Transformer des modèles de tissus de barrière statique en systèmes microphysiologiques dynamiques

Les barrières vasculaires servent d’interface critique qui sépare le compartiment sanguin des tissus environnants. Ils jouent un rôle essentiel dans la préservation de l’homéostasie en attirant les cellules immunitaires, en contrôlant la perméabilité moléculaire et en protégeant contre l’intrusion d’agents pathogènes dans les tissus ^1,2. Des modèles de culture in vitro ont été développés pour imiter le microenvironnement in vivo, permettant des études systématiques sur les facteurs et les conditions qui ont un impact sur les propriétés de barrière à l’état sain et malade ^3,4.

L’approche la plus largement utilisée pour de tels modèles de culture est la configuration « à puits ouvert »^de type Transwell 5, où une membrane de culture poreuse et gravée sépare les compartiments remplis de milieux (Figure 1A). Dans ce format, les cellules peuvent être ensemencées de chaque côté de la membrane, et un large éventail de protocoles expérimentaux a été développé. Cependant, ces systèmes sont limités dans leur capacité à fournir les flux de fluides essentiels pour soutenir la maturation de la barrière et imiter la circulation des cellules immunitaires observée in vivo ^5,6. Par conséquent, ils ne peuvent pas être utilisés pour des études nécessitant des écoulements dynamiques qui introduisent des doses de médicaments, une stimulation mécanique ou des contraintes de cisaillement induites par un fluide ^6,7,8.

Pour surmonter les limites des systèmes à puits ouverts, des plateformes microfluidiques combinant des membranes de culture poreuses avec des canaux fluidiques adressables individuellement ont été développées⁹. Ces plates-formes offrent un contrôle précis de l’acheminement des fluides, de la perfusion et de l’introduction de composés chimiques, une stimulation contrôlée par cisaillement et des capacités d’ajout dynamique de cellules 7,10,11,12,13. Malgré les capacités avancées fournies par les plateformes microfluidiques, elles n’ont pas été largement adoptées dans les laboratoires de biosciences en raison de protocoles microfluidiques complexes et de leur incompatibilité avec les flux de travail expérimentaux établis ^4,10,14.

Pour combler le fossé entre ces technologies, nous présentons un protocole qui utilise un système modulaire magnétiquement reconfigurable. Ce système peut être facilement commuté entre les modes puits ouvert et microfluidique en fonction des besoins spécifiques de l’expérience. La plateforme comprend un dispositif à puits ouvert, connu sous le nom de m-μSiM (système microphysiologique modulaire activé par une membrane de silicium), avec une membrane de culture de 100 nm d’épaisseur (nanomembrane). Cette nanomembrane possède une porosité élevée (15 %) et une transparence semblable à celle du verre, comme illustré à la figure 1B. Il sépare physiquement le compartiment supérieur d’un canal inférieur, permettant le transport moléculaire à travers des échelles de longueur physiologiques¹⁵. Contrairement aux membranes conventionnelles gravées par trace, qui présentent des défis connus pour l’imagerie des cellules vivantes avec l’imagerie en fond clair, les propriétés optiques et physiques favorables de la nanomembrane permettent une visualisation claire des cellules de chaque côté de la surface de la membrane 15,16,17.

Le présent protocole décrit la fabrication de modules d’ensemencement et d’écoulement spécialisés et explique la reconfiguration magnétique de la plate-forme. Il montre comment la plateforme peut être utilisée pour établir des barrières endothéliales dans des conditions statiques et dynamiques. Cette démonstration révèle que les cellules endothéliales s’alignent dans le sens du flux, avec une régulation à la hausse des cibles génétiques sensibles au cisaillement sous stimulation par cisaillement.

Cette conception peut être utilisée dans différents modes en fonction des exigences expérimentales et des préférences de l’utilisateur final. Avant chaque expérience, consultez l’organigramme de décision présenté à la figure 2 pour déterminer les étapes et les modules nécessaires au protocole. Par exemple, si l’utilisateur a l’intention de conserver le format à puits ouvert tout au long d’une expérience pour le comparer directement avec le système de type Transwell, le gabarit de motif n’est pas nécessaire pour l’ensemencement cellulaire. Le module de base est disponible dans le commerce (voir Tableau des matériaux), et la nanomembrane ultramince peut être sélectionnée parmi une bibliothèque de matériaux avec différentes porosités et tailles de pores pour répondre aux besoins expérimentaux.

1. Fabrication du pochoir à motifs

REMARQUE : Le pochoir de motif sert à positionner les cellules exclusivement sur la région poreuse de la puce à membrane, empêchant les cellules de se déposer sur la couche de silicium environnante où elles pourraient potentiellement subir des dommages après l’ajout du module de flux¹⁶ (voir Figure 3). Les dommages à la monocouche peuvent nuire à l’intégrité de la barrière et compromettre les résultats expérimentaux. Le pochoir n’est pas nécessaire dans une culture ouverte et statique, car il n’y a aucun risque de dommages.

1. Achetez, usinez ou imprimez en 3D un moule à l’aide de la conception fournie dans le fichier de codage supplémentaire 1 (Figure 4A).
   REMARQUE : Les parois du pochoir sont effilées pour augmenter la capacité du support et minimiser le piégeage des bulles par rapport aux caractéristiques à paroi droite à rapport d’aspect élevé.
2. Fixez un film adhésif sensible à la pression (PSA) de 130 μm sur une feuille acrylique de 3,2 mm à l’aide d’un rouleau froid (voir le tableau des matériaux).
3. Découpez la feuille d’acrylique au laser selon le modèle fourni dans le fichier de codage supplémentaire 2 pour créer un ensemble de cavités (figure 4B).
4. Décollez la couche protectrice du film PSA et fixez la feuille acrylique au moule.
   REMARQUE : Assurez-vous que la feuille découpée au laser est alignée avec le moule afin que les caractéristiques du moule soient centrées dans la cavité (Figure 4C). La précision du positionnement des cellules sur la membrane dépend de cette étape.
5. Bien mélanger le prépolymère PDMS (en utilisant un rapport base/catalyseur de 10 :1) (voir tableau des matériaux) et le dégazer dans une chambre à vide jusqu’à ce qu’il ne reste plus de bulles visibles (5-15 min).
6. Versez lentement le PDMS dans les cavités du moule, en le nivelant avec un bord plat.
   REMARQUE : Pour éviter le piégeage des bulles, versez lentement le PDMS dans chaque cavité. Si des bulles sont présentes après le versement, placez le moule dans la chambre à vide et dégazez-le à nouveau.
7. Faites durcir le PDMS sur une plaque chauffante à 70 °C pendant 1 h, puis laissez-le refroidir à température ambiante.
8. Extraire les pochoirs des cavités du moule à l’aide d’une pince à épiler à bout plat.

2. Fabrication du module d’écoulement

REMARQUE : Le module d’écoulement partage une empreinte similaire à celle du puits en forme de trèfle du module central et comprend un microcanal moulé (largeur = 1,5 mm, hauteur = 0,2 mm, longueur = 5 mm). La forme du trèfle aide à aligner le canal sur la région de culture poreuse (figure 5).

1. Utiliser des techniques standard de lithographie douce¹⁸ pour créer un moule en silicium avec des caractéristiques définies par la conception fournie dans le fichier de codage supplémentaire 3 (figure 4D).
2. Fixez un film PSA de 130 μm sur une feuille acrylique de 3,2 mm d’épaisseur.
3. Découpez la feuille d’acrylique au laser en vous basant sur le dessin donné dans le fichier de codage supplémentaire 4 pour créer un ensemble de cavités en forme de trèfle (figure 4E).
   REMARQUE : La hauteur de la cavité détermine la hauteur du module d’écoulement, qui doit être légèrement plus haute (de 0 à 0,1 mm) que la hauteur du puits du module central pour assurer une bonne étanchéité.
4. Retirez la couche protectrice du film PSA, puis fixez la feuille découpée au laser sur le moule en silicone en alignant les marques d’alignement triangulaires sur le moule en silicone avec celles de la feuille découpée au laser.
   REMARQUE : Comme à l’étape 1.4, assurez-vous que la feuille acrylique découpée au laser est alignée avec le moule en silicone afin que les caractéristiques du moule soient centrées dans chaque cavité (Figure 4F). Cette étape détermine la position du microcanal par rapport à l’empreinte.
5. Versez lentement le PDMS dégazé sur les cavités du moule et nivelez-le avec un bord plat.
   REMARQUE : Si des bulles sont présentes après avoir versé, dégazez le moule jusqu’à ce que les bulles soient éliminées.
6. Placez le moule sur une plaque chauffante et faites cuire le PDMS à 70 °C pendant 1 h, puis laissez refroidir le moule à température ambiante.
7. Retirez délicatement les modules d’écoulement des cavités du moule à l’aide d’une pince à épiler à bout plat.
8. Orientez le module d’écoulement avec les caractéristiques du microcanal vers le haut et positionnez les orifices d’entrée et de sortie du noyau à l’extrémité du canal à l’aide d’un poinçon de biopsie (voir le tableau des matériaux).

3. Fabrication de boîtiers acryliques inférieurs et supérieurs

REMARQUE : Le module central s’insère dans le boîtier inférieur. L’attraction entre les aimants intégrés dans les boîtiers comprime et scelle le module d’écoulement au module central (Figure 6).

1. Découper au laser une feuille d’acrylique de 2 mm en utilisant le dessin fourni dans le fichier de codage supplémentaire 5 pour créer le boîtier supérieur avec des trous pour l’insertion de l’aimant.
2. Fixez un film PSA de 130 μm sur une feuille acrylique de 3,5 mm.
3. Découper au laser la feuille acrylique selon le dessin donné dans le fichier de codage supplémentaire 6 pour créer le boîtier inférieur avec des trous pour l’insertion de l’aimant.
   REMARQUE : L’épaisseur du boîtier inférieur est un paramètre critique et doit correspondre à l’épaisseur totale du module central pour éviter les fuites pendant l’écoulement.
4. Retirez la couche protectrice PSA et fixez le boîtier inférieur à une lamelle en verre.
5. Enfoncez à la presse des aimants en néodyme nickelé de 4,75 mm (voir tableau des matériaux) dans les trous découpés au laser des boîtiers.
   REMARQUE : Assurez-vous que les aimants des boîtiers inférieur et supérieur sont placés avec une polarité opposée pour assurer l’attraction magnétique (Figure 6).

4. Fabrication du circuit d’écoulement

REMARQUE : Le circuit d’écoulement en boucle fermée contient deux flacons de prélèvement d’échantillons comme réservoirs (Figure 7). Le réservoir d’entrée est équipé d’un filtre au difluorure de polyvinylidène (PVDF) pour permettre au média cellulaire de s’équilibrer avec la concentration de CO₂ dans l’incubateur.

1. Utilisez un poinçon de biopsie de 1 mm pour créer deux trous dans le bouchon d’un flacon de prélèvement d’échantillon.
2. Utilisez des poinçons de biopsie pour créer deux trous (1 mm et 4 mm) dans le bouchon d’un flacon de prélèvement d’échantillon séparé et créez un trou de 1 mm dans la partie inférieure de ce flacon.
3. Insérez des pointes de distribution de 20 g dans chacun des trous de 1 mm et scellez-les avec de la colle chaude.
4. Placez un filtre PVDF de 0,22 μm (voir tableau des matériaux) dans le trou de 4 mm et scellez-le avec de la colle chaude.
5. Découper au laser une feuille d’acrylique de 1,5 mm en utilisant le dessin fourni dans le fichier de codage supplémentaire 7 pour créer une étape de maintien de l’échantillon.
6. Positionnez les réservoirs sur la platine acrylique.
7. Connectez les pointes de distribution à l’aide de tubes à micro-flux (voir tableau des matériaux).
8. Reliez les tubes à l’entrée et à la sortie du module de débit à l’aide d’embouts de distribution de 21 G.
9. Utilisez une pompe péristaltique (voir le tableau des matériaux) pour la circulation du débit.
   REMARQUE : Des pompes à seringue ou pneumatiques peuvent également être utilisées pour introduire le débit si vous le souhaitez. Le débit doit être déterminé en fonction des besoins expérimentaux. Un tableau complet, dérivé d’un modèle COMSOL validé expérimentalement, est fourni dans le tableau supplémentaire 1 pour aider les utilisateurs à sélectionner le débit nécessaire pour obtenir la contrainte de cisaillement souhaitée au niveau de la monocouche^{de cellule 16}.

5. Ensemencement cellulaire

REMARQUE : Semblable aux inserts de membrane conventionnels, différents types de cellules peuvent être cultivés sur la nanomembrane. Un type de cellule secondaire peut également être co-cultivé de l’autre côté de la membrane dans le canal inférieur¹⁵.

1. Enduire la membrane de 5 μg/^cm2 de fibronectine (voir le tableau des matériaux) à température ambiante pendant 1 h pour améliorer la fixation des cellules.
   REMARQUE : Le type de cellule choisi peut influencer le revêtement et la densité cellulaire requis. La procédure décrite ici concerne les cellules endothéliales de la veine ombilicale humaine (HUVEC, voir Tableau des matériaux).
2. Aspirez la solution d’enrobage à l’aide d’une pipette P200 et placez un pochoir de motif dans le puits du module central.
3. Ajoutez des supports cellulaires au puits et au canal inférieur de l’appareil.
4. Semez des HUVEC à une densité de 40 000 cellules/^cm2 dans le puits.
   NOTE : Les HUVEC à cette densité forment généralement une monocouche confluente après 24 h d’incubation^16,19.
5. Placez l’appareil dans une boîte de Pétri. Ajouter un bouchon de tube conique de 15 mL avec de l’eau DI dans la boîte de Pétri pour maintenir l’humidité locale.
6. Transférez la boîte de Pétri dans l’incubateur.
   REMARQUE : Les supports cellulaires dans le puits supérieur et le canal inférieur de l’appareil doivent être changés toutes les 24 heures. Pour changer le support dans le canal inférieur, injectez doucement un nouveau support dans l’un des ports pour déplacer l’ancien support de l’autre port.

6. Reconfiguration en mode microfluidique

1. Stérilisez le boîtier supérieur, le boîtier inférieur, le module de débit, les réservoirs, les tubes et les embouts de distribution en les plaçant dans une chambre de stérilisation UV pendant 30 minutes avant l’assemblage. Faire circuler de l’éthanol à 70% puis du PBS stérile dans le circuit d’écoulement.
2. Remplissez les réservoirs et les tubes avec un milieu de croissance des cellules endothéliales (voir le tableau des matériaux).
3. Placez le boîtier inférieur sur la platine d’échantillonnage. Insérez le module à noyau à puits ouvert dans le boîtier inférieur.
4. Aspirer le milieu cellulaire du puits du module. Placez le module d’écoulement dans le puits.
5. Placez le boîtier supérieur pour bien sceller le module de débit dans le module central. Connectez les pointes de distribution d’entrée et de sortie aux ports du module de débit.
6. Démarrez la pompe péristaltique pour introduire un écoulement de fluide dans le système.

7. Effectuer une analyse en aval sous forme de puits ouvert après l’introduction de l’écoulement

NOTE : Le temps de culture dépend ici des objectifs expérimentaux. Les utilisateurs peuvent effectuer des analyses en aval (par exemple, immunocytochimie, extraction d’ARN) dans des formats à puits ouvert ou microfluidiques selon leurs préférences. Par exemple, si un format à puits ouvert est préféré, le système doit être reconfiguré pour effectuer des analyses basées sur des protocoles standard ^16,19.

1. Arrêtez la pompe lorsque le temps souhaité pour l’exposition au flux de cisaillement est atteint. Retirez les embouts de distribution d’entrée et de sortie.
2. Retirez le boîtier supérieur. Retirez délicatement le module d’écoulement du puits à l’aide d’une pince à épiler.
3. Ajouter 100 μL de milieu cellulaire dans le puits. Effectuer les tests souhaités en fonction des protocoles standard.

Le module central à puits ouvert est initialement positionné dans une cavité spécifique créée par un boîtier inférieur et une lamelle, comme illustré à la figure 6A. Ensuite, le module de flux, qui comprend un microcanal et des ports d’accès, est inséré dans le puits du module central. Le module d’écoulement est solidement scellé contre la couche de support en silicium de la membrane en raison de la force d’attraction magnétique entre les aimants intégrés dans les boîtiers inférieur et supérieur, comme illustré à la figure 6B. Pour évaluer l’efficacité de ce mécanisme de verrouillage magnétique, un test de pression d’éclatement a été effectué, démontrant que le système peut résister à des pressions d’impasse allant jusqu’à 38,8 ± 2,4 kPa. Cette tolérance à la pression dépasse considérablement les pressions de fonctionnement typiques rencontrées dans les applications de culture cellulaire. De plus, le système reste exempt de fuites lorsqu’il est soumis à des débits allant jusqu’à 4000 μL/min, ce qui équivaut à une contrainte de cisaillement de 74 dynes/cm2 dans la région de culture16.

Lors du développement d’une plate-forme capable de basculer entre les modes à puits ouvert et microfluidique, une attention particulière doit être accordée à l’approche d’ensemencement cellulaire, qui n’est généralement pas une préoccupation pour les plates-formes statiques à puits ouvertsconventionnelles 16. L’endommagement de la monocouche autour de la limite du canal pourrait introduire des complications dans les résultats expérimentaux20. Pour résoudre ce problème, un pochoir amovible a été conçu qui s’insère dans le puits ouvert du module central et fournit une fenêtre spécifique pour que les cellules se déposent préférentiellement à la surface de la membrane (Figure 3). Une fois que la monocouche cellulaire est structurée et atteint la confluence, l’utilisateur a la possibilité de poursuivre l’expérience dans le format à puits ouvert ou de reconfigurer la plate-forme en mode microfluidique pour exposer la monocouche cellulaire à une contrainte de cisaillement physiologique (Figure 3). Le mécanisme de verrouillage magnétique permet de basculer facilement entre les formats à puits ouvert et microfluidique selon les besoins. Par exemple, le dispositif peut être rétabli au format à puits ouvert après une stimulation de flux, offrant aux utilisateurs la possibilité d’effectuer une variété de tests (tels que l’immunomarquage, l’extraction d’ARN et les mesures de perméabilité moléculaire) en utilisant des protocoles expérimentaux standard15,16.

Dans le cadre physiologique du corps humain, la barrière vasculaire est exposée à un stress de cisaillement induit par l’écoulement, qui sert de signal biophysique clé qui affecte la structure et la fonction de la barrière 5,21,22. Ainsi, l’ajout d’un écoulement de fluide dans les systèmes microphysiologiques est une exigence clé. Pour démontrer la polyvalence de la plate-forme, une monocouche HUVEC a été établie dans un format à puits ouvert en utilisant des protocoles standard. Après 24 h de culture statique, la plateforme a été reconfigurée en mode microfluidique pour exposer la monocouche cellulaire à une contrainte de cisaillement de 10,7 dynes/cm2 pendant 24 h. Les résultats ont indiqué que les cellules cultivées sous flux étaient alignées le long de la direction du flux tandis que les cellules cultivées sans flux restaient orientées de manière aléatoire (Figure 8A,B). Après la stimulation par cisaillement, la plateforme a été reconfigurée au format à puits ouvert pour extraire l’ARN en utilisant des protocoles standard. Les résultats ont indiqué que l’exposition des cellules au stress de cisaillement entraînait la régulation positive du facteur 2 de type Kruppel (KLF2) et de l’oxyde nitrique synthase endothélial (eNOS), qui jouent des rôles essentiels tels que les fonctions anti-thrombotiques et athéroprotectrices dans les vaisseaux sanguins sains23,24 (Figure 8C).

Figure 1 : Comparaison de modèles de barrière vasculaire in vitro. Illustration schématique de (A) inserts conventionnels de type Transwell et (B) le m-μSiM à puits ouvert. Les images en fond clair d’une monocouche HUVEC confluente mettent en évidence la différence de qualité d’imagerie en fond clair entre une membrane gravée par trace et une nanomembrane ultrafine. Barres d’échelle = 100 μm. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Organigramme de la prise de décision. Un organigramme basé sur les besoins expérimentaux et les préférences d’analyse en aval. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Flux de travail expérimental de la plateforme. (A) Pour positionner directement les cellules sur la membrane poreuse, un pochoir de motif amovible est inséré dans le puits du module central (l’encart montre les cellules à motifs, les lignes jaunes présentent les limites des microcanaux). (B) Le pochoir peut être conservé ou retiré dans l’appareil pour la culture cellulaire statique. (C) Pour reconfigurer la plate-forme en mode microfluidique, le pochoir est remplacé par le module de flux. Grâce au mécanisme d’étanchéité magnétique, la configuration est réversible ; Les boîtiers et le module de flux peuvent être retirés pour passer en mode puits ouvert. Barre d’échelle = 200 μm. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Illustration schématique des moules. (A) Le moule au pochoir. (B) Feuille acrylique découpée au laser. (C) vue assemblée du moule au pochoir. (D) Moule de module d’écoulement. (E) Feuille acrylique découpée au laser. (F) Vue assemblée du moule du module d’écoulement. Les caractéristiques en forme de triangle sont des marques d’alignement pour faciliter la fixation des feuilles acryliques aux moules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Schéma du module d’écoulement en forme de trèfle. (A) L’interface de contact entre le module d’écoulement et la puce à membrane. Les orifices d’entrée et de sortie pour l’écoulement du fluide sont indiqués en rose. (B) Image 3D du module d’écoulement PDMS. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Assemblage magnétique pour la reconfiguration du dispositif. (A) Démonstration schématique des composants pour la reconfiguration du dispositif en mode microfluidique. Des aimants intégrés avec des pôles opposés induisent une attraction pour l’étanchéité. (B) Vue en coupe transversale du dispositif reconfiguré montrant le canal vasculaire en rose et le compartiment tissulaire en vert. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Vue assemblée du circuit d’écoulement. Le circuit se compose d’une pompe péristaltique, de deux réservoirs pour l’alimentation des fluides cellulaires et des fluctuations d’amortissement, de tubes et d’une platine en acrylique pour maintenir les composants en place. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8 : Comparaison des HUVEC cultivés en mode puits ouvert et microfluidique. Les cellules ont été ensemencées et cultivées dans un puits ouvert pendant 24 heures pour établir une monocouche confluente. Au cours de la période de 24 h qui a suivi, un ensemble d’appareils a été reconfiguré en mode microfluidique. (A) Cellules cultivées sous écoulement (contrainte de cisaillement de 10,7 dynes.cm-2) alignées le long de la direction de l’écoulement (l’encart montre l’actine et les noyaux des cellules en vert et en bleu, respectivement). (B) Les cellules cultivées sans écoulement dans un format à puits ouvert n’ont montré aucun alignement. La longueur des barres dans les tracés radar indique le nombre de cellules dans la direction correspondante. (C) Les cellules cultivées sous flux ont montré une régulation positive plus élevée des gènes KLF2 et eNOS par rapport à la condition sans flux (**p < 0,01, n = 3, moyenne ± écart-type). Barres d’échelle = 100 μm. Adapté de Mansouri et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau supplémentaire 1 : Contrainte de cisaillement sur la surface de la nanomembrane à différents débits. Ce tableau fournit des informations sur les valeurs de contrainte de cisaillement sur la surface de la nanomembrane à différents débits. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 1 : Modèle CAO du moule à pochoir. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 2 : Modèle CAO de cavités découpées au laser pour le moule à pochoir. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 3 : Modèle CAO du module de flux. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 4 : Modèle CAO de cavités découpées au laser pour le moule du module d’écoulement. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 5 : Modèle CAO du boîtier supérieur. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 6 : Modèle CAO du boîtier inférieur. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier de codage supplémentaire 7 : Modèle CAO de la platine acrylique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

J.L.M. est cofondateur de SiMPore, Inc. et détient une participation dans la société. SiMPore commercialise les technologies à base de silicium ultramince, y compris les membranes utilisées dans cette étude.