Ce protocole décrit une voie semi-automatisée pour améliorer l’efficacité et la capacité de traitement et de cryoconservation du sperme d’espèces coralliennes menacées, dans le but de garantir la diversité génétique et de soutenir les efforts de restauration des récifs.
Article de méthode
Un flux de travail semi-automatisé pour la cryoconservation des spermatozoïdes de corail pour soutenir les biobanques et l’aquaculture
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les récifs coralliens sont confrontés à une crise alors que la fréquence des épisodes de blanchissement causés par le réchauffement des océans augmente, entraînant la mort des coraux sur les récifs du monde entier. La perte subséquente de diversité génétique et de biodiversité peut diminuer la capacité des coraux à s’adapter au changement climatique, de sorte que les efforts visant à préserver la diversité existante sont essentiels pour maximiser les ressources disponibles pour la restauration des récifs aujourd’hui et à l’avenir. L’approche la plus efficace pour sécuriser la génétique à long terme est la cryoconservation et la biobanque, qui permettent le stockage congelé d’échantillons vivants à des températures cryogéniques dans de l’azote liquide indéfiniment. La cryoconservation du sperme des coraux est possible depuis 2012, mais la nature saisonnière de la reproduction des coraux signifie que les activités de biobanque sont limitées à quelques nuits par an lorsque le frai a lieu. Il est donc essentiel d’améliorer l’efficacité des flux de travail de traitement et de cryoconservation du sperme corallien pour maximiser ces possibilités limitées de biobanques. À cette fin, nous avons entrepris d’optimiser les voies de traitement de cryoconservation des spermatozoïdes de corail en nous appuyant sur les technologies existantes et en créant une approche semi-automatisée pour rationaliser l’évaluation, la manipulation et la cryoconservation des spermatozoïdes de corail. Le processus, qui combine l’analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes, des cryoflacons à code-barres et une série de feuilles de données automatiques liées pour une édition simultanée par plusieurs utilisateurs, améliore l’efficacité du traitement des échantillons et de la gestion des métadonnées sur le terrain. Grâce à l’intégration avec des programmes de recherche transversaux tels que le Reef Restoration and Adaptation Program en Australie, la cryoconservation peut jouer un rôle crucial dans les programmes de restauration des récifs à grande échelle en facilitant la gestion génétique des populations aquacoles, en soutenant la recherche visant à améliorer la tolérance thermique et en prévenant l’extinction des espèces coralliennes. Les procédures décrites seront utilisées par les praticiens de la cryoconservation des coraux et des biobanques sur les récifs du monde entier et serviront de modèle pour la transition des technologies de cryoconservation des laboratoires de recherche aux applications à grande échelle.
Introduction
Les récifs coralliens du monde entier connaissent une perte d’espèces coralliennes, de populations et de diversité génétique en raison du réchauffement et de l’acidification des océans causés par le changement climatique, ce qui diminue la viabilité de ces habitats essentiels et a un impact sur les espèces qu’ils abritent 1,2. L’approche la plus efficace pour sécuriser la génétique à long terme est la cryoconservation et la biobanque, qui permettent le stockage congelé d’échantillons vivants à des températures cryogéniques dans de l’azote liquideindéfiniment 3. Le développement en 2012 de méthodes de cryoconservation des spermatozoïdes de corail4 a permis pour la première fois la biobanque de génétique de ces espèces et a conduit au développement de la première biobanque de génétique corallien en 20125. Depuis lors, ce protocole de cryoconservation a été affiné6 et utilisé pour sécuriser la génétique de plus de 50 espèces de coraux dans le monde, dont 30 espèces provenant de la Grande Barrière de corail en Australie7. Le sperme de corail cryoconservé peut générer des coraux sains qui se développent normalement et ont été utilisés pour faciliter les expériences de flux de gènes assistées en Australie8 et dans les Caraïbes9. Alors que des technologies sont actuellement en cours de développement pour permettre la cryoconservation de types de tissus complexes tels que les larves10 et les tissus coralliens adultes11,12, la cryoconservation des spermatozoïdes de corail est actuellement l’outil le plus établi disponible pour la biobanque de routine de la génétique corallienne.
À mesure que les impacts sur les populations de coraux ont augmenté, plusieurs pays ont lancé des programmes à grande échelle pour soutenir la restauration et l’adaptation des récifs (par exemple, le Reef Restoration and Adaptation Program [RRAP] en Australie13) ou pour sécuriser les populations de coraux en péril restantes (par exemple, Florida Coral Rescue aux États-Unis14). Dans le contexte de ces programmes, la cryoconservation peut être considérée comme une technologie habilitante, soutenant la recherche et la production de coraux à grande échelle, en plus de préserver la diversité génétique existante et de prévenir les extinctions. La cryoconservation des spermatozoïdes peut permettre un meilleur contrôle de la reproduction entre des populations physiquement ou temporellement séparées et peut permettre la gestion génétique des géniteurs pour sélectionner des caractéristiques souhaitables telles que la tolérance thermique ou la résistance aux maladies8. À ce jour, la biobanque de sperme de corail a été entreprise à une échelle relativement petite pour soutenir la gestion de la biodiversité7, de sorte qu’un certain niveau de mise à l’échelle sera nécessaire si l’on veut que cette biobanque atteigne son potentiel dans le cadre de ces programmes plus vastes de restauration des récifs. Comme pour tous les efforts de restauration des récifs basés sur la reproduction des coraux, le principal obstacle à l’augmentation des efforts de biobanque est la période limitée pendant laquelle les gamètes coralliens sont disponibles, car la ponte de la plupart des espèces de construction de récifs coïncide avec la pleine lune à la fin du printemps et au début de l’été15, ce qui signifie que les gamètes ne sont disponibles pour la cryoconservation et la biobanque que quelques nuits par an. De plus, dans les régions où la ponte de masse se produit, par exemple la Grande Barrière de corail, plusieurs espèces apparaissent généralement simultanément ou à quelques heures d’intervalle la même nuit15. Des améliorations à la voie de cryoconservation des spermatozoïdes sont donc nécessaires pour augmenter l’échelle et l’efficacité du traitement afin de maximiser la capacité des biobanques pendant ces brèves fenêtres de ponte annuelles, tout en assurant l’intégrité des échantillons et des métadonnées associées.
La cryoconservation et la biobanque de spermatozoïdes de corail impliquent plusieurs étapes clés, de la collecte des gamètes lors de la ponte à l’accession des échantillons dans la biobanque et la base de données (Figure 1). Le processus commence par la séparation des spermatozoïdes des ovules (chez les espèces hermaphrodites) ou la collecte des spermatozoïdes dans la colonne d’eau (chez les espèces gonochriques), suivie de l’évaluation de la motilité et de la concentration des spermatozoïdes. Les spermatozoïdes sont ensuite associés à un cryoprotecteur (concentration finale de 10 % v/v, diméthylsulfoxyde de méthyle, DMSO) dans de l’eau de mer filtrée (FSW) et refroidis à -20 °C/min dans un dispositif de refroidissement conçu sur mesure4. Les premières itérations de ce processus reposaient sur l’évaluation visuelle de la motilité et de la concentration des spermatozoïdes au moyen d’une microscopie à contraste de phase et d’un comptage par hémocytomètre, l’impression et l’étiquetage des tubes pendant le traitement des échantillons pour la cryoconservation, le pipetage manuel des échantillons de sperme dans des cryoflacons et le refroidissement sur un rackflottant 16 spécialement conçu. L’application de l’analyse de sperme assistée par ordinateur (CASA)17 et le développement d’un dispositif de refroidissement imprimé en3D6 ont amélioré l’efficacité et la fiabilité de la cryoconservation des spermatozoïdes de corail, mais la voie de traitement des échantillons de sperme est restée en grande partie la même depuis sa création. Bien que cette approche convienne au traitement d’échantillons provenant d’un nombre modéré de colonies et d’espèces lors d’une nuit de frai, pour de grands volumes et un grand nombre de colonies (p. ex. échantillons individuels provenant de >10 colonies à la fois), il existe des goulots d’étranglement dans la voie de cryoconservation qui empêchent le traitement des échantillons en temps opportun (c.-à-d. dans les 2 heures suivant la libération des spermatozoïdes) sans dégradation du potentiel de fertilité des échantillons. Bien qu’il existe des systèmes de traitement des fluides à grande échelle pour les cryoflacons (par exemple, Thomas et al.18), ils sont généralement conçus pour le traitement de grands lots (c’est-à-dire plusieurs racks de cryoflacons) et ne conviennent pas au transport et à l’utilisation sur le terrain, de sorte qu’ils ne sont pas rentables pour cette application. Par conséquent, la présente étude visait à améliorer l’efficacité de la cryoconservation des spermatozoïdes de corail en introduisant des équipements et des méthodes d’automatisation portables et peu coûteux à des étapes clés du processus de traitement afin de maximiser le nombre d’échantillons qui pourraient être efficacement cryoconservés lors d’une nuit de frai.
Protocole
Les méthodes décrites dans le présent document peuvent être utilisées pour traiter et cryoconserver les spermatozoïdes d’espèces de coraux hermaphrodites et gonochriques. Une introduction générale et une introduction sur le frai des coraux et la collecte de gamètes pour la cryoconservation des spermatozoïdes pour les deux modes de reproduction peuvent être trouvées sur le cours de formation à la cryoconservation des coraux19 du Smithsonian’s National Zoo & Conservation Biology Institute. Les méthodes décrites ont été principalement développées à l’aide de gamètes provenant de colonies d’Acropora millepora prélevées dans le groupe de l’île Keppel dans la région de la mer de Woppaburra et dans le récif de Davies dans la région de la mer de Bindal, dans la Grande Barrière de corail en Australie. La collecte et l’utilisation de coraux et de gamètes ont été effectuées avec le consentement libre, préalable et éclairé des gardiens traditionnels des pays maritimes concernés. Les réactifs et l’équipement utilisés pour cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.
1. Pré-ponte - vérifications du système et préparation de la solution d’activation des spermatozoïdes et du cryodiluant
- Vérifiez que le lecteur de codes-barres est chargé, actif et configuré pour saisir les données de la feuille de calcul en tant que saisie de cellule horizontale. Consultez le manuel d’utilisation du lecteur de codes-barres pour personnaliser ce paramètre.
- Préparez des solutions mères concentrées d’activation de spermatozoïdes de corail pour CASA.
REMARQUE : Des gants jetables doivent être portés lors de la manipulation de produits chimiques pour la préparation de la solution d’activation.- Préparez une solution mère d’albumine sérique bovine (BSA) à 30 % (5 ml) en dissolvant 1,5 g de BSA dans 4 ml d’eau stérile purifiée de culture tissulaire à l’aide d’un chauffe-tube réglé à 37 °C ou en tenant le tube dans les mains en coupe, en agitant doucement périodiquement (ne pas agiter le flacon).
- Une fois en solution, porter jusqu’au volume final (5 ml) avec de l’eau de culture tissulaire, étiqueter le tube avec la date et marquer « 30 % BSA in H2O ».
- Conserver au réfrigérateur (4 °C) jusqu’à 2 semaines.
- Préparez une solution mère de 60 mM de caféine (25 mL) en dissolvant 0,2913 g de caféine dans 24 mL d’eau de mer filtrée (FSW).
- Une fois en solution, porter jusqu’au volume final (25 mL) à l’aide du FSW, étiqueter le tube avec la date et marquer « 60 mM de caféine dans le FSW ».
- Conserver au réfrigérateur jusqu’à 1 mois.
REMARQUE : La solubilité maximale de la caféine dans le FSW est d’environ 71 mM.
- Préparez une solution de travail d’activation des spermatozoïdes pour les échantillons de sperme à ~109 spermatozoïdes/mL (0,9% BSA + 12 mM de caféine dans le FSW).
- Pour une solution de travail de 10 ml, combinez 2,0 ml de solution mère de caféine 60 mL + 0,3 mL de solution mère BSA à 30 % + 7,7 mL de FSW.
- Étiquetez le tube avec la date et « solution de travail d’activation des spermatozoïdes - 0,9% BSA + 12 mM de caféine ».
- Préparer chaque jour d’utilisation, conserver à température ambiante (19-30 °C) et jeter la solution inutilisée à la fin de la journée.
- Préparer des solutions cryoprotectrices (cryodiluants). Assurez-vous de porter des gants jetables lors de la manipulation du cryoprotecteur DMSO.
REMARQUE : Le FSW est préparé avec des concentrations variables de cryoprotecteur en fonction de la concentration initiale de spermatozoïdes dans un échantillon et de la concentration finale souhaitée de spermatozoïdes d’aliquotes cryoconservées. Lors de la préparation du cryodiluant, s’assurer que le FSW est aliquote dans le tube de 50 mL avant l’ajout de DMSO.- Prélever l’eau de mer brute du système de réservoir dans lequel les coraux sont conservés avant le frai (salinité de ~35 ppt).
- Filtrez l’eau de mer brute à l’aide d’un système de filtration par bouchon de bouteille relié à une pompe à vide avec un filtre à membrane apyrogène de 0,2 μm.
- Pour une concentration de spermatozoïdes ≥2 × 109 spermatozoïdes/mL, préparer 20 % de DMSO dans du FSW en combinant 10 mL de DMSO + 40 mL de FSW dans un tube de 50 mL.
- Pour une concentration de spermatozoïdes <2 × 109 spermatozoïdes/mL, préparer 30 % de DMSO dans du FSW en combinant 15 mL de DMSO + 35 mL de FSW dans un tube de 50 mL.
- Étiquetez le tube avec la date et la concentration de DMSO, c’est-à-dire 30 % de DMSO ou 20 % de DMSO.
- Préparer chaque jour d’utilisation, conserver à température ambiante (19-30 °C) et jeter la solution inutilisée à la fin de chaque journée.
REMARQUE : Le mélange de DMSO et de FSW crée une réaction exothermique, et le cryodiluant doit être préparé bien avant l’utilisation pour permettre le refroidissement à température ambiante. Le FSW peut être stocké à 4 °C pour la préparation du cryodiluant afin de contrebalancer cette génération de chaleur.
- Préparez l’enregistreur de données de thermocouple.
- Pour mesurer la vitesse de refroidissement approximative de chaque cycle de cryoconservation, placez un flacon cryogénique contenant 10 % de DMSO en FSW avec une sonde thermocouple insérée à travers le couvercle dans une fente d’échantillon du support de cryoconservation à côté des échantillons de sperme.
- Pour fabriquer un flacon de thermocouple, percez ou faites fondre un petit trou dans le capuchon du cryoflacon à code-barres et insérez un thermocouple de type K ou T à travers l’ouverture. Poussez l’extrémité de la sonde du thermocouple vers le bas à un niveau tel qu’elle se trouve au milieu de l’échantillon lorsque le flacon est rempli, en maintenant l’extrémité de la sonde centrée dans le flacon pour éviter tout contact avec la paroi intérieure du flacon. Fermez le capuchon et maintenez la sonde du thermocouple en place avec de la colle chaude.
- À l’aide de gants jetables, remplissez le flacon cryogénique à code-barres avec un volume de 10 % de DMSO en FSW égal au volume de l’échantillon de sperme à cryoconserver.
- Préparez du DMSO frais à 10 % dans du FSW et remplissez quotidiennement les flacons de thermocouple.
2. Préparation et évaluation du sperme
- Pour les espèces hermaphrodites (p. ex. les espèces Acropora ), prélever les faisceaux de gamètes à la surface de l’eau à l’aide d’une pipette de transfert de 3 mL et les placer dans un tube de 50 mL étiqueté à raison de 5 mL de faisceaux de gamètes sur 5 mL d’eau de mer (volume total de 10 mL).
- Pour les espèces gonochoriques, prélever les spermatozoïdes près de la bouche du polype à l’aide d’une pipette de transfert de 3 mL et placer l’échantillon dans un tube de 50 mL marqué, puis passer directement à l’étape 2.8.
REMARQUE : Il n’est pas nécessaire d’utiliser des gants jetables pour le prélèvement et la manipulation d’échantillons de gamètes, mais on peut les porter si vous le souhaitez. Il faut se laver soigneusement les mains à l’eau douce ou changer de gants entre chaque échantillon de gamètes pour éviter la contamination croisée. - Pour les espèces hermaphrodites, agitez les faisceaux de spermatozoïdes en faisant doucement tourner l’échantillon à la main jusqu’à ce que les faisceaux se soient séparés.
REMARQUE : Certaines espèces de Montipora ont une toxine dans les œufs, il faut donc les laisser se désagréger lentement avec un minimum d’agitation pour éviter d’endommager les spermatozoïdes. - Laissez l’échantillon reposer pendant 2 minutes dans un support tubulaire pour permettre aux œufs de flotter à la surface et aux spermatozoïdes de se déposer (les œufs formeront une couche rose/brune à la surface, et les ovules individuels seront visibles ; voir la figure 1i).
- Pour séparer les spermatozoïdes et éliminer les ovules contaminants, aspirez doucement les spermatozoïdes du fond du tube à l’aide d’une pipette de transfert propre de 3 ml.
- Transférez l’échantillon de sperme dans une passoire cellulaire de 100 μm posée sur un nouveau tube à centrifuger stérile de 50 mL. L’échantillon doit s’écouler facilement à travers le filtre. Tapotez le filtre pour encourager l’écoulement de l’échantillon et, si nécessaire, une pipette de transfert propre peut être utilisée pour prélever tout échantillon résiduel sous le filtre. Retirez le filtre, puis fermez le tube sans serrer pour permettre l’échange d’air.
- Étiquetez l’échantillon de sperme filtré avec l’ID de la colonie et transférez l’échantillon vers le poste de travail d’évaluation du sperme.
- Ouvrez le fichier de la fiche technique automatique de la biobanque de corail (Fichier supplémentaire 1). Dans l’onglet d’évaluation du sperme, saisissez les métadonnées de la colonie de coraux (colonnes A-H).
- Préparez les spermatozoïdes pour l’évaluation CASA.
- Mélangez bien l’échantillon de sperme et prélevez une aliquote de 10 μL dans un tube de microcentrifugation vide de 1,8 mL.
- Ajouter immédiatement 0,390 ml de solution d’activation des spermatozoïdes par goutte à goutte sur 10 à 20 s, en mélangeant doucement les spermatozoïdes dans la solution. Cela donne un rapport de dilution de 1:39 (spermatozoïdes/solution, v/v) (ou facteur de dilution de 40), ce qui fournit une concentration appropriée pour l’évaluation CASA (~50 × 106/mL) si la concentration de spermatozoïdes bruts est de ~2 × 109 spermatozoïdes/mL. Retournez le tube 5 fois et agissez le couvercle du tube avant de l’ouvrir pour déposer la solution au fond du tube.
REMARQUE : La concentration de spermatozoïdes pour CASA doit être comprise entre 8 et 50 × 106/mL pour permettre un suivi précis des spermatozoïdes17. Une solution supplémentaire de travail d’activation des spermatozoïdes peut être ajoutée à l’aliquote de spermatozoïdes bruts pour réduire la concentration si nécessaire. Recalculez le taux de dilution et entrez cette valeur dans la feuille de calcul. Dans les cas où de nombreux échantillons doivent être traités simultanément, les tubes de microcentrifugation de 1,8 ml peuvent être préchargés avec 0,390 ml de solution de travail d’activation des spermatozoïdes avec l’aliquote de 10 μL d’échantillon de sperme ajoutée directement à celui-ci, puis bien mélangés en inversant le tube de 10 × et en agitant le couvercle du tube avant de l’ouvrir.
- Évaluer la motilité des spermatozoïdes et la concentration de l’échantillon activé à l’aide de l’analyse des spermatozoïdes assistée par ordinateur (CASA), comme décrit dans Zuchowicz et coll.17 , en plaçant 4 μL de suspension de spermatozoïdes activés sur une chambre de comptage Makler20 , ou par évaluation visuelle et comptage par hémocytomètre sous microscopie à contraste de phase, comme décrit dans Hagedorn et coll.4.
REMARQUE : La chambre Makler et la lamelle doivent être bien nettoyées avec de l’éthanol à 70%, puis de l’eau distillée, et essuyées avec une lingette de tissu non pelucheuse entre les échantillons. - Entrez le facteur de dilution des spermatozoïdes utilisé pour l’évaluation CASA et entrez les sorties CASA pour la concentration de spermatozoïdes (millions/mL), la motilité totale (%) et la motilité progressive (%) dans la fiche technique automatique.
REMARQUE : Des mesures CASA supplémentaires, notamment la vitesse de trajectoire moyenne (VAP), la vitesse en ligne droite (VSL) et la vitesse curviligne (VCL), peuvent éventuellement être incluses dans la feuille de données automatique ou récupérées ultérieurement à partir de fichiers CASA enregistrés. - Inscrivez la concentration de spermatozoïdes sur le tube d’échantillon de sperme filtré et transférez l’échantillon vers le poste de cryoconservation dans le même ordre que lors de la séparation et du traitement du paquet.
3. Dilution des spermatozoïdes et équilibrage des cryoprotecteurs
- Au poste de cryoconservation, ouvrez le même fichier de biobanque de corail que celui utilisé par le poste de travail d’évaluation du sperme et sélectionnez l’onglet Cryoconservation . Vérifiez l’étiquette du tube d’échantillon de sperme et identifiez l’entrée correspondante en vérifiant l’identifiant de la colonie (colonne C). Si vous n’accédez pas simultanément au même fichier de feuille de données automatique entre les postes de travail, entrez manuellement les données dans l’ID de la colonie (colonne C) et la concentration de spermatozoïdes (colonne F) dans la feuille de données automatique.
- À l’aide d’une pipette sérologique, mesurez le volume de l’échantillon de spermatozoïdes en aspirant l’échantillon dans la pipette et en l’expulsant dans le même tube ; entrez la valeur dans la colonne E.
- Vérifiez la colonne I calculée automatiquement pour la concentration de cryoprotecteur requise et la colonne H pour le volume de cryodiluant à ajouter (tableau 1).
- Démarrez une minuterie pendant 10 minutes et, à l’aide d’une pipette sérologique, commencez immédiatement à ajouter le cryodiluant, goutte à goutte, en mélangeant doucement l’échantillon, en veillant à ce que des gants jetables soient portés pour la manipulation du DMSO.
- Noter le temps d’ajout du cryodiluant dans la colonne P.
| Concentration de spermatozoïdes | Cryodiluant | Taux de dilution (spermatozoïdes :cryodiluant) | Concentration finale de DMSO dans l’échantillon de sperme (%) |
| < 2 × 109/mL | 30 % de DMSO dans le FSW | 2:1 | 10% |
| ≥ 2 × 109/mL | 20 % de DMSO dans le FSW | 1:1 | 10% |
Tableau 1 : Concentration de cryodiluant et taux de dilution pour la cryoconservation des spermatozoïdes de corail, sur la base de l’évaluation de la concentration totale de spermatozoïdes dans l’échantillon à cryoconserver.
4. Cryoconservation des spermatozoïdes
- Lisez la colonne K pour déterminer le nombre de cryoflacons à remplir. Celui-ci est calculé automatiquement à partir du volume total de spermatozoïdes et du volume souhaité par flacon (1 ml dans la plupart des cas). Pendant la période d’incubation de 10 minutes, passez aux étapes 4.2 à 4.6.
- Débouchez les cryoflacons stériles à code-barres et placez-les sur une surface propre/stérile.
- Facultatif : Écrivez le # d’exécution sur chaque flacon cryogénique à l’aide d’un marqueur permanent ; Cela peut faciliter l’identification rapide des échantillons en vue de leur intégration dans la biobanque.
- À l’aide d’une pipette sérologique et d’une pipette aliquote réglée sur le volume d’échantillon souhaité (1 mL), aliquote les échantillons dans des flacons cryogéniques à code-barres non bouchés et des flacons rebouchés.
- Placez un flacon de thermocouple et tous les flacons d’échantillons pleins sur un support cryogénique vide à température ambiante. Assurez-vous que la surface du code-barres est tournée vers l’extérieur sur tous les flacons.
- Si nécessaire, placez des cryoflacons factices supplémentaires contenant 10 % de DMSO dans le FSW dans tous les espaces vides du rack cryogénique pour vous assurer que tous les espaces sont occupés.
- Entrez le numéro de série dans la feuille de données automatique (colonne U) et scannez le numéro de série du rack cryogénique (code QR) dans la colonne V.
- Placez le curseur dans la bonne cellule de la colonne Z et balayez le flacon de thermocouple, suivi de tous les tubes cryoviaux chargés sur le rack (à partir de la colonne AA ). Évitez d’incliner la grille sur le côté pour éviter que l’échantillon ne pénètre dans le filetage du flacon.
- Pendant le balayage, vérifiez que les données sont saisies dans la bonne cellule et que tous les cryoflacons ont été scannés une fois.
- Mettez de côté les racks chargés et scannés pour le reste de la période d’équilibrage du cryoprotecteur et préparez la cuve de refroidissement pour la cryoconservation.
- Remplissez le récipient de refroidissement du rack cryogénique avec de l’azote liquide jusqu’au niveau prédéterminé approprié nécessaire au refroidissement à environ −20 °C/min.
REMARQUE : L’azote ne doit être utilisé que dans des zones bien ventilées car il existe un risque d’asphyxie. Des chaussures fermées, des lunettes de sécurité/écrans faciaux et des gants cryogéniques doivent être portés lors de la manipulation d’azote liquide. Reportez-vous aux lignes directrices de l’établissement pour obtenir des informations spécifiques sur la manipulation et l’utilisation de l’azote liquide. - À la fin de la période d’équilibrage du cryoprotecteur de 10 minutes, connectez la sonde du thermocouple à l’enregistreur de données et commencez l’enregistrement, puis placez doucement le rack cryogénique complet dans le récipient de refroidissement et appliquez le couvercle.
- Inscrivez l’heure de début dans la colonne Q.
- Une fois que le flacon de thermocouple indique -80 °C ou moins sur l’enregistreur de données, trempez les échantillons dans de l’azote liquide en transférant l’insert du rack cryogénique dans un bain d’azote liquide dans un récipient séparé tel qu’une boîte en polystyrène.
- Retirez les cryoflacons du support et transférez-les dans un entrepôt sec pour être transportés vers la biobanque.
Résultats
Les étapes décrites dans ce protocole s’appuient sur les méthodes originales de cryoconservation des spermatozoïdes de corail décrites par Hagedorn et al.4 et les améliorations ultérieures de Zuchowicz et al.6, apportant des améliorations clés pour augmenter l’efficacité du traitement du sperme pour la cryoconservation et la biobanque. L’utilisation de cryoflacons à code-barres et d’un auto-pipeteur d’aliquotage simplifie la procédure d’emballage du sperme en supprimant la nécessité d’imprimer et d’étiqueter à la main les cryoflacons, et réduit la tension liée au pipetage manuel d’un grand nombre d’échantillons. Il est important de noter que ces améliorations réduisent également le temps nécessaire à la préparation des échantillons pour la cryoconservation, d’environ 8-10 minutes à moins de 5 minutes. Associées à l’utilisation de CASA, ces améliorations réduisent le nombre de personnes nécessaires à une biobanque efficace de spermatozoïdes de corail, de 4 à 6 dans les méthodes originales, à seulement deux personnes en utilisant le protocole actuel. De plus, l’utilisation de cryoflacons à code-barres signifie que chaque tube a un identifiant unique, de sorte que chacun peut être suivi dans la base de données avec une plus grande résolution que la méthode précédente à l’aide d’étiquettes imprimées par lot.
Les tests sur le terrain du protocole lors de deux événements de frai au cours de la saison de frai 2022 de la Grande Barrière de corail en Australie ont abouti à la cryoconservation et à la mise en banque de 389 échantillons provenant de 57 colonies de 5 espèces par deux opérateurs (une personne pour CASA, une personne pour la cryoconservation), avec une personne supplémentaire aidant à la séparation des faisceaux et des spermatozoïdes si nécessaire. Lors de la ponte de novembre 2022 à Konomie (North Keppel Island) dans le Queensland, en Australie, 150 échantillons de 24 colonies d’Acropora millepora ont été cryoconservés par deux opérateurs sur une période de 2 h. Le traitement et la cryoconservation efficaces de ce volume d’échantillons provenant d’un si grand nombre de colonies de coraux ont été rendus possibles principalement par l’efficacité acquise en termes de temps de préparation des échantillons et le transfert simplifié des métadonnées entre les postes de travail.
D’autres tests du flux de travail pendant la ponte en décembre 2023 ont déterminé que, pour les spermatozoïdes de corail, la chambre de comptage Makler fournissait des données de motilité et de concentration plus précises par rapport aux lames de chambre à usage unique à lamelle fixe disponibles dans le commerce couramment utilisées avec les systèmes CASA. La chambre de comptage de Makler a été validée pour CASA en utilisant des microbilles de latex disponibles dans le commerce à une concentration connue avec un volume d’échantillon de 4 μL et les paramètres standard CASA17 utilisés pour les spermatozoïdes de corail. Ces analyses ont révélé que les dénombrements étaient cohérents et que la variabilité était faible (44,5 ± 0,7 million/ml) et se situait dans la plage de concentration prévue (46,0 ± 7,0 millions/ml) fournie par le fabricant (figure 2). Une comparaison des données CASA pour Acropora millepora prélevées à l’aide de la chambre de comptage de Makler et des lames de chambre à lamelle fixe a révélé une différence significative dans le nombre de spermatozoïdes entre les deux types de chambre (P = 0,002 ; Figure 2), les lames de la chambre à lamelles fixes enregistrant moins de la moitié de la concentration déterminée à l’aide de la chambre de comptage Makler. Cette tendance a également été observée dans des échantillons de sperme de deux autres espèces de coraux (données non présentées). Les tests effectués en décembre 2023 n’ont pas non plus révélé de différence significative dans les concentrations post-décongélation de spermatozoïdes totaux, mobiles ou progressivement mobiles dans les échantillons cryoconservés à l’aide d’une dilution 1:1 avec 20 % de DMSO ou d’une dilution 1:2 (spermatozoïdes : cryodiluant) avec 30 % de DMSO (figure 3).
Figure 1 : Le flux de travail utilisé pour le traitement semi-automatisé du sperme de corail pour la cryoconservation et des exemples d’équipements mobiles utilisés sur le terrain. (A) Les faisceaux de gamètes coralliens sont collectés à raison de 5 mL de faisceaux sur 5 mL de FSW et brisés pour séparer les ovules et les spermatozoïdes (i). Les métadonnées de la colonie sont saisies dans la feuille de données automatique (ii), et l’échantillon de sperme isolé est évalué à l’aide de l’analyse de sperme assistée par ordinateur (CASA) (iii). Les paramètres de qualité du sperme sont ajoutés à la feuille de données automatique pour calculer l’ajout de 20 % ou de 30 % de DMSO dans le FSW (iv), et l’échantillon dilué est aliquote dans des cryoflacons à code-barres (v). Les flacons cryogéniques sont chargés sur le rack cryogénique et numérisés dans la feuille de données automatique (vi), puis refroidis à une vitesse de −20 °C/min à −80 °C (vii). Les échantillons sont ensuite trempés dans de l’azote liquide et transférés dans des navires secs pour être transportés à la Banque de cryodiversité de Taronga (viii). (B) Exemple des stations CASA (à gauche) et de cryoconservation (à droite) installées sur un site de terrain éloigné dans la salle de classe du Centre d’éducation environnementale Konomie. (C) Exemple de la station de cryoconservation de grande capacité en laboratoire configurée pour faire fonctionner plusieurs racks cryogéniques à l’Australian Institute of Marine Science National Sea Simulator. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Comparaison de deux options différentes de lames de chambre pour la mesure de la concentration de spermatozoïdes de corail. (A) Comparaison des mesures de la concentration totale de spermatozoïdes chez Acropora millepora (n = 3 individus) à l’aide de la chambre de comptage Makler et de lames de chambre de lamelle fixe disponibles dans le commerce. Les colonnes indiquent la moyenne ± SEM. ; les astérisques indiquent une différence significative (P = 0,002). (B) Validation de la chambre de comptage Makler à l’aide de microbilles de latex disponibles dans le commerce à une concentration connue et aux paramètres CASA standard pour les spermatozoïdes de corail. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Concentrations de spermatozoïdes totaux, mobiles ou progressivement mobiles après décongélation dans des échantillons cryoconservés. Comparaisons après décongélation des concentrations de spermatozoïdes totaux, mobiles et progressivement mobiles à l’aide de 20 % ou de 30 % de DMSO dans le FSW pour atteindre la concentration finale de 10 % de DMSO pour la cryoconservation. Les échantillons prélevés chez n = 3 individus ont été divisés en 2 aliquotes chacune, une aliquote étant cryoconservée avec un ajout de 1:1 de 20 % de DMSO et la seconde aliquote diluée à <2 ×10 9/mL à l’aide de FSW pour la cryoconservation avec un ajout de 1:2 (spermatozoïdes : cryodiluant) de 30 % de DMSO. Les colonnes indiquent la moyenne ± SEM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Fichier supplémentaire 1 : Fichier de la fiche technique automatique des biobanques de corail. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
La voie de traitement semi-automatisée décrite dans ce protocole permet le traitement efficace et la cryoconservation du sperme des coraux afin de sécuriser la génétique des espèces menacées et de soutenir les efforts de restauration et d’adaptation des récifs. La motivation pour le développement de ce protocole était l’absence de systèmes existants adaptés aux exigences de débit de la cryoconservation des spermatozoïdes coralliens et de l’utilisation de cryovioles, car les systèmes de traitement à haut débit pour la cryoconservation des spermatozoïdes sont généralement basés sur l’emballage d’échantillons dans des paillettes françaises de 0,25 ml ou 0,5 ml21,22. À titre de comparaison, les cryoflacons sont généralement utilisés soit à petite échelle pour le traitement à faible débit (p. ex., cryoconservation d’échantillons de laboratoire pour la recherche23,24), soit dans des systèmes de traitement à haut débit d’échantillons en vrac à l’aide d’équipement coûteux et non portable (p. ex., traitement de cultures cellulaires pour l’industrie18,25). Nous avons également étudié le potentiel d’utilisation d’un système de débouchage automatique pour rationaliser le retrait et le remplacement des bouchons cryoviaux, mais les systèmes n’étaient disponibles que pour des cryoflacons individuels ou pour des racks cryoviaux entiers, de sorte qu’ils ne fournissaient pas de solution rentable. À l’heure actuelle, plusieurs groupes dans le monde utilisent le protocole de cryoconservation conçu par Hagedorn et al.4 pour sécuriser la diversité génétique des coraux, et il est important que ce travail continue de s’étendre à d’autres récifs dans le monde. Par conséquent, une considération majeure dans l’élaboration du protocole actuel était la nécessité d’utiliser des technologies rentables et accessibles qui pourraient être facilement mises en œuvre par ces autres groupes, et qui ne seraient pas prohibitives pour les nouveaux groupes souhaitant commencer la cryoconservation du sperme de corail.
Un élément clé du protocole décrit est l’amélioration de la gestion des métadonnées d’échantillon via des feuilles de calcul liées dans Microsoft Excel. La saisie des données est généralement simple, mais il convient de noter que la modification des informations dans les feuilles de données automatiques ne doit se faire qu’en supprimant et en saisissant à nouveau des informations, car les fonctions rapides (par exemple, Ctrl + C, Ctrl + V) pour modifier les données affecteront potentiellement les entrées simultanées par d’autres utilisateurs et peuvent causer des problèmes de liaison de données entre les feuilles de calcul. Un élément important des métadonnées est un identificateur unique (à savoir, l’identifiant de la colonie) qui est lié à la colonie donneuse et qui est attaché à l’échantillon à toutes les étapes de la voie de traitement. Il est essentiel que les tubes d’échantillon soient clairement étiquetés avec l’identification de la colonie au moment du prélèvement des paquets, et que cette information soit transcrite avec précision sur tous les nouveaux tubes dans lesquels l’échantillon est transféré pendant la préparation (p. ex., pendant le filtrage pour séparer les ovules et les spermatozoïdes, ou pour l’ajout de cryodiluant). Bien que le protocole permette le transfert automatique des informations sur la qualité des échantillons de l’opérateur CASA au poste de cryoconservation, des problèmes peuvent survenir lorsque la couverture Internet ou Wi-Fi est faible. En cas de retard de transfert de données, il est recommandé que les deux postes de travail travaillent hors ligne et conservent des feuilles de données automatiques distinctes qui peuvent être rapprochées par la suite. Il est donc recommandé que l’opérateur CASA inscrive la concentration de l’échantillon sur le tube d’échantillonnage comme sauvegarde pour s’assurer que ces informations sont à portée de main pour la préparation de la cryoconservation en cas de retard dans le téléchargement des métadonnées entre les ordinateurs.
Le choix de lecteurs de codes-barres et de cryoflacons à code-barres utilisés pour ce protocole peut être varié en fonction du budget et de la disponibilité du produit ; Cependant, certains éléments clés doivent être pris en compte dans leur sélection. Le lecteur de codes-barres doit avoir la capacité de personnaliser les paramètres, en particulier la possibilité de modifier les spécifications de saisie des données et la direction de la saisie des données. Les feuilles de données automatiques utilisées pour ce protocole utilisent la saisie horizontale, mais à certaines occasions (par exemple, l’adhésion à la biobanque ou pour d’autres utilisations en laboratoire) la saisie verticale peut être requise, il est donc important que cette fonctionnalité soit personnalisable. Bien que le protocole puisse être utilisé avec les codes-barres 1D et 2D, il est recommandé que les cryoflacons sélectionnés aient un composant lisible par l’homme (par exemple, les codes-barres 1D comprennent généralement un numéro unique) pour permettre la vérification croisée de l’entrée de l’échantillon pendant la cryoconservation. En plus de la saisie des échantillons, le lecteur de codes-barres peut être utilisé pour automatiser la saisie de certains champs de métadonnées en créant et en imprimant des codes QR pour des informations qui sont répétées sur tous les échantillons (par exemple, les noms d’espèces, les dates et les emplacements des récifs) avant le frai. Ces informations peuvent ensuite être saisies rapidement et facilement dans les fiches techniques automatiques en les scannant avec le lecteur de codes-barres. De plus, en attachant des codes-barres de numéro de série à chaque rack cryogénique et sonde thermocouple, il est également possible de relier chaque cycle de cryoconservation à un ensemble spécifique d’équipements dans la base de données, ce qui est utile pour le contrôle de la qualité et pour identifier les composants qui nécessitent une réparation ou un remplacement.
Les facteurs limitants dans le traitement sont souvent le temps passé à attendre que les paquets se brisent et le temps nécessaire pour filtrer et séparer les spermatozoïdes des ovules avant la CASA et la cryoconservation. Dans la mesure du possible, il est recommandé de traiter les échantillons dans l’ordre dans lequel les paquets se séparent ; Cependant, des gains d’efficacité supplémentaires peuvent être réalisés grâce à la gestion stratégique des commandes de traitement d’échantillons. Par exemple, s’il y a 5 cryoflacons ou moins par colonie en raison de faibles volumes d’échantillons (c’est-à-dire moins de 3 mL de spermatozoïdes par colonie) ou d’une faible concentration de spermatozoïdes nécessitant une dilution 2:1 avec du cryodiluant (c’est-à-dire moins de 2 × 109/mL), il est préférable d’ajouter du cryodiluant à deux échantillons de colonie en même temps afin qu’ils puissent être analysés ensemble sur le même support cryogénique (total # emplacements disponibles = 11), plutôt que de les exécuter séparément avec des mannequins remplissant les espaces vides. De plus, il est possible de faire fonctionner plusieurs racks cryogéniques simultanément (pour des échantillons d’un volume de >6 ml) à condition de veiller à ce que tous les processus puissent être terminés dans le temps d’équilibrage du cryodiluant de 10 minutes, ce qui peut encore augmenter le débit d’échantillons. Cependant, lors de l’exécution de plusieurs racks cryogéniques ou de la combinaison de plusieurs colonies sur un seul rack cryogénique, il faut veiller à ce que les métadonnées de cryoconservation soient attribuées au bon échantillon dans la feuille de données automatique, en particulier si les échantillons sont cryoconservés dans un ordre différent de leur évaluation CASA.
En plus du développement du flux de travail semi-automatisé, la présente description du protocole fournit également deux comparaisons méthodologiques liées à la concentration des spermatozoïdes qui visent à améliorer l’analyse des spermatozoïdes et les résultats de la cryoconservation. En général, le prélèvement de 5 mL de faisceaux de gamètes sur 5 mL d’eau de mer (volume total de 10 mL) entraînera une concentration de spermatozoïdes égale ou supérieure à 2 × 109 cellules/mL, mais il y a des occasions où la concentration de spermatozoïdes peut être plus faible en raison de différences d’espèces ou de la rupture des faisceaux pendant la collecte. L’utilisation d’un cryodiluant DMSO à concentration plus élevée (30 % v/v) réduit la quantité de spermatozoïdes dilués afin de minimiser les variations d’un lot à l’autre de la concentration de spermatozoïdes dans le cryovial. Il est important de noter que l’utilisation de 30 % de DMSO pour atteindre la concentration finale de DMSO n’a pas d’impact sur les paramètres de concentration ou de motilité après dégel, comme le montrent les données représentatives de la figure 3. La deuxième comparaison méthodologique offre une alternative aux lames de chambre à lamelle fixe à usage unique généralement utilisées pour le CASA. Le principal défi lié à l’utilisation de lames disponibles dans le commerce pour l’analyse des spermatozoïdes de corail est qu’elles peuvent avoir un impact sur la précision de l’évaluation de la motilité en raison de l’adhérence des spermatozoïdes au revêtement de la lame. L’utilisation de la solution d’activation permet de résoudre ce problème dans de nombreux échantillons, mais pas tous, de sorte qu’il est toujours recommandé d’effectuer une analyse CASA distincte pour la motilité à l’aide d’une simple lame pour garantir la fiabilité et la cohérence. L’utilisation d’une chambre de comptage Makler permet de surmonter la nécessité d’analyser la concentration et la motilité séparément, et améliore potentiellement la précision des mesures de concentration (Figure 2), il est donc recommandé de l’utiliser avec le protocole actuel. Compte tenu de cette divergence dans les mesures de concentration, une constatation qui a déjà été signalée20, il est important de toujours enregistrer les détails des lames dans la base de données en même temps que les données sur la qualité du sperme et, dans la mesure du possible, d’être cohérent dans le type de lame de chambre utilisé pour minimiser les variations d’un lot à l’autre et aider à assurer des calculs fiables des ratios spermatozoïdes/ovules pour les fécondations.
Le processus semi-automatisé décrit dans le présent document offre une voie normalisée et efficace pour la cryoconservation et la mise en banque de sperme d’espèces coralliennes menacées, tout en préservant la biosécurité et la qualité des échantillons. Le protocole décrit est facilement transférable et relativement peu coûteux à mettre en œuvre dans les programmes du monde entier qui s’efforcent de sécuriser la diversité corallienne existante en utilisant la cryopréservation, ce qui sera essentiel pour prévenir les extinctions et maximiser les ressources disponibles pour les efforts de restauration des récifs maintenant et à l’avenir.
Déclarations de divulgation
Les auteurs signalent qu’il n’y a pas d’intérêts concurrents à déclarer.
Remerciements
Nous remercions les propriétaires traditionnels de Konomie, le peuple Woppaburra, de nous avoir permis de tester le système décrit dans ce document lors de la ponte dans le pays en novembre 2022, ainsi que le Centre d’éducation environnementale de Konomie pour l’utilisation de ses installations. Nous tenons également à souligner le soutien du personnel et des scientifiques de l’Institut australien des sciences de la mer qui ont facilité la collecte et la reproduction des colonies au sein du National Sea Simulator. Ce travail a été entrepris dans le cadre d’une activité du sous-programme de cryopréservation (RRAP-CP-01) du Programme de restauration et d’adaptation des récifs, un partenariat entre le Reef Trust du gouvernement australien et la Fondation de la Grande Barrière de corail, avec le soutien supplémentaire de la Taronga Conservation Society Australia, de la Taronga Conservation Science Initiative et d’autres philanthropes soutenant la Fondation Taronga.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Contrôleur de pipettes Ovation ALI-Q 2 VS - Pipette d’aliquotage | Vistalab | 2100-1005 Manipulation des | fluides &ndash ; mesure du volume de spermatozoïdes, ajout de solution cryoprotectrice, aliquotation d’échantillons dans des flacons cryogéniques Pipettes |
| sérologiques de 5 mL (en vrac) | Thermo Scientific ; | Nunc 170355 | Manipulation des fluides &ndash ; mesure du volume des spermatozoïdes, ajout de solution cryoprotectrice, aliquotation des échantillons dans des flacons cryogéniques |
| Pipettes sérologiques de 10 mL (en vrac) | Thermo Scientific | Nunc ; 170356 | Manipulation des fluides &ndash ; mesure du volume des spermatozoïdes, ajout de solution cryoprotectrice, aliquote des échantillons dans des flacons cryogéniques |
| P2 0.2&ndash ; 2 et micro ; L pipette | Gilson | F144054M | Préparation de solutions d’activation des spermatozoïdes et manipulation d’échantillons de spermatozoïdes pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité |
| P10 1&ndash ; 10 et micro ; L pipette | Gilson | F144055M | Préparation des solutions d’activation des spermatozoïdes et manipulation des échantillons de spermatozoïdes pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité |
| P20 2&ndash ; 20 et micro ; Pipette L | Gilson | ; F144056M | Préparation des solutions d’activation des spermatozoïdes et manipulation des échantillons de sperme pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité |
| P200 20&ndash ; 200 et micro ; Pipette L | Gilson | F144058M | Préparation de solutions d’activation des spermatozoïdes et manipulation d’échantillons de spermatozoïdes pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité |
| P1000 100&ndash ; 1000 et micro ; Pipette L | Gilson | F144059M | Préparation des solutions d’activation des spermatozoïdes et manipulation d’échantillons de sperme pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité |
| à | vide | Millipore | Préparation de l’eau de mer filtrée pour la préparation de la solution |
| Système de filtration réutilisable par le bouchon de la bouteille | Thermo Scientific | DS0320-5045 | Préparation de l’eau de mer filtrée pour la préparation de la solution |
| 0,22 et micro ; Disques filtrants M, esters de cellulose mixtes ; | Merck Millipore | GSWP04700 | Préparation de l’eau de mer filtrée pour la préparation de la solution |
| Eau de mer filtrée | N/A | &ndash ; | Milieu de base pour l’activation des spermatozoïdes et les solutions cryoprotectrices |
| Diméthylsulfoxyde (DMSO) | Sigma-Aldrich | D4540 | Produit chimique cryoprotecteur utilisé à une concentration finale de 10 % v/v dans l’eau de mer filtrée pour la cryoconservation des spermatozoïdes |
| Caféine | Sigma-Aldrich | C0750 | Utilisé pour activer la motilité des spermatozoïdes |
| Fraction de choc thermique BSA | Sigma-Aldrich | A9647 | Utilisé pour minimiser l’adhérence des spermatozoïdes aux lames de puits CASA |
| Tubes de 15 mL - racked | Thermo Scientific | 339651 | Préparation d’une solution d’activation des spermatozoïdes |
| Tubes de 50 mL | Thermo Scientific | 339653 | Pour le prélèvement de faisceaux de gamètes et d’échantillons de sperme filtrés |
| Pipettes de transfert | Thermo Scientific | Samco 202PK | Pour faciliter la collecte de faisceaux de gamètes à la surface de l’eau |
| 100-µ ; Paniers-filtres Fisher | Scientific | 22363549 | Pour exclure les ovules lors de la séparation de l’échantillon de sperme |
| Racks Eppendorf | Interpath 511029 | Dilution et activation des spermatozoïdes pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité | |
| Tube Eppendorf de 1,5 mL Eppendorf | 30120086 | Dilution et activation des spermatozoïdes pour l’évaluation de la concentration et de la mobilité | |
| Lamelles en verre 18x18 mm | Marque | 4700 45 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de la microscopie de phase |
| Lames de verre ordinaire, prénettoyées, 75x25 mm | Corning | 2947 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de la microscopie de phase |
| Hémocytomètre | Hausser Scientific | 1492 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de la microscopie |
| de phase Lames CASA (Leja 20-µ ; m 4 chambre, SC-20-01-04-B) | IMV Technologies | 025107 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de l’analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes (CASA) |
| Chambre de comptage des spermatozoïdes Makler (CASA) | IVFStore | SM-373 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de l’analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes (CASA) |
| Billes de comptage accu-bead® ; | Hamilton-Thorne | 710111 | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de l’analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes (CASA) |
| Système CASA + ordinateur portable | Hamilton Thorne | Ceros II | Évaluation de la concentration et de la motilité des spermatozoïdes à l’aide de l’analyse assistée par ordinateur des spermatozoïdes (CASA) |
| Lunettes de sécurité | génériques | &ndash ; | Équipement de protection individuelle à utiliser lors de la manipulation de DMSO et d’azote liquide |
| Blouse de laboratoire | à manches longues, pleine longueur | ; | Equipement de protection individuelle à utiliser lors de la manipulation de DMSO et d’azote liquide |
| Cryogloves (paire) | Tempshield | Mid-Arm | Equipement de protection individuelle à utiliser lors de la manipulation de DMSO et d’azote liquide |
| Pince moyenne | Générique | &ndash ; | Pour le retrait d’échantillons cryoconservés des racks cryogéniques et la manipulation d’échantillons dans de l’azote liquide |
| Lecteur de codes-barres (compatible 2D) | Zebra | DS2278 | Pour la lecture de codes-barres 1D et 2D sur des cryoflacons pour la gestion d’échantillons CryoStorage |
| de 2,0 mL, filetage externe, pré-bouché, 2D SafeCode (DataMatrix/ECC200), linéaire et lisible par l’homme | Eppendorf | 30079434 | Cryoflacons à code-barres pour la cryoconservation d’échantillons de sperme |
| Rack cryovial Simport | T315 | Rack pour contenir des cryoflacons, avec base verrouillable pour permettre le débouchage et le bouchage d’une seule main | |
| . | Système de cryoconservation conçu sur mesure pour le sperme de corail, utilisant des composants imprimés en 3D et facilement disponibles. La liste des pièces et les instructions de montage sont disponibles dans Zuchwicz et al., 2021 (doi :10.1016/j.cryobiol.2021.04.005) | ||
| Couvercle de support de congélation | Custom | &ndash ; | Système de cryoconservation conçu sur mesure pour le sperme de corail, utilisant des composants imprimés en 3D et facilement disponibles. La liste des pièces et les instructions de montage sont disponibles dans Zuchwicz et al., 2021 (doi :10.1016/j.cryobiol.2021.04.005) |
| Thermos de congélation &ndash ; 1,5 litre 18/8 en acier inoxydable Récipient alimentaire sous vide à double paroi | Isosteel | ; VA-9683 ; | Système de cryoconservation conçu sur mesure pour le sperme de corail, utilisant des composants imprimés en 3D et facilement disponibles. La liste des pièces et les instructions d’assemblage sont disponibles dans Zuchwicz et al., 2021 (doi :10.1016/j.cryobiol.2021.04.005) |
| Minuteries de laboratoire | Générique | &ndash ; | Pour le moment de l’équilibrage du cryoprotecteur avant la cryoconservation |
| Bain d’azote 9L | BelArt | M16807-9104 | Pour la trempe des échantillons pendant la cryoconservation et la conservation des échantillons pendant le tri et la manipulation |
| Enregistreur de données de thermocouple - multicanal | Omega | HH520 | Surveillance de la température pendant la cryoconservation pour déterminer la vitesse de congélation et le point final |
| Sonde de thermocouple &ndash ; Type K | Omega | 5SC-TT-K-30-36 | Surveillance de la température pendant la cryoconservation pour déterminer la vitesse de congélation et le point final |
| Stylos cryogéniques/stylo permanent coloré | Staedtler Lumocolor | 318 | En option pour le marquage des couvercles de cryoflacons afin d’aider à la gestion des échantillons |
| Dry Shipper - chargé | Taylor Wharton | CXR100 ou CX500 | Pour le transfert d’échantillons cryoconservés du terrain/des sites de collecte vers la biobanque pour stockage |
Références
- Eakin, C. M., Sweatman, H. P. A., Brainard, R. E. The 2014-2017 global-scale coral bleaching event: Insights and impacts. Coral Reefs. 38 (4), 539-545 (2019).
- Anthony, K., et al. New interventions are needed to save coral reefs. Nature Ecology & Evolution. 1 (10), 1-3 (2017).
- Wildt, D. E. Genome resource banking for wildlife research, management, and conservation. ILAR journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 41 (4), 228-234 (2000).
- Hagedorn, M., et al. Preserving and using germplasm and dissociated embryonic cells for conserving Caribbean and Pacific coral. PLoS ONE. 7 (3), e33354(2012).
- Hagedorn, M., et al. First frozen repository for the Great Barrier Reef coral created. Cryobiology. 65 (2), 157-158 (2012).
- Zuchowicz, N., Daly, J., Lager, C., Williamson, O., Hagedorn, M. Freezing on the beach: A robust coral sperm cryopreservation design. Cryobiology. 101, 135-139 (2021).
- Hobbs, R. J., et al. A decade of coral biobanking science in Australia - transitioning into applied reef restoration. Frontiers in Marine Science. , 9(2022).
- Daly, J., et al. Cryopreservation can assist gene flow on the Great Barrier Reef. Coral Reefs. 41, 455-462 (2022).
- Hagedorn, M., et al. Assisted gene flow using cryopreserved sperm in critically endangered coral. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (38), e2110559118(2021).
- Daly, J., et al. Successful cryopreservation of coral larvae using vitrification and laser warming. Scientific Reports. 8, 1-10 (2018).
- Daly, J., et al. The first proof of concept demonstration of nanowarming in coral tissue. Advanced Sustainable Systems. , (2023).
- Powell-Palm, M. J., et al. Cryopreservation and revival of Hawaiian stony corals via isochoric vitrification. Nature Communications. 14, 4859(2023).
- Reef Restoration and Adaptation Program. , Available from: https://gbrrestoration.org (2023).
- Florida Coral Rescue. , Available from: https://myfwc.com/research/habitat/coral/disease/rescue (2023).
- Harrison, P. L. Coral reefs: An ecosystem in transition. , Chapter 6 59-85 (2011).
- Hagedorn, M., Carter, V. L. Cryobiology: Principles, species conservation and benefits for coral reefs. Reproduction, Fertility and Development. 28 (8), 1049(2016).
- Zuchowicz, N., et al. Assessing coral sperm motility. Scientific Reports. 11, 61(2021).
- Thomas, D. Evaluation of an automated cryovial dispensing system for cell banking. Genetic Engineering & Biotechnology News. 37 (17), 22-23 (2017).
- Coral cryopreservation training course. , Available from: https://nationalzoo.si.edu/center-for-species-survival/coral-cryopreservation-training-course (2023).
- Bailey, E., et al. Validation of sperm counting methods using limits of agreement. Journal of Andrology. 28 (3), 364-373 (2007).
- Hu, E., Yang, H., Tiersch, T. R. High-throughput cryopreservation of spermatozoa of blue catfish (Ictalurus furcatus): Establishment of an approach for commercial-scale processing. Cryobiology. 62 (1), 74-82 (2011).
- Pickett, B. W., Berndtson, W. E. Preservation of bovine spermatozoa by freezing in straws: A review. Journal of Dairy Science. 57 (11), 1287-1308 (1974).
- Westbrook, C. E., Daly, J., Bowen, B., Hagedorn, M. Cryopreservation of the collector urchin embryo, Tripneustes gratilla. Cryobiology. 15, 104865(2024).
- Maria, A. N., et al. Use of cryotubes for the cryopreservation of Tambaqui fish semen (Colossoma macropomum). Cryobiology. 70 (2), 109-114 (2015).
- Fuchs, Y. F., et al. Next-generation biobanking: Employing a robotic system for automated mononuclear cell isolation. Biopreservation & Biobanking. 21 (1), 106-110 (2023).
Réimpressions et autorisations
