Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

induire une plasticité à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal

1K vues

⸱

DOI :

10.3791/65950

⸱

20 septembre 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons un protocole pour induire la plasticité à long terme de l’excitabilité intrinsèque neuronale dans les neurones relais du noyau géniculé latéral dorsal maintenu dans des tranches de cerveau ex vivo.

Résumé

Le noyau géniculé latéral dorsal (dLGN) a longtemps été considéré comme un relais de base pour les informations visuelles voyageant de la rétine aux zones corticales, mais des découvertes récentes suggèrent une plasticité fonctionnelle largement sous-estimée des cellules principales dLGN. Cependant, les mécanismes cellulaires à l’origine de ces changements n’ont pas été pleinement explorés. Ici, nous rapportons un protocole pour induire une potentialisation à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque (LTP-IE) dans les cellules relais dLGN dorsales à partir de coupes cérébrales aiguës de jeunes rats. La plasticité intrinsèque est généralement induite en parallèle de la plasticité synaptique. Cependant, dans les neurones dLGN, LTP-IE est induit de manière fiable par une activité de pointe à une fréquence de 40 Hz pendant 10 min. LTP-IE dans les neurones relais dLGN est de longue durée car il peut être suivi jusqu’à 40 minutes après le protocole d’induction. En conclusion, les résultats de cette étude fournissent la première preuve de l’induction de la plasticité intrinsèque dans les cellules relais dLGN, soulignant ainsi le rôle des neurones thalamiques dans la plasticité visuelle dépendante de l’activité.

Introduction

L’objectif global de cet article de méthode est de fournir un moyen simple d’induire une plasticité durable de l’excitabilité neuronale dans les neurones thalamiques visuels du rat in vitro, en utilisant le mode de pince de courant standard de la technique de patch clamp1,2. La raison d’être du développement de cette technique est sa simplicité et sa reproductibilité. L’avantage par rapport aux techniques alternatives, telles que la stimulation des entrées synaptiques appariées ou non avec des potentiels d’action postsynaptiques délivrés avec un timing donné, est sa fiabilité.

La plasticité du système visuel est traditionnellement considérée comme étant exclusivement exprimée au niveau cortical, tandis que le noyau géniculé latéral dorsal (dLGN), une structure réceptrice primaire des entrées rétiniennes au niveau thalamique, est traditionnellement considéré comme n’étant qu’un relais d’informations visuelles3. Cependant, cette conclusion initiale a été contestée par des travaux récents indiquant que cette vision simpliste ne tient pas plus longtemps 4,5,6. Par exemple, des déficits fonctionnels de la réponse visuelle sont déjà observés chez les patients amblyopes au stade de la classe LGN7. De plus, une grande proportion de neurones relais dLGN dans un territoire monoculaire donné reçoivent des entrées de chaque œil, indiquant une binocularité potentielle pour une grande proportion de neurones dLGN8,9,10. De plus, la privation monoculaire produit un changement significatif de la dominance oculaire dans les neurones dLGN5,11,12.

Parmi les mécanismes de plasticité fonctionnelle qui peuvent se produire lors du déplacement de la dominance oculaire, la plasticité de l’excitabilité neuronale intrinsèque est un candidat potentiel. En effet, de nombreuses régions cérébrales incluant les aires visuelles expriment une plasticité intrinsèque suite à diverses tâches comportementales 13,14. Une plasticité intrinsèque à long terme a été signalée dans les neurones centraux suite à la stimulation des entrées de glutamate afférent15,16,17,18, pic d’activité19,20, stimulation sensorielle21 ou suite à une activité ou à une privation sensorielle20,22,23. Ici, nous décrivons un protocole permettant l’induction d’une potentialisation à long terme de l’excitabilité intrinsèque (LTP-IE) dans les neurones relais dLGN suite à une activité de pointe à une fréquence de 40 Hz. La fréquence de décharge de 40 Hz correspond à une fréquence observée dans la plupart des neurones dLGN in vivo lors de la stimulation visuelle 24,25.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les expériences ont été menées conformément aux directives européennes et institutionnelles (Directive 86/609/CEE du Conseil et Conseil national de la recherche et approuvées par l’autorité sanitaire locale (Services vétérinaires, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marseille)).

1. Animaux

  1. Mener des expériences sur des rats Long Evans des deux sexes âgés de 19 à 25 jours (pesant entre 50 et 90 g).
  2. Hébergez les animaux dans des cages en plastique conventionnelles, avec leur mère et leur compagnon de portée. Maintenez la température constante avec un cycle lumière/obscurité de 12 h et un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture.

2. Coupes aiguës de dLGN chez le rat

  1. Préparer des solutions de découpe/récupération et d’enregistrement extracellulaire.
    1. Pour préparer la solution de bouturage/récupération, mélanger 92 mM de n-méthyl-D-glutamine, 30 mM de NaHCO3, 25 mM de D-glucose, 10 mM de MgCl2, 2,5 mM de KCl, 0,5 mM de CaCl2, 1,2 mM de NaH2PO4, 20 mM de Hepes, 5 mM d’ascorbate de sodium et 3 mM de pyruvate de sodium et 3 mM de pyruvate de sodium et de buller avec 95 % d’O2-5 % de CO2 (pH 7,4). Gardez la solution de coupe froide pendant la procédure de tranchage.
    2. Préparez la solution d’enregistrement (liquide céphalo-rachidien artificiel, ACSF) en mélangeant 125 mM de NaCl, 26 mM de NaHCO3, 2 mM de CaCl2, 2,5 mM de KCl, 2 mM de MgCl2, 0,8 mM de NaH2PO4 et 10 mM de D-glucose et équilibrez-la en permanence avec 95 % d’O2-5 % de CO2.
  2. Préparez les outils de dissection et deux plates-formes à glace (Figure 1A).
  3. Mettez de la glace dans le réservoir extérieur et remplissez la chambre de tranchage du vibratome avec une solution de coupe glacée (Figure 1B).
  4. Anesthésier profondément le jeune rat Long Evans (âge : P19-P25) avec de l’isoflurane (5 %). Après avoir confirmé que l’animal est profondément anesthésié (en pinçant fermement le pied sans réponse), euthanasiez l’animal par décapitation avec des ciseaux ou une guillotine (selon l’âge/la taille de l’animal) au niveau de la moelle. Placez la tête sur la première plate-forme glacée et arrosez le tissu isolé toutes les 10 s avec la solution de tranchage glacée oxygénée.
    REMARQUE : Les procédures d’anesthésie et d’euthanasie doivent être effectuées dans une pièce séparée de l’animalerie.
  5. Coupez le cuir chevelu dans le sens caudal et, à l’aide de petits ciseaux, coupez le crâne bilatéralement. À l’aide d’une pince émoussée, ouvrez le crâne et extrayez rapidement le cerveau du crâne à l’aide d’une spatule et placez-le sur la deuxième plate-forme de glace.
    REMARQUE : Le temps ne doit pas dépasser 2 min entre la décapitation et l’extraction du cerveau.
  6. Faites 2 incisions dans le plan frontal du cerveau sur l’ensemble du cerveau ; la première pour enlever la partie antérieure du cortex et les bulbes olfactifs (voir Figure 1C) et la seconde au niveau du colliculus inférieur pour enlever la partie postérieure du cortex et le cervelet.
  7. Collez le bloc cérébral sur la plaque du vibratome avec le côté rostral vers le haut (voir Figure 1D,E). Arrosez régulièrement le cerveau (toutes les 10 s) pendant toute la procédure jusqu’à ce qu’il soit immergé dans la chambre de tranchage du vibratome.
  8. Faites des tranches de 350 μm de mince contenant le dLGN avec le vibratome (Figure 1G). Retirez le cortex et l’hippocampe du mésencéphale à l’aide d’un crayon en tirant doucement sur ces structures.
  9. Aspirez les tranches à l’aide d’une pipette Pasteur cassée reliée à une ventouse en caoutchouc souple (Figure 1H).
  10. Laissez les tranches récupérer pendant 20 à 30 minutes dans la solution de récupération (Figure 1I).

3. Électrophysiologie par patch-clamp à cellules entières

REMARQUE : Pour les enregistrements de patch-clamp de cellules entières à partir de neurones relais dLGN, utilisez un amplificateur patch-clamp spécifique.

  1. Allumez les pompes de la plate-forme pour faire circuler la solution saline d’enregistrement extracellulaire (voir composition à l’étape 2.1) dans la chambre d’enregistrement.
  2. Préparez la solution intracellulaire en mélangeant 120 mM de K-gluconate, 20 mM de KCl, 10 mM d’Hepes, 0,5 mM d’EGTA, 2 mM de MgCl2, 2 mM de Na2ATP et 0,3 mM de NaGTP (pH de 7,4).
    REMARQUE : La solution intracellulaire peut être préparée à l’avance et conservée congelée à -80°C. Lorsqu’elle n’est pas congelée, la solution est maintenue à 4 °C.
  3. Ajoutez l’inhibiteur du canal GABAA, la picrotoxine (concentration finale de 100 μM), et l’antagoniste des récepteurs ionotropiques du glutamate, le kynurénate (2 mM, concentration finale), à la solution saline extracellulaire.
  4. Transférez la tranche dans une chambre immergée montée sur un microscope vertical. La chambre est contrôlée à 30 °C et perfusée en permanence avec un aCSF équilibré.
  5. Placez le fil de platine en forme de U sur la tranche et positionnez la tranche de manière à visualiser le dLGN (Figure 2A).
  6. Préparez des pipettes patch à partir de tubes en verre borosilicate tirés à l’aide d’un extracteur. Assurez-vous que les pipettes patch ont une résistance de 5 à 10 MΩ lorsqu’elles sont remplies de solution intracellulaire.
  7. Visualisez le dLGN à fort grossissement (40x ou 60x) et sélectionnez un neurone pour l’enregistrement par patch-clamp à l’aide de la vidéo-microscopie infrarouge à contraste interférentiel différentiel (Figure 2B). Sélectionnez les neurones en fonction de leur apparence saine (c’est-à-dire légèrement gonflés avec des contours de membrane pointus).
  8. Positionnez la pipette patch sur le neurone sélectionné avec une pression positive constante à l’aide du micromanipulateur.
    1. Réglez l’amplificateur sur le mode VC et injectez un pas de tension de 5 mV. Réglez la tension sur -65 mV. Ensuite, relâchez la pression positive pour obtenir un joint de haute résistance (correspondant à la réduction du courant en réponse aux pas de tension). Aspirez légèrement à travers la pipette pour obtenir des transitoires clairs.
    2. Réglez l’amplificateur en mode CC, équilibrez le pont pour compenser la résistance d’accès et maintenez le neurone à -65 mV.

4. Acquisition de données

  1. Acquérez des signaux à 20 KHz pour mieux détecter les potentiels d’action rapide. Réglez le filtre passe-bas sur 10 kHz pour les signaux de tension et de courant.
  2. Surveiller l’excitabilité neuronale pendant une période de contrôle d’environ 10 minutes en injectant une impulsion positive de courant (généralement ~80-250 pA pendant 500 ms) suffisante pour susciter 3-5 potentiels d’action dans des conditions de contrôle à une fréquence de 0,1 Hz.
  3. Surveillez la résistance d’entrée du neurone tout au long de l’expérience avec une brève impulsion négative de courant (généralement -20 pA pendant 100 ms). Maintenez l’amplitude de l’impulsion de courant constante avant et après l’induction de LTP-IE.

5. Induction de LTP-IE

  1. Après la période de contrôle, induire LTP-IE en provoquant des trains de 15 pointes évoquées par 15 petits pas (2-5 ms) de courant dépolarisant délivré à 40 Hz pendant 10 min.
  2. Choisissez l’amplitude de l’impulsion de courant pour générer un seul potentiel d’action à chaque fois (c’est-à-dire 15 potentiels d’action par train).
    REMARQUE : Chaque train de 15 pointes est déclenché à une fréquence de 0,1 Hz (c.-à-d. 60 trains et 900 pointes).

6. Analyse des données

REMARQUE : La procédure d’analyse est la même avant (conditions de contrôle) et après l’induction LTP-IE.

  1. Pour chaque trace enregistrée, calculez la résistance d’entrée (Rin) de la réponse en tension à la petite impulsion de courant négative injectée avant l’étape de test du courant (Rin =pas V/pas I). S’il y a une montée ou une descente de la résistance d’entrée (plus de 10 %) pendant la période de contrôle, jeter l’expérience.
  2. Sélectionner les traces enregistrées en fonction du potentiel membranaire avant toute injection de courant. Ne conservez que les traces avec un potentiel de membrane au repos de -67 à -63 mV.
  3. Quantifier la LTP-IE sur une période de 10 min, 20 min après le début de la période post-induction en mesurant le nombre de PA évoqués par chaque impulsion de courant et en faisant la moyenne de chaque minute en utilisant une routine maison dans un logiciel d’analyse de données (voir le fichier supplémentaire 1 pour la routine Igor Pro). Détection des pics lorsque le signal de tension dépasse 0 mV.
    REMARQUE : Le LTP-IE est exprimé comme le nombre de potentiels d’action induits par l’injection d’impulsions de courant après le protocole d’induction par rapport à avant ( %). L’analyse a été faite sur -10-0 min pour la ligne de base et +20/+30 min pour le test.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Des neurones du dLGN ont été enregistrés en configuration tout-cellule, et la PPL-IE a été induite par un tirage de potentiels d'action à 40 Hz pendant 10 min en présence d'antagonistes des récepteurs ionotropiques du glutamate et du GABA (Figure 3A). Une augmentation triple du nombre de potentiels d'action a été observée 20 à 30 min après l'induction (Figure 3B), sans changement de la résistance d'entrée, Rin (Figure 3C)...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Nous rapportons ici l’induction de LTP-IE dans les neurones dLGN maintenus en vie dans des coupes cérébrales aiguës par stimulation du neurone enregistré pour évoquer des potentiels d’action à une fréquence de 40 Hz pendant 10 min. Ce protocole est simple à mettre en œuvre dans n’importe quel laboratoire de neurophysiologie car il nécessite un nombre minimal d’équipements (trancheuse, microscope, 1 amplificateur, 1 carte d’acquisition et ordinateur). Cependant, quelques étapes critiques doivent être respectées afin de co...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Avec le soutien de l'INSERM, du CNRS (à DD), d'AMU (à MR), de FRM (DVS20131228768 à DD et DEQ20180839583 à DD), de NeuroSchool (programme « France 2030 » via A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) et des financements ANR (ANR-17-EURE-0029 à AW), et ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022 à DD, Plastinex, ANR-21-CE16-013 à DD). Nous remercions A Venture et K Milton pour les excellents soins prodigués aux animaux.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Microtome automatisé à lame vibranteLeicaVT-1200Svibratome/slicer
Tube en verre borosilicatéPhymepB-15086-10
Contrôleur Typ VLuigs& Régulateur de températureTyp V
Logiciel IgorLogiciel d’analyse de mesuresd’ondes
Vidéo microscopie infrarougeOlympusXM-10 Caméra
KynurenateMerk/SigmaK3375Bloqueur de récepteurs AMPA/NMDA
Système d’acquisition de données à faible bruitAxon - Dispositifs moléculairesDigidata 1440A
MicromanipulateursLuigs& NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - Dispositifs moléculairesN/AAmplificateur patch-clamp
Multiclamp 700BAxon - Dispositifs moléculairesN/AAmplificateur patch-clamp Extracteur
PC-100NarishigePC-100Extracteur de micropipettes
PClamp10Axon - Dispositifs moléculairesN/ALogiciel
PicrotoxineAbCamab120315Bloqueur des récepteurs GABAA
Tranche mini chambre  ;Luigs& NeumannLN Chambre Slice mini I-IIChambre submergée
Microscope verticalOlympusBX51 WI
Neumann Interface analogique/numérique d’enregistrement patch-clamp

Références

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Neurones thalamiques visuelsenregistrement par patch-clamppréparation de coupes de cerveauconfiguration en cellule entièredéclenchement de potentiels d'actionplasticité des canaux ioniquesplasticité visuelle
induire une plasticité à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.