec 4,5 g/L de glucose, avec L-Glutamine, avec pyruvate de sodiumVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
ÉpinéphrineSigma-AldrichE4250
Sérum fœtal bovinBiowestS181H-500
Fibrinogène Plasma Humain 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinFisher ScientificSF100-4
Formafix 4 %Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Hématoxyline & Eosin SolutionSigma-AldrichH3136 / HT110132
Sonnerie lactée s Solution 1000 mLB BraunR5410-01
Canule Mercedes 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0.9 %Bbraun570160
OCT Embedding Matrix 125 mLCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldéhydeFisher Scientific10342243
PBS 1 %Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Pétridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 RéactifAbcamab176753
Serbe stérile 20 mL LuerHENKE-JECT5200-000V0
Seringue stérile 30 mL Luer-LockBD10521
Thrombine à partir de plasmahumainSigma-AldrichT6884-100UN
Acide tranexamiqueOrpha Swiss6837093
Tulipfilter 1.2Lencion SurgicalATLLLL
Tulipfilter 1.4Lencion SurgicalATLLLL

Références

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Isolation m caniquetissu adipeuxcicatrisation des plaiesprotocole d mulsificationm thode de centrifugationessai la r sazurineviabilit cellulaireanalyse histologique
La combinaison d’une fraction vasculaire stromale isolée mécaniquement et d’un hydrogel de fibrine : un protocole de traitement
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.