Article de méthode

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

DOI :

10.3791/66134

⸱

15 décembre 2023

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’AVC ischémique reste la principale cause de mortalité et de déficience fonctionnelle parmi les populations adultes à l’échelle mondiale. Seule une minorité de patients victimes d’un AVC ischémique sont éligibles pour recevoir une thrombolyse intravasculaire ou une thrombectomie mécanique dans la fenêtre de temps optimale. Parmi ces survivants d’AVC, environ deux tiers souffrent de dysfonctionnements neurologiques sur une période prolongée. L’établissement d’un modèle expérimental stable et reproductible de l’AVC ischémique est extrêmement important pour approfondir l’étude des mécanismes physiopathologiques et développer des stratégies thérapeutiques efficaces pour l’AVC ischémique. L’artère cérébrale moyenne (ACM) représente l’emplacement prédominant de l’AVC ischémique chez l’homme, l’occlusion de l’ACM servant de modèle fréquemment utilisé de l’ischémie cérébrale focale. Dans ce protocole, nous décrivons la méthodologie d’établissement du modèle d’occlusion distale de MCA (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6. Étant donné que le site d’occlusion est situé au niveau de la branche corticale de l’ACM, ce modèle génère une lésion infarctus modérée limitée au cortex. La caractérisation neurologique, comportementale et histopathologique a mis en évidence un dysfonctionnement moteur visible, une dégénérescence neuronale et une activation prononcée de la microglie et des astrocytes dans ce modèle. Ainsi, ce modèle de souris dMCAO fournit un outil précieux pour étudier l’ischémie, l’AVC et la valeur de la popularisation.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’accident vasculaire cérébral est une maladie cérébrovasculaire aiguë fréquente caractérisée par une incidence élevée d’invalidité et de mortalité1. Sur l’ensemble des cas d’AVC, près de 80 % appartiennent à l’AVC ischémique2. Jusqu’à présent, la thrombolyse intraveineuse reste l’une des rares approches productives pour le traitement de l’AVC ischémique aigu. Cependant, l’efficacité du traitement thrombolytique est limitée par la fenêtre temporelle efficace étroite et la survenue d’une transformation hémorragique3. Dans la phase de rééducation à long terme après un AVC ischémique, un nombre considérable de patients sont susceptibles de présenter des dysfonctionnements neurologiques durables4. Des recherches plus approfondies sont nécessaires de toute urgence pour démêler les mécanismes physiopathologiques sous-jacents de l’AVC ischémique, ainsi que pour faciliter le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant l’AVC ischémique. L’établissement d’un modèle fiable et reproductible de l’AVC ischémique est crucial pour la recherche fondamentale ainsi que pour la recherche translationnelle ultérieure dans le domaine de l’AVC ischémique.

En 1981, Tamura et al. ont développé un modèle d’ischémie cérébrale focale en utilisant l’électrocoagulation transcrânienne au site proximal de l’artère cérébrale moyenne (ACM)5. Depuis lors, de nombreux chercheurs ont utilisé diverses méthodologies telles que la ligature, la compression ou le clipping pour induire une occlusion distale de MCA (dMCAO) pour établir des modèles d’AVC ischémique transitoire ou permanent 6,7,8. Par rapport au modèle de filament, le modèle dMCAO présente des avantages notables tels qu’une taille d’infarctus plus petite et un taux de survie plus élevé, ce qui le rend plus adapté à l’étude de la récupération fonctionnelle à long terme après un AVC ischémique9. De plus, le modèle dMCAO démontre un taux de survie plus élevé chez les rongeurs âgés par rapport au modèle à filament, ce qui en fait un outil avantageux pour l’étude de l’AVC ischémique chez les personnes âgées et les modèles animaux comorbides10. Il a été démontré que le modèle d’AVC photothrombotique (PT) possède les caractéristiques d’une intervention chirurgicale moins invasive et d’un taux de mortalité significativement faible. Cependant, le modèle PT présente un degré plus élevé de nécrose cellulaire et d’œdème tissulaire par rapport au modèle dMCAO, conduisant à l’absence de circulation collatérale11. De plus, il convient de noter que les lésions ischémiques observées dans le modèle PT résultent principalement d’une occlusion microvasculaire, qui diffère considérablement de l’ischémie cérébrale induite par l’embolie des gros vaisseaux dans le modèle dMCAO12.

Dans cet article, nous présentons la méthodologie permettant d’induire le modèle murin dMCAO en coagulant le MCA distal via une craniotomie à fenêtre osseuse. De plus, nous avons effectué des examens histologiques et des évaluations comportementales pour caractériser de manière exhaustive les agressions ischémiques et les résultats des accidents vasculaires cérébraux dans ce modèle expérimental. Notre objectif est de familiariser les chercheurs avec ce modèle et de faciliter d’autres recherches sur les mécanismes pathologiques de l’AVC ischémique.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Jianghan et a été mené conformément aux directives éthiques sur les animaux de laboratoire publiées par le Centre de contrôle des maladies de Chine. Des souris C57BL/6J mâles adultes, âgées de 10 semaines, pesant de 24 à 26 g, ont été utilisées dans ce protocole. Toutes les souris ont été logées dans un environnement contrôlé par un cycle lumière/obscurité de 12 heures avec de la nourriture et de l’eau à volonté.

1. Préparation préopératoire

REMARQUE : Les principaux instruments et équipements requis pour ce protocole sont illustrés à la figure 1.

  1. Avant l’intervention, stérilisez les instruments chirurgicaux par autoclavage.
  2. Administrer le méloxicam par voie sous-cutanée à une dose de 5 mg/kg pour l’analgésie 60 minutes avant la chirurgie.
  3. Anesthésie la souris avec de l’isoflurane à 5 % dans une chambre d’induction.
  4. Essuyez la planche de chirurgie chauffante avec de l’éthanol à 75 % et activez l’interrupteur de chauffage avec la température réglée sur 37 °C. Ensuite, positionnez la souris en position latérale gauche sur la planche, la tête positionnée à l’opposé du chirurgien et la queue tournée vers le chirurgien.
  5. Fixez un masque sur le visage de la souris qui fournit un apport constant de 2 % d’isoflurane et de 0,3 L/min d’oxygène pour l’anesthésie d’entretien. Appliquez la pommade oculaire sur la cornée pour la protéger du dessèchement pendant la procédure.
  6. Rasez la fourrure de l’orbite gauche au conduit auditif gauche avec un rasoir. Utilisez des crèmes dépilatoires pour enlever la fourrure restante pour la stérilisation.
  7. Préparez la zone chirurgicale en appliquant trois fois un désinfectant à base de povidone iodé et d’éthanol à 75 %.

2. Modèle MCAO distal

  1. Vérifiez si la souris est profondément anesthésiée en évaluant les réflexes du pincement de l’orteil.
  2. Faites une incision verticale entre l’orbite gauche et le conduit auditif gauche à l’aide d’une lame de scalpel stérile.
  3. Rétractez les tissus mous de la peau à l’aide d’écarteurs et exposez le muscle temporal.
  4. Utilisez des micropinces droites pour séparer les segments apical et dorsal du muscle temporal du crâne.
  5. Identifiez la bifurcation de l’ACM, qui prend une forme en « Y » sous l’os temporal avec un biais vers la base du crâne (Figure 2A).
    REMARQUE : Si la bifurcation de MCA n’est pas visuellement discernable (en raison d’une variation anatomiquement normale), déterminez le vaisseau le plus rostral.
  6. À l’aide d’une perceuse crânienne électrique, amincissez le crâne pour en faire une fenêtre osseuse (4 mm de diamètre) jusqu’à ce que la dure-mère, avec sa texture translucide, devienne visible.
    REMARQUE : Ajoutez par intermittence des gouttes de solution saline normale sur le crâne pour éviter la surchauffe pendant ce processus.
  7. Retirez la dure-mère au-dessus de l’artère à l’aide d’une micro-pince incurvée pour exposer la branche MCA.
  8. Réglez l’électrocautérisation à 7 W. Coagulez l’artère à l’aide de la pince de coagulation électrique aux sites proximaux et distaux de la bifurcation de l’ACM (Figure 2A). Lorsque la bifurcation n’est pas visible en raison d’une variation anatomique, effectuez la coagulation sur la branche MCA identifiée avec précision (comme mentionné ci-dessus) à deux endroitsdistincts à environ 1 mm de distance.
  9. Surveillez le flux sanguin de la branche corticale gauche du MCA à l’aide d’un débitmètre sanguin à moucheture laser.
    REMARQUE : Les souris présentant une réduction du débit sanguin inférieure à 40 % de la valeur de base après l’électrocoagulation ont été exclues de l’étude.
  10. Suturez le muscle et la peau séparément à l’aide de sutures à l’acide polyglycolique 5-0. Appliquez du gel de diclofénac sodique et de la pommade à la mupirocine sur l’incision cutanée à l’aide d’un coton-tige stérile.
  11. Placez la souris dans une chambre de récupération. Surveillez toutes les souris jusqu’à ce qu’elles soient complètement réveillées. Fournir du méloxicam (5 mg/kg, SC) pour l’analgésie toutes les 24 h jusqu’à 72 h.

3. Opération fictive

  1. Reproduire la même procédure que celles mentionnées ci-dessus, à l’exclusion du processus de coagulation artérielle.

4. Tests comportementaux

REMARQUE : Avant le dMCAO, les souris ont subi un entraînement comportemental deux fois par jour pendant 3 jours. Le 3èmejour après le dMCAO, déplacez les souris dans la salle de test comportemental pour une adaptation environnementale de 2 heures avant le test.

  1. Test de force de préhension14
    REMARQUE : Le compteur de force de préhension comprend une jauge de contrainte push-pull et une barre horizontale métallique.
    1. Saisissez la base de la queue de la souris. Abaissez progressivement la souris vers la barre de préhension métallique jusqu’à ce qu’elle saisisse la barre horizontale avec les deux pattes avant (Figure 2B).
    2. Tirez la souris vers l’arrière à une vitesse constante d’environ 2 cm/s et maintenez son corps à l’horizontale.
    3. Enregistrez la force maximale en grammes (g) lorsque la souris relâche ses pattes avant de la barre.
  2. Essai de pôle15
    1. Placez la souris au sommet d’un poteau vertical en bois (50 cm de haut, 1 cm de diamètre), la tête tournée vers le haut, et laissez-la descendre du poteau (Figure 2B).
    2. Notez le temps mis par la souris pour faire demi-tour (T-turn) et le temps total pour descendre du poteau (T-total) avec un temps de coupure de 60 s.
  3. Test de retrait du ruban adhésif16
    1. Tenez la souris et fixez un morceau de ruban adhésif (2 × 2 mm) sur la patte avant droite de la souris (Figure 2B).
    2. Remettez la souris dans la cage d’élevage et laissez-la se déplacer librement.
    3. Enregistrez le temps nécessaire à la souris pour enlever l’adhésif avec une limite de 60 s.
  4. Essai de cylindre17
    1. Placez la souris dans un cylindre en verre transparent ouvert (diamètre : 14 cm ; hauteur : 20 cm) et enregistrez son comportement d’exploration spontané debout pendant 3 minutes à l’aide d’une caméra (Figure 2B).
      REMARQUE : Au cours de la procédure expérimentale, deux miroirs ont été positionnés le long du cylindre pour assurer un enregistrement optimal des mouvements des membres antérieurs.
    2. Essuyez le cylindre avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les signaux olfactifs résiduels avant de tester la souris suivante.
    3. Réduisez la vitesse de lecture de la vidéo à 1/5 de la vitesse réelle et comptez le nombre de touches murales avec la patte avant gauche (L) ou droite (R) ou l’utilisation simultanée des deux pattes avant (B). Calculez le taux d’utilisation de la patte avant droite comme suit : (L-R)/(L + R + B) × 100 %.

5. Perfusion et préparation des échantillons

  1. Euthanasier la souris par injection péritonéale : surdosage de pentobarbital (300 mg/kg). Positionnez la souris en position couchée et immobilisez les membres.
  2. Faites une incision médiane sur la peau, en partant de la cavité abdominale médiane et en s’étendant vers la région supérieure de la poitrine.
  3. Ouvrez la poitrine à l’aide de ciseaux chirurgicaux et pliez le xiphoïde vers le haut à l’aide d’un hémostat. Retirez soigneusement le poumon et le diaphragme pour exposer le cœur.
  4. Insérez l’extrémité de l’aiguille de perfusion dans le ventricule gauche et percez l’oreillette droite avec des ciseaux. Perfuser le cœur avec 20 ml de solution saline normale par le ventricule gauche.
  5. Décapitez la souris et ouvrez le cuir chevelu le long de la ligne médiane entre les yeux. Coupez l’os des deux côtés, en partant de la base du crâne et en s’ouvrant jusqu’à l’orbite.
  6. Soulevez le calvarium et détachez doucement le cerveau de la base du crâne à l’aide d’une pince.
    REMARQUE : Les cerveaux de la moitié des souris ont été soumis à une coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC), tandis que les cerveaux de l’autre moitié ont fait l’objet d’un examen histologique.
  7. Faites tremper les cerveaux dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant la nuit pour une analyse histologique de suivi.

6. Identification du volume de l’infarctus

  1. Placez le cerveau dans un compartiment congélateur à -20 °C du réfrigérateur pendant 20 min.
  2. Positionnez le cerveau dans la matrice cérébrale de 1 mm et coupez le cerveau en sections coronaires d’une épaisseur de 2 mm à l’aide de lames de microtome.
  3. Transférez les sections cérébrales dans une plaque de culture à 24 puits et ajoutez 2 % de TTC pour couvrir le tissu cérébral. Mettez la plaque de culture à 24 puits dans un four à température constante pendant 30 min avec la température réglée à 37 °C.
  4. Soulevez soigneusement les sections du cerveau et fixez-les dans une solution de paraformaldéhyde à 4% pendant 15 min.
  5. Effectuez un balayage optique de ces sections cérébrales avec une résolution de 1200 x 1200 dpi par un scanister.
  6. Mesurez le volume de l’infarctus cérébral en additionnant la zone de l’infarctus de chaque section (aire de l’hémisphère droit moins zone non blessée de l’hémisphère gauche) à l’aide du logiciel Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Calculez le pourcentage de volume d’infarctus comme volume d’infarctus/volume de l’hémisphère droit × 100%.

7. Analyse histopathologique et de coloration immunofluorescente

  1. Prélevez les échantillons de cerveau de la solution de paraformaldéhyde et rincez-les à l’eau courante pendant 1 h.
  2. Transférez les échantillons de cerveau dans la machine automatisée de déshydratation des tissus. Lancez le programme prédéfini pour la déshydratation, la vitrification et l’immersion dans la cire. Incorporez les échantillons de cerveau déshydraté dans de la paraffine et coupez-les en sections de 5 m d’épaisseur à l’aide d’un microtome.
  3. Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E)
    1. Dépiaffinez les sections avec du xylène 3 fois pendant 8 minutes chacune.
    2. Réhydrater les sections en les immergeant successivement dans de l’éthanol à gradient (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) et de l’eau distillée pendant 5 min à chaque fois.
    3. Colorer les sections avec la solution d’hématoxyline pendant 5 min.
    4. Rincez les sections à l’eau distillée pour laver les résidus d’hématoxyline, puis trempez-les dans de l’alcool à 5% d’acide chlorhydrique pour une différenciation 5-s. Lavez les sections à l’eau distillée pendant 2 min.
    5. Teindre les sections avec une solution d’éosine pendant 30 secondes et rincer l’excès de liquide colorant à l’eau distillée.
    6. Immergez les sections dans 90% d’éthanol, 95% d’éthanol, 100% d’éthanol et xylène (2 fois) successivement pendant 5 min à chaque fois. Montez les sections avec un support de montage neutre pour baume.
  4. Coloration par immunofluorescence
    1. Daffinez les sections avec du xylène 3 fois pendant 8 min à chaque fois.
    2. Réhydratez les sections en les immergeant successivement dans de l’éthanol dégradé (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) et de l’eau distillée pendant 5 min à chaque fois.
    3. Préchauffez la solution de récupération de l’antigène citrate à ébullition au micro-ondes. Immergez les sections dans la solution de récupération de l’antigène. Réchauffez le tampon de récupération d’antigène à faible puissance (20 W) pendant 20 min.
    4. Éteignez le micro-ondes et laissez le tampon de récupération d’antigène refroidir à température ambiante (RT).
    5. Lavez les sections trois fois avec 0,1 mM de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 5 minutes à chaque fois.
    6. Incuber les sections avec une solution bloquante (5 % d’albumine sérique bovine) à la RT pendant 1 h pour bloquer la liaison non spécifique de l’immunoglobuline.
    7. Incuber les sections avec de l’anticorps anti-NeuN de lapin (1:300), de l’anticorps anti-Iba-1 de lapin (1:500) et de l’anticorps anti-GFAP de souris (1:500) à 4°C pendant la nuit.
    8. Lavez les sections trois fois avec 0,1 mM PBS pendant 5 minutes à chaque fois.
    9. Incuber les sections avec des IgG conjuguées Alexa 594 anti-lapin (1:500) ou des IgG conjuguées Alexa 488 (1:500) pendant 1 h à RT.
    10. Lavez les sections avec 0,1 mM de PBS et montez-les avec un support de montage anti-décoloration contenant du 4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI).
    11. Prenez des images de trois champs microscopiques (300 μm × 300 μm) à l’intérieur de la pénombre ischémique à l’aide d’un microscope fluorescent à 594 nm et 488 nm, respectivement.
    12. À l’aide du logiciel ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), estimez la densité cellulaire colorée positivement en faisant la moyenne du nombre de cellules dans la pénombre ischémique19.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les principaux instruments utilisés pour effectuer le dMCAO sont l’ensemble d’instruments microchirurgicaux, le vaporisateur d’isoflurane et le générateur d’électrocoagulation microchirurgicale monopolaire illustré à la figure 1. La procédure expérimentale de cette étude est illustrée à la figure 2. En bref, une petite craniotomie osseuse a été utilisée pour exposer le MCA distal, qui a ensuite été coagulé pour induire une ischémie cérébrale focale permanente ch...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans le protocole actuel du modèle dMCAO d’électrocoagulation par craniotomie, les interventions chirurgicales sont menées avec un minimum d’invasivité, dans lequel seule une partie du muscle temporal est séparée pour atténuer les effets indésirables sur la fonction masticatoire. Les souris se sont toutes bien rétablies après la procédure, sans qu’aucun cas de difficultés d’alimentation n’ait été observé. L’ACM peut être facilement discernée dans l’os temporal de la souris, facilitant ainsi l’identification précise des e...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont pas d’intérêts conflictuels à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a été soutenue par les subventions de la Nature Science Foundation de la province du Hubei (2022CFC057).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium
(TTC)		Sigma-Aldrich108380Colorant pour coloration TTC
Plaque de culture à 24 puitsCorning (États-Unis)CLS3527Récipient pour coloration TTC
4 % paraformaldéhydeWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Fixation tissulaire
5 % d’albumine sérique bovineWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Blocage d’antigène non spécifique
5-0 Suture à l’acide polyglycoliqueJinhuan Medical Co., LtdKCR531Matériau pour la chirurgie
Appareil d’anesthésieMidmark CorporationVMRAnimal anesthésié
Support de montage AntifadeBeyotime BiotechP0131Joint pour coloration IF
Automatisation-déshydratation des tissus  ;
machine		Leica Biosystems (Allemagne)TP1020Tissu déshydraté
Crème dépilatoireVeet (France)20220328Matériel pour chirurgie
Diclofénac  ; sodium  ; gelWuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
  ;Co., Ltd.		H10950214Analgésie pour animaux
Pointe de forage (0,8 mm)Rwd Life Science Co., Ltd.Équipement pour la chirurgie
Solution de coloration à l’éosineWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Colorant pour H& E coloration
Pommade oculaireGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Matériau pour la chirurgie
Microscope à fluorescenceOlympus (Japon)BX51Acquisition d’images
GFAP Anticorps monoclonal de souris CellSignaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		3670Anticorps primaire pour la coloration IF
Chèvre anti-souris Alexa
488-conjugué IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, États-Unis)		4408Deuxième anticorps pour la coloration IF
Chèvre anti-lapin Alexa
594-conjugué IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		8889Deuxième anticorps pour coloration IF
Appareil de mesure de la force de préhensionShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Équipement pour test comportemental
Solution de coloration à l’hématoxylineWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Colorant pour H& E coloration
Iba1 Anticorps monoclonal de lapinAbcamab178846Anticorps primaire pour la coloration IF
IsofluraneRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Débitmètre sanguin Doppler laser animal anesthésié
Moor Instruments (UK)moorVMS Surveillance dudébit sanguin
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Analgésie pour animaux
MicrodrillRwd Life Science Co., Ltd.78001Matériel chirurgical
Set d’instruments microchirurgicauxRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RÉquipement pour la chirurgie
MicrotomeThermo Fisher Scientific (USA)HM325Production de coupes de tissus
Lame de microtomeLeica Biosystems (Allemagne)819Production de coupes de tissus
Générateur d’électrocoagulation monopolaireSpring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.		CZ0001Équipement pour la chirurgie
Pommade à la mupirocineTianjin Smith Kline & Laboratoires < français > LtéeH10930064anti-infectieux pour lapin NeuN animal
Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		24307Anticorps primaire pour la coloration IF
Neutre baumeAbsin Bioscienceabs9177Sceau pour H& E coloration Centre d’enrobage
paraffineThermo Fisher Scientific (USA)EC 350Produire des blocs de paraffine
Pentobarbital sodiqueSigma-AldrichP3761Animal euthanasié
Saline tamponnée au phosphateShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221ARinçage pour section
de tissu RasoirShenzhen Codos Electrical Appliances
Co.,Ltd.		CP-9200Équipement pour la chirurgie
Solution de citrate de sodiumShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083Récupération d’antigène pour la coloration IF
Anticorps monoclonal de

Références

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Mod le d accident vasculaire c r bral isch miqueart re c r brale moyenneocclusion distale de l ACMisch mie c r brale focalelectrocoagulation transcraniennevaluation du comportement neurologiqueanalyse histopathologiquetest de force de pr hensionsectionnement du cerveaucoloration au TTC

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