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Modèle murin de pince hilaire pulmonaire gauche de lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire

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DOI :

10.3791/66232

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12 avril 2024

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1Division of Cardiothoracic Surgery, Washington University, St. Louis

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Résumé

Le protocole décrit une méthode réalisable, fiable et reproductible de clampage hilaire pulmonaire gauche qui peut être utilisée pour étudier les lésions d’ischémie-reperfusion pulmonaire dans des modèles murins.

Résumé

Les lésions d’ischémie-reperfusion (IRI) lors d’une transplantation pulmonaire sont un facteur de risque majeur de complications post-greffe, notamment le dysfonctionnement primaire du greffon, le rejet aigu et chronique et la mortalité. Les efforts déployés pour étudier les fondements de l’IRI ont conduit au développement d’un modèle murin fiable et reproductible de clampage hilaire du poumon gauche. Ce modèle implique une intervention chirurgicale réalisée sur une souris anesthésiée et intubée. Une thoracotomie gauche est pratiquée, suivie d’une mobilisation pulmonaire soigneuse et d’une dissection du hile pulmonaire gauche. La pince hilaire implique une ligature de suture réversible du hile pulmonaire avec un nœud coulant, qui arrête l’entrée artérielle, l’écoulement veineux et le flux d’air à travers la bronche principale gauche. La reperfusion est initiée par un retrait soigneux de la suture. Notre laboratoire utilise 30 min d’ischémie et 1 h de reperfusion pour le modèle expérimental dans les investigations actuelles. Cependant, ces périodes peuvent être modifiées en fonction de la question expérimentale spécifique. Immédiatement avant le sacrifice, des gaz sanguins artériels peuvent être obtenus du ventricule gauche après une période de 4 minutes de clampage hilaire droit pour s’assurer que les valeurs de PaO2 obtenues sont attribuées au poumon gauche blessé seul. Nous décrivons également une méthode pour mesurer l’extravasation cellulaire par cytométrie en flux, qui implique l’injection intraveineuse d’un anticorps marqué au fluorochrome spécifique de la ou des cellules à étudier avant le sacrifice. Le poumon gauche peut ensuite être prélevé pour la cytométrie en flux, l’immunohistochimie congelée ou fixe, l’immunohistochimie intégrée à la paraffine et la réaction en chaîne quantitative par polymérase. Cette technique de clamp hilaire permet d’étudier en détail les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à l’IRI. Les résultats représentatifs révèlent une diminution de l’oxygénation du poumon gauche et des signes histologiques de lésions pulmonaires après clampage hilaire. Cette technique peut être facilement apprise et reproduite par le personnel avec ou sans expérience en microchirurgie, ce qui permet d’obtenir des résultats fiables et cohérents et de servir de modèle largement adoptable pour l’étude de l’IRI pulmonaire.

Introduction

L’IRI lors de la transplantation d’organe est un facteur de risque majeur de dysfonctionnement primaire du greffon et d’épisodes ultérieurs de rejet du greffon 1,2. Au cours de la transplantation, le temps d’ischémie chaude est défini comme la période de temps entre la clampage aortique croisé du donneur et le début de la perfusion froide et entre le retrait de l’organe de la glace et l’implantation de l’organe. Le temps de stockage au froid est défini comme la période de temps entre le début de la perfusion froide et le retrait de l’organe de la glace3. L’ischémie chaude est plus délétère pour la fonction ultérieure des organes que l’ischémie froide 4,5,6, et ses mécanismes sous-jacents justifient une étude plus approfondie dans des modèles précliniques. De plus, la transplantation d’organes par don après mort cardiaque (DCD) est associée à des temps ischémiques chauds plus longs que le don traditionnel après mort cérébrale (DBD)7. Bien que l’utilisation de donneurs de TDC puisse élargir le bassin de donneurs et augmenter l’utilisation des poumons, d’autres études précliniques sont nécessaires pour évaluer les effets de l’ischémie chaude sur la fonction pulmonaire post-greffe. Ci-dessous, nous décrivons un modèle d’IRI chaud chez la souris via la pince hilaire pulmonaire gauche.

Plusieurs modèles animaux de clampage hilaire pulmonaire ont été développés et adaptés au cours des dernières années et peuvent inclure l’utilisation d’un clamp microvasculaire atraumatique 8,9,10,11,12,13, d’un garrot de Rumel14,15 ou d’une ligature de suture16 comme la pince hilaire. L’essentiel de la pince hilaire est qu’elle doit être réversible et causer peu ou pas de dommages aux structures hilaires afin que la reperfusion puisse être réalisée. Ici, nous décrivons notre technique de clamp hilaire chez la souris qui consiste en une ligature de suture réversible du hile pulmonaire gauche avec un nœud coulant. Cette méthode obstrue l’entrée artérielle pulmonaire, l’écoulement veineux et le flux d’air entrant et sortant de la bronche principale. Le principal avantage d’un noeud coulant par rapport à une pince vasculaire, un clip ou un garrot est que la poitrine peut être fermée pendant des périodes prolongées d’ischémie, minimisant ainsi la perte de liquide insensible et de chaleur chez la souris. Nous fournissons un protocole pour obtenir des mesures fiables des gaz du sang artériel (ABG) et pour mesurer l’extravasation cellulaire après le clampage hilaire.

Cette technique de clamp hilaire occupe une place importante dans l’étude plus large de la transplantation pulmonaire. Par rapport aux modèles animaux de transplantation pulmonaire orthotopique, la technique de clamp hilaire peut isoler les effets de l’IRI sans l’ajout d’un traumatisme anastomotique chirurgical ou d’une allogénicité17. De plus, la technique de la pince hilaire peut être maîtrisée plus facilement et plus rapidement que la greffe de poumon de souris. En fait, en utilisant des techniques de pince hilaire, plusieurs mécanismes importants dans la pathogenèse de l’IRI ont été identifiés au cours de la dernière décennie, tels que TLR4, NADPH oxydase et le récepteurde l’adénosine A2A 14,18,19,20. Dans le protocole suivant, nous présentons une méthode fiable, enseignable et reproductible de clampage hilaire comme outil pour étudier l’IRI pulmonaire.

Protocole

Toutes les études ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de la faculté de médecine de l’Université de Washington. Les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, 8e édition21 préparé par la National Academy of Sciences et publié par les National Institutes of Health, et aux Principes de soins aux animaux de laboratoire formulés par la National Society for Medical Research.

1. Anesthésie et intubation

  1. Sélectionnez une souris qui pèse au moins 25 g. Cela facilitera l’intubation en raison de l’orifice plus grand entre les cordes vocales.
  2. Injecter à la souris par voie intrapéritonéale un mélange de kétamine (dose de 100 mg/kg de poids corporel) et de xylazine (dose de 10 mg/kg de poids corporel). Ce mélange doit être chargé dans une seringue de 1/2 cc avec une aiguille de 1/2 pouce 29G. Attendez environ 5 minutes pour que la kétamine fasse effet - la souris ne doit pas présenter de mouvement spontané et ne répond pas à un pincement des orteils, ce qui confirme une anesthésie adéquate.
  3. Injecter de la buprénorphine (dose de 0,05 mg/kg de poids corporel) par voie sous-cutanée avant la chirurgie pour un contrôle supplémentaire de la douleur.
  4. Appliquez une pommade ophtalmique non médicamenteuse sur les deux yeux pour éviter la dessiccation de la cornée pendant la chirurgie.
  5. Rasez la souris avec une tondeuse sur la poitrine gauche et le dos (voir Figure 1A), en étendant sur l’abdomen si une laparotomie est prévue (voir étape 5.3).
  6. Une fois la souris anesthésiée, effectuez l’intubation à l’aide d’une configuration d’intubation préférée et le reste de la procédure sous un microscope sur un tapis chauffé à ~37 °C (pour maintenir la normothermie chez la souris).
  7. Après avoir obtenu une vue adéquate des cordes vocales, insérez un introducteur fait maison (voir figure supplémentaire 1) avec une courbe à l’extrémité dans un angiocathéter 20G de 1 pouce, qui est utilisé comme tube endotrachéal (ETT). Guidez la pointe de l’introducteur, puis l’ETT entre et au-delà des cordes vocales.
    REMARQUE : Il est important de visualiser l’ETT passant par les cordes vocales pour éviter une fausse intubation dans l’œsophage. Il faut prendre soin d’éviter de blesser les cordes vocales pendant l’intubation (c.-à-d. que le nombre de tentatives d’intubation doit être limité à 5 et que l’ETT ne doit pas être avancée si une résistance est rencontrée).
  8. Une fois l’ETT inséré, retirez l’introducteur et connectez l’ETT à un ventilateur pour petits animaux. Observez l’élévation symétrique de la poitrine pour confirmer l’intubation endotrachéale correcte. Les réglages du ventilateur doivent être de 100 à 105 respirations par minute et une fraction d’oxygène inspiré de 100 %. Le volume courant est de 0,35 mL et la pression positive en fin d’expiration est de 1 cm H2O.
    REMARQUE : Assurez-vous que la poitrine plutôt que l’abdomen se soulève, car une intubation œsophagienne accidentelle entraînera la mort si elle n’est pas corrigée rapidement.
  9. Une fois qu’il est en place, fixez l’ETT avec une bande de 5 cm de ruban de soie de 1 pouce autour du nez de la souris, en assurant un contact adéquat avec l’ETT et le nez afin que l’ETT ne glisse pas hors de la bouche (voir Figure 1B-C).
  10. Pour maintenir une anesthésie adéquate tout au long de la chirurgie, administrez de l’isoflurane de 1 % à 1,5 % en ligne avec le débit d’oxygène.

2. Thoracotomie

  1. Placez la souris en position de décubitus latéral droit, avec les deux pattes avant collées dans le coin supérieur gauche, la patte arrière droite collée dans le coin inférieur gauche et la patte arrière gauche collée dans le coin inférieur droit (voir la figure 2G pour le ruban adhésif).
  2. Désinfecter avec la peau sur le thorax gauche avec au moins 3 cycles alternés de povidone iodé suivis d’une application d’alcool à 70%.
  3. Effectuez une incision sur le 4e espace intercostal de la ligne axillaire antérieure à la ligne axillaire postérieure, à l’aide de ciseaux pour ouvrir la peau sus-jacente (voir Figure 2A). Le 4eespace intercostal est situé à environ 1 cm sous l’aisselle sur la ligne axillaire médiane.
  4. Pour minimiser la perte de sang, coagulez les vaisseaux sanguins visibles dans les couches sous-cutanées et musculaires à l’aide d’un stylo cautérisé portatif.
  5. Divisez nettement les muscles grand dorsal et dentelé antérieur à l’aide de ciseaux sur toute la longueur de l’incision cutanée (voir figure 2B).
  6. À l’aide d’une pince fine incurvée, élevez soigneusement la 4e côte (en prenant soin de ne pas blesser le poumon sous-jacent) et faites une incision précise avec des ciseaux fins juste au-dessus de la 5e côte pour entrer dans la 4e côte (voir figure 2C). Effectuez la thoracotomie au-dessus de la 5e côte plutôt qu’en dessous de la 4e côte pour éviter de blesser le faisceau neurovasculaire intercostal.
  7. Une fois que la pression négative de la cavité pleurale est perdue et que le poumon se rétracte de la paroi thoracique, étendez la thoracotomie vers l’avant et vers l’arrière dans le 4e espace intercostal juste au-dessus de la 5e côte (voir Figure 2D-E). La longueur totale de l’incision doit être suffisamment longue pour exposer l’ensemble du poumon, généralement ~1 cm.
    REMARQUE : Un saignement interne de l’artère mammaire peut se produire si la thoracotomie est prolongée trop loin vers l’avant - le cas échéant, elle doit être cautérisée pour éviter une perte de sang excessive.
  8. Appliquer deux écarteurs de nervures pour ouvrir l’espace thoracique, ce qui permet une fenêtre de travail d’au moins 1cm2 pour une visualisation adéquate (voir la figure 2F-G).

3. Application de la pince hilaire

  1. À l’aide d’applicateurs à deux pointes à bout de coton, mobiliser le poumon gauche en l’élevant en céphalade puis en divisant brusquement le ligament pulmonaire inférieur translucide (voir Figure 3A-B).
    REMARQUE : Si cela est difficile à réaliser sans déchirer le poumon, le ligament pulmonaire inférieur peut également être divisé brusquement à l’aide de ciseaux fins.
  2. Réfléchissez le poumon vers l’avant afin que le hile pulmonaire postérieur gauche puisse être visualisé. Coupez un morceau de cravate en soie 6-0 à ~10 cm et placez le point médian de cette cravate derrière le hile (voir Figure 3C).
  3. Ensuite, retournez le poumon gauche vers l’arrière pour reposer sur l’attache et tirez les deux extrémités de l’attache vers l’avant (voir la figure 3D).
  4. Avec les deux extrémités libres (A et B) de l’attache, faites un nœud coulant réversible à l’aide d’une pince et d’une pince à moustiques incurvée. Voir la description détaillée aux étapes 3.4.1 et 3.4.2. Le temps ischémique chaud commence dès la réalisation du nœud coulant. Le poumon gauche ne doit plus se gonfler à chaque respiration du ventilateur une fois le nœud noué. Il doit devenir blanc pâle, ce qui signifie l’arrêt de la perfusion.
    REMARQUE : Il faut veiller à ce que le nœud se trouve au milieu du hile, en évitant de coincer par inadvertance l’oreillette gauche au centre et le parenchyme pulmonaire latéralement (voir Figure 3F).
    1. Avec la pince dans la main dominante et la pince dans la main non dominante, tenez l’extrémité de A avec une pince et enroulez une fois le point médian de A autour de la pince fermée (voir Figure 3E).
    2. Saisissez le point médian de B avec la pince et tirez à deux mains pour serrer le nœud coulant. Ne laissez pas l’extrémité de B passer à travers le nœud, ce qui rendrait le nœud irréversible. Après avoir fait le nœud, B doit avoir une boucle émanant du nœud, tandis que A doit être droit (voir Figure 3F). Le nœud peut être libéré en tirant sur l’extrémité de B.
  5. Confirmez l’occlusion adéquate de la bronche en occlusant manuellement la tubulure d’évacuation de l’ETT au ventilateur, ce qui devrait empêcher le poumon gauche de se gonfler (voir Figure 3G). L’occlusion vasculaire est supposée avec l’occlusion bronchique étant donné la collapsibilité accrue de l’artère et des veines pulmonaires par rapport à la bronche cartilagineuse.
  6. Après l’application de la pince hilaire, fermez l’incision cutanée avec un simple point interrompu à l’aide d’une suture en nylon 6-0, afin de minimiser les pertes de liquide insensible pendant la période d’ischémie chaude.

4. Libération de la pince hilaire

  1. Après la période souhaitée d’ischémie chaude, relâchez le nœud coulant en tirant doucement sur l’extrémité libre courte de l’attache en soie (B de la figure 3F et de l’étape 3.4). Commencer le temps de reperfusion dès la libération du nœud coulant.
    REMARQUE : Après le relâchement de l’attache, la ventilation pulmonaire peut être confirmée par une nouvelle occlusion manuelle de l’écoulement de l’ETT, ce qui devrait maintenant provoquer une expansion du poumon gauche. Encore une fois, la perfusion est impliquée avec l’inflation du poumon, cependant, elle peut également être confirmée par le rosissement du poumon (voir Figure 4A).
  2. Pendant la période de reperfusion, fermez le thorax en trois couches pour minimiser les pertes insensibles. Tout d’abord, fermez l’espace de la 4e côte avec un point unique avec une suture en nylon 6-0, avec une morsure juste au-dessus de la 4e côte et une morsure juste au-dessus de la 6e côte (voir Figure 4B-C). Attachez-le au gonflage pulmonaire maximal, afin de minimiser le risque de pneumothorax iatrogène (voir Figure 4D-E).
  3. Ensuite, fermez la couche musculaire à l’aide d’un simple point de couture avec une suture en nylon 6-0.
  4. Enfin, fermez l’incision cutanée à l’aide d’un simple point interrompu avec une suture en nylon 6-0 (voir figure 4F). Évitez de faire couler des points de suture sur la peau en raison du risque que des animaux éveillés se grattent leur incision et entraînent une déhiscence complète de la plaie.
  5. À partir de ce moment, le poumon peut être directement prélevé à la fin du temps de reperfusion souhaité. Si vous souhaitez une évaluation ABG, reportez-vous à l’étape 5. Si une injection intraveineuse supplémentaire est souhaitée avant le sacrifice, voir l’étape 6. Il s’agit d’une chirurgie terminale.
  6. Si le temps de reperfusion est prévu pour être supérieur à quelques heures, éteignez l’isoflurane pour permettre à la souris de se réveiller de l’anesthésie et d’extuber. Les critères d’extubation comprennent des contractions avec pincement de la patte et des respirations et mouvements spontanés. Le réveil d’une souris sous anesthésie à la kétamine et à l’isoflurane prend généralement 30 à 45 minutes. Il s’agit d’une chirurgie de survie.
    1. Pour une chirurgie de survie, injecter 1 mL de solution saline chaude par voie sous-cutanée pour tenir compte des pertes de liquide dues à la chirurgie. Injecter de la buprénorphine (dose de 0,05 à 0,1 mg/kg de poids corporel) par voie sous-cutanée avant la chirurgie pour contrôler la douleur. Répétez l’anesthésie toutes les 4 à 6 heures pendant au moins 3 jours après la chirurgie. Envisagez un bloc de bupivacaïne le long de l’incision pour un contrôle supplémentaire de la douleur.

5. Évaluation ABG

REMARQUE : Si une mesure de l’ABG est souhaitée, il est préférable de l’obtenir par aspiration sanguine artérielle à partir du ventricule gauche. Pour s’assurer que l’ABG ne reflète que la fonction pulmonaire gauche, ce sang artériel doit être prélevé après environ 4 minutes de clampage du hile droit22,23, pendant laquelle seul le poumon gauche effectue l’oxygénation et la ventilation.

  1. Si la souris a été réveillée de l’anesthésie après la clamp hilaire, anesthésie à nouveau et intubez la souris selon l’étape 1.
  2. Environ 15 à 20 minutes avant la fin du temps de reperfusion souhaité, positionnez la souris en position couchée, en fixant les quatre membres avec du ruban adhésif.
    REMARQUE : Il faut prévoir suffisamment de temps pour que les étapes suivantes soient effectuées avant la fin de la reperfusion. Le moment précis de l’ouverture de l’abdomen et de la poitrine variera en fonction du chirurgien et de son expérience.
  3. Effectuer une laparotomie médiane de l’os pubien à la xiphoïde, en incisant avec des ciseaux la peau suivie de la paroi abdominale le long de la linea alba (voir Figure 5A-B).
  4. Au niveau de la xiphoïde, étendre la laparotomie à gauche et à droite jusqu’à la ligne axillaire antérieure, en suivant la courbe de la côte la plus inférieure (voir Figure 5C).
  5. À partir de l’abdomen, incisez le diaphragme antérieur sur la ligne médiane pour pénétrer dans le thorax en prenant soin de ne pas aller trop profondément pour éviter de blesser le cœur (voir Figure 5D-E). Ensuite, étendez l’incision du diaphragme antérieur à gauche et à droite jusqu’à la ligne axillaire antérieure, le long de la côte la plus inférieure (voir ligne pointillée blanche sur la figure 5D).
  6. Divisez les côtes bilatérales le long de la ligne axillaire antérieure, en s’étendant vers le haut vers l’aisselle, pour créer une thoracotomie à clapet. Ensuite, réfléchissez la paroi thoracique antérieure (sternum et côtes antérieures bilatérales) céphalade, ce qui permet une exposition complète du cœur et des poumons bilatéraux (voir les lignes pointillées blanches sur la figure 5F).
  7. Appliquez une pince sur la paroi thoracique antérieure qui est retournée pour faciliter la rétraction. Rétractez le diaphragme vers le bas à l’aide d’une pince anti-moustique incurvée sur la ligne médiane pour améliorer la visualisation de la poitrine (voir Figure 5F).
  8. Pour mobiliser complètement le poumon droit (qui a 4 lobes), renvoyez le lobe accessoire qui s’étend au-delà de la ligne médiane dans le thorax gauche et dans le thorax droit (voir la figure 5G-H). Il y a un ligament mince qui attache ce lobe à la poitrine gauche - divisez-le soit brusquement avec des applicateurs à pointe de coton, soit nettement avec des ciseaux.
    REMARQUE : Ce lobe accessoire traverse la ligne médiane postérieure à la veine cave inférieure (IVC), il faut donc veiller à ne pas blesser l’IVC pendant cette manœuvre.
  9. Une fois que tous les lobes sont ramenés vers la poitrine droite, réfléchissez l’ensemble du poumon droit vers l’avant et placez une autre cravate de soie 6-0 (coupée à ~10 cm) derrière le hile droit. Ensuite, replacez le poumon droit dans la poitrine par-dessus l’attache.
  10. Faites un autre nœud coulant autour du hile droit en utilisant la même technique que celle décrite à l’étape 3.4, en prenant soin d’entourer les quatre lobes du poumon droit. Cette étape de clamp hilaraire droite doit être chronométrée à environ 4 minutes avant la fin de la reperfusion.
  11. Enduisez une aiguille 31G de 1/2 pouce sur une seringue à tuberculine de 1 cc avec environ 200 μL d’héparine 1000 unité/ml. Pour ce faire, aspirez le volume d’héparine et tirez à plusieurs reprises le piston d’avant en arrière 3 à 4 fois pour permettre à l’héparine d’enrober tout l’intérieur de la seringue. Ceci est fait pour minimiser le risque de coagulation du sang aspiré pendant le transport du poste chirurgical à l’appareil ABG .
  12. Après 4 min de clampage hilaire droit, aspirez le sang artériel du ventricule gauche dans la seringue enrobée d’héparine (voir Figure 5I). Veillez à éviter de perforer le septum ventriculaire et d’aspirer par inadvertance le sang ventriculaire droit veineux. Il y a une nette différence de couleur entre le ventricule droit plus foncé et le ventricule gauche plus clair (voir figure 5I en médaillon). Inclinez l’aiguille vers le cou gauche. Plusieurs ponctions peuvent être nécessaires pour obtenir suffisamment de sang pour faire couler un ABG (~150 μL).
    REMARQUE : Pendant les 4 minutes de pince hilaire droite, la souris peut commencer à présenter une respiration agonale qui annonce une mort imminente. Si cela se produit, le sang artériel doit être aspiré rapidement avant l’arrêt cardiaque. Il n’est pas possible d’aspirer le sang d’un cœur qui ne bat pas.
  13. Faites passer le sang artériel sur une machine ABG pour obtenir la saturation en oxygène, la pression partielle d’oxygène, la pression partielle de dioxyde de carbone, entre autres mesures. Euthanasier la souris après la collecte d’ABG et/ou le traitement par anticorps (voir étape 6).

6. Injection intraveineuse d’anticorps pour la mesure de l’extravasation cellulaire

REMARQUE : Cette technique peut être utilisée pour déterminer l’extravasation cellulaire par injection intraveineuse d’anticorps marqués au fluorochrome dans la VCI avant le sacrifice, suivie d’une analyse cytométrique en flux, comme publié précédemment18. En bref, les neutrophiles intravasculaires peuvent être distingués des neutrophiles interstitiels à l’aide d’anticorps anti-Ly6G spécifiques des neutrophiles. L’anti-Ly6G marqué à la fluorescéine isothiocyanate (FITC-marked) (clone 1A8) est injecté par voie intraveineuse 5 minutes avant le sacrifice, ce qui permet de marquer les neutrophiles intravasculaires circulants. La concentration de l’anticorps FITC-Ly6G utilisée est de 100 ng dilués dans 200 μL de solution saline tamponnée au phosphate. Ensuite, après la préparation d’une suspension unicellulaire à partir du poumon gauche pour la cytométrie en flux, tous les neutrophiles sont marqués avec l’anti-Ly6G marqué à l’allophycocyanine (APC) (clone 1A8). Ainsi, les neutrophiles APC-Ly6G+FITC-Ly6G+ sont intravasculaires tandis que les neutrophiles APC-Ly6G+FITC-Ly6G- sont extravasculaires ou interstitiels. Cette technique peut être adaptée aux monocytes avec des anticorps anti-Ly6C, aux lymphocytes B avec des anticorps anti-CD19, par exemple.

  1. Chargez l’anticorps souhaité dans une seringue de 3/10 cc avec une aiguille 31G de 5/16 de pouce, en prenant soin de minimiser les bulles d’air à l’intérieur de la seringue. Utilisez-le pour l’injection intraveineuse dans la VCI à l’étape 6.5.
  2. Effectuez la laparotomie selon les étapes 5.3-5.4.
  3. Après la laparotomie, effectuez une rotation viscérale médiale droite à l’aide de deux applicateurs à pointe de coton. Chez une souris, cela se fait en éviscérant tout l’intestin à gauche de l’abdomen, ce qui permettra une vue claire de la VCI (voir Figure 6A).
  4. Nettoyez la graisse qui recouvre l’IVC avec des applicateurs à embout de coton.
  5. Injecter la solution d’anticorps dans la VCI par ponction veineuse (voir Figure 6B). Lors de l’extraction de l’aiguille, appliquez immédiatement une légère pression avec un coton-tige sur le site de la ponction veineuse jusqu’à ce qu’elle soit hémostatique (généralement environ 2-3 min).
  6. Remettez l’intestin éviscéré dans l’abdomen au-dessus du coton-tige pour continuer à appliquer une pression sur la VCI (voir la figure 6C).
  7. Effectuez une thoracotomie à clapet selon les étapes 5.5 à 5.7 pour prélever le poumon gauche. Laisser les anticorps circuler systématiquement pendant au moins 5 minutes avant le sacrifice et la récolte. Euthanasier la souris après la collecte d’ABG et/ou le traitement par anticorps.

7. Coloration histologique (H&E)

  1. Après la fixation au formol et l’enrobage de paraffine du poumon gauche et la sectionnement à une épaisseur de 5 μm, déparaffiniser la lame dans du xylène (deux lavages de 10 minutes).
  2. Déshydrater dans les lavages séquentiels à l’éthanol : 2 lavages de 5 minutes à 100 %, 1 lavage de 2 minutes à 95 % et 1 lavage de 2 minutes à 70 % d’éthanol. Ensuite, rincez à l’eau déminéralisée.
  3. Teintez la lame avec de l’hématoxyline pendant 2 à 4 minutes, puis lavez-la à l’eau déminéralisée pendant 5 minutes ou jusqu’à ce qu’elle soit claire. La durée précise de la coloration à l’hématoxyline devra être optimisée en fonction du tissu et de l’intensité de coloration nucléaire souhaitée.
  4. Laver dans une solution de définition pendant 30 s pour différencier les taches, puis laver à l’eau pendant 2 min. Laver dans une solution de formation de couleur bleue pendant 30 s, puis laver à l’eau pendant 2 min.
  5. Déshydratez davantage en trempant 15 fois plus d’éthanol à 95 %. Colorer à l’éosine pendant 1 min.
  6. Déshydrater avec 2 min de lavage à l’éthanol (2x), suivi de 2 min de lavage au xylène (2x). Appliquez le support de montage et la lamelle.

Résultats

Après clampage hilaire gauche, la pression partielle d’oxygénation dans le sang artériel (PaO2) attribuée au poumon gauche est de ~100 mmHg, significativement plus faible par rapport aux ~500 mmHg après thoracotomie simulée (Figure 7A, n = 6-7). Il convient de noter que des thoracotomies simulées ont été réalisées chez des souris B6 avec une mesure ABG prise après 4 minutes de clampage hilaire droit, représentant des valeurs attribuées au poumon gauche seul. La coloration H&E du poumon gauche clampé hilaire a montré une infiltration de cellules inflammatoires remplissant les voies respiratoires et un engorgement des vaisseaux sanguins avec des érythrocytes, alors que ces résultats sont absents dans le poumon gauche naïf (Figure 7B, n = 2). Ces résultats démontrent une lésion tissulaire immédiate et une infiltration cellulaire après une période d’ischémie et de reperfusion.

Comme nous l’avons vu à l’étape 6, les neutrophiles intravasculaires et interstitiels peuvent être différenciés par une injection intraveineuse d’anticorps anti-Ly6G marqués par la FITC 5 minutes avant le sacrifice, suivie d’un marquage de tous les neutrophiles avec des anticorps APC-Ly6G18,24. Des graphiques représentatifs montrent que ~75 % des neutrophiles sont intravasculaires (APC-Ly6G+FITC-Ly6G+) et ~25 % sont interstitiels (APC-Ly6G+FITC-Ly6G-) après clampage hilaire du poumon gauche (Figure 7C, n=4). Ces résultats démontrent un moyen fiable d’évaluer l’extravasation des neutrophiles et peuvent être adaptés à d’autres types de cellules en fonction des anticorps utilisés (c’est-à-dire anti-Ly6C pour les monocytes, anti-CD19 pour les lymphocytes B). Cette technique est utile pour l’étude de la dynamique cellulaire après l’IRI.

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Figure 1 : Intubation chez la souris. (A) Souris avec la poitrine gauche et l’abdomen rasés. (B) Sonde endotrachéale reliée à la tubulure du ventilateur. (C) Une fois l’intubation confirmée, collez le tube sur la circonférence du nez de la souris. (D) Souris intubée avec tube d’entrée et de sortie depuis et vers le ventilateur pour petits animaux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Thoracotomie gauche. (A) Incision cutanée sur le 4e espace intercostal (ICS). (B) Couches musculaires divisées sur le 4ème espace intercostal. (C) Faire une petite incision juste au-dessusde la 5 ème côte. (D) Extension de l’incision vers l’avant et vers l’arrière dans la4e ICS. (E) Poumon visualisé dans le 4eICS. (F-G) Écarteurs de côtes placés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Pince hilaire gauche. (A) Poumon gauche mobilisé à l’aide de cotons-tiges. (B) Ligament pulmonaire inférieur (LPI) visualisé. (C) Avec le poumon gauche retourné vers l’avant, une cravate de soie est placée à l’arrière du hile. (D) Avec la gauche retournée vers l’arrière sur la cravate de soie, le hile antérieur est visualisé. (E) Attache d’instrument du nœud coulant sur le hile gauche. (F) Nœud coulant sur le hile. (G) Avec l’occlusion manuelle de l’écoulement, le poumon gauche ne se gonfle pas, ce qui indique que la pince hilaire a réussi. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Relâchement de la pince hilaire gauche et fermeture de la poitrine gauche. (A) Une fois le noeud coulant relâché, le poumon gauche est regonflé. (B) Fermeture des côtes avec une morsure juste au-dessus de la 4e côte et (C) une morsure juste au-dessus de la 6e côte. (D-E) Poitrine fermée par une maille attachée à la fin de l’inspiration. (F) Fermeture de la peau avec points de suture interrompus (après fermeture de la couche musculaire avec point de courant). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Laparotomie, thoracotomie bilatérale à clapet et prélèvement de sang artériel. (A) Souris ajustée en position couchée. (B) Incision cutanée pratiquée sur la ligne médiane de l’abdomen. (C) Laparotomie s’étendant de la xiphoïde au pubis, avec extension à gauche et à droite le long de la côte la plus inférieure. (D-E) Ouverture du diaphragme pour pénétrer dans la cavité thoracique, avec extension de l’incision du diaphragme à gauche et à droite le long de la côte la plus inférieure (ligne pointillée). (F) Thoracotomie bilatérale à clapet avec incisions dans les lignes axillaires antérieures (ligne pointillée) vers l’apex du thorax. (G) Lobe accessoire du poumon droit s’étendant dans le thorax gauche postérieur à la veine cave inférieure. (H) Lobe de l’accessoire mobilisé et renvoyé vers la poitrine droite. (I) Aspiration du sang artériel du ventricule gauche (encadré : différence de couleur entre les ventricules droit et gauche). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-6
Figure 6 : Injection intraveineuse dans la veine cave inférieure. (A) Rotation viscérale médiale droite pour exposer la veine cave inférieure (VCI). (B) Injection de solution dans la VCI. (C) Application d’une pression sur la VCI pour obtenir l’hémostase. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 7 : Résultats représentatifs de l’oxygénation pulmonaire, de l’histologie et de l’extravasation des neutrophiles après clamp hilaire gauche. (A) Pression partielle d’oxygène dans le sang artériel d’une souris C57BL/6 ayant subi une thoracotomie simulée par rapport à la clamp hilaire. Les résultats sont présentés sous forme de ± moyenne SEM, n = 6-7. p calculées par le test U de Mann-Whitney. **P <0,01. (B) Coloration H&E d’une section pulmonaire fixée au formol et incluse dans la paraffine d’une souris C57BL/6 qui a subi une thoracotomie simulée par rapport à une pince hilaire. La barre d’échelle représente 250 μm. (C) Figure représentative de la distribution des neutrophiles Ly6G+ intravasculaires (APC-Ly6G+FITC-Ly6G+) par rapport aux neutrophiles Ly6G+ extravasculaires (APC-Ly6G+FITC-Ly6G-) dans une souris C57BL/6 après clamp hilaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire 1 : Introducteur pour sonde endotrachéale. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Nous décrivons une technique de clamp hilaire qui implique l’application d’un nœud coulant sur le hile gauche qui obstrue l’artère et les veines pulmonaires et les bronches pour induire une ischémie chaude suivie d’une reperfusion. Après le clampage hilaire, le poumon gauche peut être prélevé pour diverses techniques expérimentales telles que l’histologie, la cytométrie en flux, le séquençage en vrac ou sur cellule unique et la réaction en chaîne quantitative par polymérase. De plus, le sang et la rate peuvent être utilisés pour étudier les effets systémiques, tandis que le poumon droit non ischémique peut servir de contrôle interne. Dans ce protocole, nous décrivons également des méthodes détaillées pour obtenir des mesures ABG et/ou déterminer l’extravasation cellulaire.

La technique du clampage hilaire murin est essentielle à l’étude de l’IRI pulmonaire et au domaine plus large de la transplantation pulmonaire. Par exemple, en utilisant ce modèle de clamp hilaire, notre groupe a constaté que les monocytes classiques CCR2+ dérivés de la rate médient l’extravasation des neutrophiles dans le poumon après IRI18. Un autre groupe a montré que les cellules épithéliales alvéolaires de type II produisent CXCL1 (un chimioattractant des neutrophiles) de manière dépendante de la NADPH oxydase-IL-17-TNFα en utilisant un modèle de clamp hilaire19. TLR4 a joué un rôle dans le développement de l’œdème dans un modèle murin de clampage hilaire20.

Bien que la transplantation pulmonaire murine orthotopique soit plus applicable cliniquement et puisse simuler à la fois l’ischémie chaude et froide, elle introduit également un traumatisme chirurgical dû à des anastomoses vasculaires et bronchiques et à des stimuli allogéniques dus à l’incompatibilité donneur-receveur. Ainsi, le principal avantage de la technique de la pince hilaire est sa capacité à isoler les effets de l’IRI pulmonaire de ces autres facteurs. De plus, pour le microchirurgien souris inexpérimenté, la procédure de clamp hilaire est techniquement moins exigeante et peut être maîtrisée plus rapidement par rapport à la transplantation pulmonaire. L’une des limites du modèle de pince hilaire est que l’ischémie à froid est difficile à réaliser. Une ischémie froide in situ a été réalisée chez des porcs avec une perfusion de rinçage antérograde via l’artère pulmonaire gauche25, mais elle est beaucoup plus difficile chez la souris en raison de sa petite taille et de la nécessité de maintenir une normothermie pendant la chirurgie. Néanmoins, l’étude de l’ischémie chaude isolée est importante car elle est généralement plus délétère pour le fonctionnement des organes que l’ischémie froide 4,5,6. De plus, les centres de transplantation adoptent de plus en plus les greffes de poumons DCD, qui s’accompagnent de temps ischémiques chauds beaucoup plus longsque les greffes pulmonaires DBD traditionnelles7. Ainsi, l’étude détaillée des événements lors de l’ischémie chaude et de la période de reperfusion qui s’ensuit est essentielle et peut être réalisée avec ce modèle de pince hilaire.

De nombreuses variantes de la technique de la pince hilaire ont été créées au cours des deux dernières décennies. Il s’agit notamment de l’utilisation d’une pince microvasculaire atraumatique 8,9,10,11,12,13, d’un garrot de Rumel 14,15 et d’une attache avec un nœud coulant autour du hile16. Nous décrivons notre adaptation de la technique du nœud coulant chez la souris. Le principal avantage de cette technique par rapport aux autres techniques de clamp hilaire est qu’elle permet de fermer la poitrine pendant la période d’ischémie, ce qui minimise les pertes de liquide insensible, en particulier dans les protocoles avec des périodes d’ischémie plus longues. Cela ne peut pas être accompli lorsqu’une pince ou un garrot est placé sur le hile.

En ce qui concerne la sélection animale, nous avons choisi de développer ce modèle chez la souris par opposition aux modèles de rats ou de grands animaux, comme le porc. Le raisonnement est double : notre laboratoire possède une vaste expérience dans la microchirurgie de la souris avec la transplantation pulmonaire orthotopique de souris17. Deuxièmement, bien que les souris soient plus petites et plus difficiles à opérer techniquement que les rats, il existe actuellement plus de souches de souris transgéniques disponibles dans le commerce que de souchesde rats 26,27. Les souris se reproduisent également plus rapidement, ce qui permet un développement plus rapide de nouvelles souches, ce qui est particulièrement utile lors de l’étude des mécanismes immunitaires de l’IRI. Pour ces raisons, nous avons choisi de développer cette technique chez la souris.

À notre connaissance, il s’agit du premier article vidéo utilisant la technique de la pince hilaire du poumon gauche chez la souris avec un nœud coulant. Saito et al ont publié un article vidéo démontrant la clamp hilaraire chez le rat à l’aide d’un clamp microvasculaire22. Chez la souris, Liao et al ont publié un modèle IRI pulmonaire avec clampage de l’artère pulmonaire (PA) avec un nœud coulant, mais le poumon reste ventilé dans ce modèle car la bronche est exclue du clamp28. La technique de clampage PA a été utilisée comme modèle pour étudier l’embolie pulmonaire29, l’hypertension pulmonaire et/ou l’insuffisance ventriculaire droite30,31. Étant donné que le domaine d’étude est l’IRI pulmonaire dans la transplantation, nous avons choisi de clamper tout le hile, y compris la bronche, afin de minimiser le barotraumatisme en plus de la lésion ischémique.

A noter, 30 min d’ischémie chaude ont été choisis suivis de 1 h de reperfusion car nous nous intéressons à la dynamique des cellules infiltrantes pulmonaires dans la période très précoce post-IRI. Par exemple, des études ont rapporté une régulation positive des gènes cytoprotecteurs, tels que l’hème oxygénase 1, après seulement 30 minutes d’ischémie suivies de 2 heures de reperfusion13. On pensait auparavant que les neutrophiles étaient le type de cellule centrale infiltrant le poumon après IRI32, mais nous avons montré que les monocytes précèdent les neutrophiles dans leur arrivée dans le poumon18,24. Plus récemment, nous avons constaté que les lymphocytes B précèdent même les monocytes et pénètrent dans les poumons dans l’heure qui suit la reperfusion (données non publiées). Lors de l’adaptation de cette technique, les durées d’ischémie chaude et de reperfusion peuvent être ajustées en fonction de la question et de l’hypothèse de l’étude. Des périodes plus longues d’ischémie chaude sont possibles sans se soucier d’une perte excessive de liquide et de chaleur, car la poitrine peut être fermée pendant cette période.

Plusieurs complications peuvent survenir en périopératoire, le résultat final commun étant le décès périopératoire. Nous avons observé que l’incidence de la mort d’un animal pendant la chirurgie diminue avec les répétitions de la technique par le chirurgien. Nous estimons que les chirurgiens ont besoin d’au moins 2 mois de pratique et/ou d’au moins 20 cas pour atteindre un plateau de compétence. À ce stade, nous estimons que la mortalité peropératoire survient dans environ 1 cas sur 50. La mort chez la souris anesthésiée est souvent annoncée par des respirations agonales qui impliquent des contractions énergiques du diaphragme et de la musculature de la paroi thoracique. Au début de ces respirations agonales, la mort surviendra en 3 à 5 minutes si aucune intervention n’est prise. Plusieurs causes peuvent précipiter la mort peropératoire, dont beaucoup sont reconnaissables et évitables. Nous mettrons en évidence ci-dessous les étapes critiques de cette chirurgie et les techniques de dépannage pour obtenir un résultat réussi.

Intubation
La première étape critique est l’intubation soigneuse et la sécurisation des voies respiratoires pour éviter l’extubation par inadvertance. Lors d’une chirurgie de survie, il est particulièrement important de s’assurer que les cordes vocales ne sont pas endommagées lors de l’intubation initiale, car la souris ne pourra pas respirer après l’extubation. L’avancement de l’ETT au-delà des cordons doit se faire sous visualisation directe au microscope. Si une résistance est rencontrée pendant l’intubation, l’ETT ne doit pas être avancé à l’aveuglette. Tout en gardant l’oropharynx ouvert avec le pince-moustique, il faut veiller à ne pas percer la muqueuse buccale car le sang obscurcira la vue des voies respiratoires. Le nombre de tentatives d’intubation doit être limité à moins de cinq.

Extubation accidentelle
Si, à un moment donné de l’intervention, les poumons ne semblent pas se gonfler correctement, il est possible que l’ETT se soit délogé. Une autre manifestation de l’extubation accidentelle qui passe inaperçue pendant une période prolongée est le développement soudain d’une respiration agonale chez la souris. Après l’intubation initiale, il faut veiller à bien fixer l’ETT sur la circonférence du nez avec du ruban de soie, et l’ajustement du cou et du torse de la souris doit être limité. Si ni le poumon gauche ni le poumon droit ne gonflent, il se peut que l’ETT soit sorti de la trachée. Des tentatives peuvent être faites pour repousser l’ETT, mais la souris peut avoir besoin d’être réintubée rapidement pour éviter la mort prématurée de l’animal. Si un seul poumon se gonfle alors que les deux sont censés le faire, l’ETT peut être trop profond et doit être soigneusement tiré vers l’arrière et remis en place.

Mobilisation pulmonaire
La mobilisation du poumon gauche doit être effectuée à l’aide d’applicateurs à embout de coton avec une légère pression sur le parenchyme pulmonaire, car les blessures par compression peuvent endommager les alvéoles et diminuer la compliance du poumon. Les poumons ne doivent pas être saisis avec des pinces ou des pinces car cela endommagerait le parenchyme pulmonaire.

Application de la pince hilaire
La pince hilaire gauche doit être placée sous visualisation directe, en prenant soin de ne pas poser le nœud trop au centre (pour ne pas attraper l’oreillette gauche) ou trop périphérique (pour ne pas attraper de parenchyme pulmonaire). Attraper l’oreillette gauche avec la pince hilaire précipitera probablement la fibrillation auriculaire et la mort ultérieure. La visualisation du hile peut être améliorée en assurant une rétraction adéquate des côtes pour élargir le champ de vision. Après avoir attaché le nœud coulant, il est utile de s’assurer que la pince est complètement occlusive en effectuant une manœuvre de recrutement - en occlusant manuellement le tube de sortie reliant l’ETT au ventilateur et en s’assurant que le poumon gauche ne se dilate pas avec une pression positive. L’occlusion vasculaire est présumée avec confirmation de l’occlusion bronchique, compte tenu de la collapsibilité accrue de l’artère et des veines pulmonaires par rapport à la bronche cartilagineuse. De plus, la pince hilaire ne doit pas être attachée avec une force excessive car elle écraserait les parties cartilagineuses de la bronche principale gauche et empêcherait l’expansion du poumon gauche après la libération de la pince hilé. Une fois la pince hilaire relâchée, il est important de vérifier que le poumon est toujours capable d’être ventilé en effectuant une autre manœuvre de recrutement.

Fermeture de la poitrine
Lors de la fermeture de la poitrine, les 4ème et 5ème côtes doivent être rapprochées lorsque le poumon est au maximum de son inspiration. Cela réduira au minimum la quantité d’air restant dans la cavité pleurale, ce qui entraînerait un pneumothorax une fois les côtes fermées. Les couches musculaires et la peau doivent être fermées de manière hermétique pour éviter le développement d’un pneumothorax sous tension.

Obtenir des ABG
Enfin, lors de l’obtention d’ABG, il est important de clamper d’abord le hile droit afin que la mesure de l’ABG ne reflète que la fonction pulmonaire gauche22,23. Sans la pince hilaire droite, le poumon droit normalement ventilé compensera largement les dommages causés au poumon gauche ischémique et les mesures de l’ABG sembleront normales.

En résumé, la technique de clampage hilaire que nous décrivons ci-dessus est un outil précieux pour l’étude de la transplantation pulmonaire et, surtout, peut isoler l’étude de l’IRI chaude sans l’introduction d’allogénicité, de traumatisme lié à l’anastomose chirurgicale ou de stockage ischémique à froid. Notamment, cette technique décrite de serrage hilaire est facile à enseigner et largement adoptable et peut conduire à des résultats fiables et reproductibles.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne signalent aucune divulgation pertinente.

Remerciements

Ce travail n’a reçu aucune subvention spécifique d’un organisme de financement des secteurs public, commercial ou à but non lucratif.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Medications
10 % povidone-iode solutionAplicareNDC 52380-0126-2Pour
Buprénorphine 1,3 mg/mLFidelis Animal HealthNDC 86084-100-30Pour le contrôle de la douleur
CarprofèneCronus PharmaNDC 69043-027-18Pour le contrôle de la douleur
Héparine 1000 unités/mLSagentNDC 25021-404-01Pour l’obtention du sang artériel
Isoflurane 1 %-1,5Sigma Aldrich26675-46-7Pour l’anesthésie Chlorhydrate
kétamine 100 mg/mLVedcoNDC 50989-996-06Pour l’anesthésie
Puralube Vet pommade oculaireMedi-Vet.com11897Pour prévenir la dessiccation oculaire
Xylazine 20 mg/mLAkornNDC 59399-110-20Pour le contrôle de la douleur
Tools and Instruments
Argent High Temp Fine Tip Cautery PenMcKesson231Pour coaguler les vaisseaux sanguins
Pince à moustiques incurvéeFine Science Tools13009-12Pour intervention chirurgicale
Pince fine incurvéeOutils de science fine11274-20 procédure
Ciseaux finsOutils de science15040-11Pour l’intervention chirurgicale
Installation de la pince d’intubationOutils de science fine18374-44, 18144-30Pour tenir la souris verticalement par la langue pendant l’intubation. Voir la figure supplémentaire 1A.
Écarteurs de côtes magnétiquesOutils scientifiques fins18200-01, 18200-10Pour la rétraction de la thoracotomie. Le fixateur magnétique et l’écarteur doivent être reliés par un tube en micro latex ci-dessous.
Fibre optique en plastique de qualité optique sans gaine, 500&mu ; mEdmund Optics02-532Pour fabriquer l’introducteur pour le tube endotrachéal. Voir la figure supplémentaire 1B. Une longueur de 1,5 pouce de cette fibre optique doit avoir un morceau de ruban de soie fixé à une extrémité. Il peut ensuite être utilisé comme introducteur pour la sonde endotrachéale. L’extrémité de l’introducteur doit être légèrement incurvée.
Tondeuse Power Pro UltraOster078400-020-001Pour couper
les cheveux CiseauxFine Science Tools14370-22Pour l’intervention chirurgicale
Coussin chauffant pour petits animauxK& H Pet ProductsThermo-Peep Coussin chauffantPour maintenir la normothermie
Ventilateur pour petits animauxHarvard Appareil55-0000Pour la ventilation (TV 0,35 cc, PEEP 1 cm H2O, RR 100-105/min, FiO2 100 %)
Spearit Micro Latex Rubber Tubing (1/8 po de diamètre extérieur, 1/16 po de diamètre intérieur)Amazon.comhttps://www.amazon.com/Rubber-Tubing-CONTINUOUS-Select-Length/dp/B00H4MT7V0?th=1Pour la rétraction de thoracotomie
Profil statistique Prime Critical Care Analyseur de gaz du sangNova Biomedicalhttps://novabiomedical.com/prime-plus-critical-care-blood-gas-analyzer/index.php?gad=1&gclid=Cj0KCQjwmICoBhDx
ARIsABXkXlInZX--R3ezBkc304nS_GVGI9Z2T3Esr33
2aM8WGPiUVhicPQZ
Wj2AaAqhDEALw_wcB  ;   ;		Pour la rétraction de la thoracotomie
Pince droiteFine Science Tools13008-12Pour les interventions chirurgicales
Pinces droites FineScience Tools91113-10Pour les interventions chirurgicales
Microscope chirurgicalWild Heerbruggn’est plus produitPour l’intubation et les interventions chirurgicales ; recommander le remplacement par des microscopes chirurgicaux Leica
Supplies
Seringue ½ ; cc avec aiguille ½ ; pouce 29GMcKesson942665Pour l’injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine
frac12 ; aiguille 31G sur une seringue à tuberculine de 1 ccMcKesson16-SNT1C2705Pour l’aspiration du sang artériel du ventricule gauche
Cathéter IV 1 pouce 20GTerumoSROX2025CAPour tube endotrachéal (ETT)
Soie de 1 pouce bandeDurapore3M ID 7100057168Pour coller ETT sur le nez et pour sécuriser les membres
Seringue 3/10 cc avec aiguille 5/16 pouce 31GMcKesson102-SN310C31516PPour l’injection d’anticorps dans la veine cave inférieure
Suture monofilament 6-0 sur une aiguille P-10McKessonS697GXPour la fermeture de la thoracotomie, de la couche musculaire et de la peau
Cravate en soie 6-0Surgical Specialties LookSP102Pour faire un noeud coulant pour pince hilaire
Applicateurs pointus en cotonSolon56225Pour manipuler le poumon et pour la dissection contondante
désinfectant  %de Pour chirurgie fine &

Références

  1. Bharat, A., et al. Immunological link between primary graft dysfunction and chronic lung allograft rejection. Ann Thorac Surg. 86 (1), 189-195 (2008).
  2. Daud, S. A. Impact of immediate primary lung allograft dysfunction on bronchiolitis obliterans syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 175 (5), 507-513 (2007).
  3. Halazun, K. J., Al-Mukhtar, A., Aldouri, A., Willis, S., Ahmad, N. Warm ischemia in transplantation: search for a consensus definition. Transplant Proc. 39 (5), 1329-1331 (2007).
  4. Warnecke, G., et al. Warm or cold ischemia in animal models of lung ischemia-reperfusion injury: is there a difference . Thorac Cardiovasc Surg. 52 (3), 174-179 (2004).
  5. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  6. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
  7. Santos, P., Teixeira, P. J. Z., Moraes Neto, D. M., Cypel, M. Donation after circulatory death and lung transplantation. J Bras Pneumol. 48 (2), e20210369(2022).
  8. Moskowitzova, K., et al. Mitochondrial transplantation enhances murine lung viability and recovery after ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (1), L78-L88 (2020).
  9. Nakata, K., et al. Functional blockage of S100A8/A9 ameliorates ischemia-reperfusion injury in the lung. Bioengineering (Basel). 9 (11), 673(2022).
  10. Nakata, K., et al. Protective effects of anti-HMGB1 monoclonal antibody on lung ischemia reperfusion injury in mice. Biochem Biophys Res Commun. 573, 164-170 (2021).
  11. Wang, Q., Li, Y., Wu, C., Wang, T., Wu, M. Aquaporin-1 inhibition exacerbates ischemia-reperfusion-induced lung injury in mouse. Am J Med Sci. 365 (1), 84-92 (2023).
  12. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: tricks of the trade. J Surg Res. 194 (2), 659-666 (2015).
  13. Zhang, X., et al. Mitogen-activated protein kinases regulate HO-1 gene transcription after ischemia-reperfusion lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 283 (4), L815-L829 (2002).
  14. Sharma, A. K., et al. Adenosine A2A receptor activation on CD4+ T lymphocytes and neutrophils attenuates lung ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 139 (2), 474-482 (2010).
  15. Yang, Z., Sharma, A. K., Linden, J., Kron, I. L., Laubach, V. E. CD4+ T lymphocytes mediate acute pulmonary ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 137 (3), discussion 702 695-702 (2009).
  16. Sayah, D. M., et al. Neutrophil extracellular traps are pathogenic in primary graft dysfunction after lung transplantation. Am J Respir Crit Care Med. 191 (4), 455-463 (2015).
  17. Okazaki, M., et al. A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation. Am J Transplant. 6 (7), 1672-1679 (2007).
  18. Hsiao, H. M. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. J Clin Invest. 128 (7), 2833-2847 (2018).
  19. Sharma, A. K., Mulloy, D. P., Le, L. T., Laubach, V. E. NADPH oxidase mediates synergistic effects of IL-17 and TNF-alpha on CXCL1 expression by epithelial cells after lung ischemia-reperfusion. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 306 (1), L69-L79 (2014).
  20. Zanotti, G., et al. Novel critical role of Toll-like receptor 4 in lung ischemia-reperfusion injury and edema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (297), L52-L63 (2009).
  21. National Research Council. Guide for the care and use of laboratory animals. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  22. Saito, M., et al. Pirfenidone alleviates lung ischemia-reperfusion injury in a rat model. J Thorac Cardiovasc Surg. 158 (1), 289-296 (2019).
  23. Tanaka, S., et al. Protective effects of Imatinib on ischemia/reperfusion injury in rat lung. Ann Thorac Surg. 102 (5), 1717-1724 (2016).
  24. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  25. Koletsis, E., et al. In situ cooling in a lung hilar clamping model of ischemia-reperfusion injury. Exp Biol Med (Maywood). 231 (8), 1410-1420 (2006).
  26. Hermsen, R., et al. Genomic landscape of rat strain and substrain variation. BMC Genomics. 16 (1), 357(2015).
  27. Beck, J. A., et al. Genealogies of mouse inbred strains. Nat Genet. 24 (1), 23-25 (2000).
  28. Liao, W. I., et al. A mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery. J Vis Exp. (187), 64383(2022).
  29. Murata, T., Nakazawa, H., Mori, I., Ohta, Y., Yamabayashi, H. Reperfusion after a two-hour period of pulmonary artery occlusion causes pulmonary necrosis. Am Rev Respir Dis. 146 (4), 1048-1053 (1992).
  30. Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), 62694(2021).
  31. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), 59431(2019).
  32. Welbourn, C. R., et al. Pathophysiology of ischaemia reperfusion injury: central role of the neutrophil. Br J Surg. 78 (6), 651-655 (1991).

Réimpressions et autorisations

Erratum


Formal Correction: Erratum: Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury
Posted by JoVE Editors on 7/09/2024. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/66232

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