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Article de méthode

Modèle expérimental de péri-implantite induite par ligature chez la souris

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DOI :

10.3791/66316

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17 mai 2024

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1School of Dentistry, Section of Periodontics, University of California, 2School of Dentistry, Department of Periodontology, Federal University of Pelotas

Dans cet article

Résumé

Il s’agit d’un rapport sur un modèle expérimental de péri-implantite induite par la ligature chez la souris. Nous décrivons toutes les étapes chirurgicales, de la prise en charge pré et postopératoire des animaux, des extractions, de la pose d’implants et de la péri-implantite induite par la ligature.

Résumé

Les implants dentaires ont un taux de réussite et de survie élevé. Cependant, les complications telles que la péri-implantite (IP) sont très difficiles à traiter. L’IP se caractérise par une inflammation des tissus autour des implants dentaires avec perte progressive de l’os de soutien. Pour optimiser la longévité des implants dentaires en termes de santé et de fonctionnalité, il est crucial de comprendre la physiopathologie de la péri-implantite. À cet égard, l’utilisation de modèles murins dans la recherche s’est avérée bénéfique pour recréer des circonstances cliniques. Cette étude visait à décrire un modèle expérimental de péri-implantite induite par ligature chez la souris et à déterminer s’il y a une efficacité dans l’induction de cette maladie, compte tenu des changements osseux et tissulaires observés. L’induction expérimentale de la péri-implantite comprend les étapes suivantes : extraction des dents, pose d’implants et PI par ligature. Un échantillon de dix-huit souris mâles C57BL/6J âgées de 3 semaines a été divisé en deux groupes, ligature (N = 9) et témoin sans ligature (N = 9). L’évaluation des facteurs cliniques, radiographiques et histologiques a été effectuée. Le groupe ligature a montré une perte osseuse significativement plus élevée, une augmentation de l’œdème des tissus mous et une migration épithéliale apicale que le groupe sans ligature. Il a été conclu que ce modèle préclinique peut induire avec succès une péri-implantite chez la souris.

Introduction

Les implants dentaires sont de plus en plus répandus comme un choix souhaitable pour remplacer les dents manquantes1. La prévalence des implants dentaires dans la population adulte américaine devrait augmenter jusqu’à 23 % d’ici 20262. Sur la base d’un rapport d’analyse de marché de Grand View Research (2022), la taille du marché mondial des implants dentaires devrait atteindre environ 4,6 milliards de dollars américains en 2022. En outre, il devrait afficher un taux de croissance annuel régulier d’environ 10 % jusqu’en 20303. Malheureusement, l’utilisation d’implants dentaires peut entraîner des complications, telles que la péri-implantite. La péri-implantite a été définie comme une affection induite par un biofilm caractérisée par une inflammation de la muqueuse péri-implantaire et une perte progressive ultérieure de l’os de soutien4.

Une revue systématique a révélé que la prévalence moyenne de la péri-implantite était de 19,53 % (intervalle de confiance [IC] à 95 %, 12,87 à 26,19 %) au niveau du patient et de 12,53 % (IC à 95 % : 11,67 à 13,39 %) au niveau de l’implant5. La péri-implantite représente une santé publique croissante, en raison d’une augmentation des échecs implantaires et, par conséquent, des coûts de traitement importants6.

Comprendre la pathogenèse de la péri-implantite est crucial pour développer une approche systématique visant à prévenir son apparition et sa progression et à maximiser la longévité des implants dentaires en termes d’esthétique et de fonction 7,8. En ce sens, l’utilisation de modèles murins dans la recherche dentaire s’est avérée avantageuse, étant donné que les souris partagent plus de 95 % de leurs gènes avec les humains 9,10, le nombre de bases de données génétiques disponibles en ligne et la capacité de reproduire des scénarios cliniques11. Tous les avantages décrits permettent la dissection des mécanismes génétiques dans différentes maladies12, un hébergement et une prise en charge accessibles, et des anticorps largement disponibles sous forme de panels humains, au-delà de la disponibilité des modifications génétiques (par exemple, knock-out et surexpression) pour l’évaluation des tissus inflammatoires et la cartographie des maladies13. Bien qu’avantageux, il existe peu de publications traitant de la péri-implantite chez la souris. Cela est dû à des défis méthodologiques, entre autres, notamment la difficulté d’obtenir des mini-implants ou de les installer.

Pour développer la péri-implantite chez la souris, de nombreux protocoles ont été décrits, tels que la péri-implantite induite par ligature, la péri-implantite induite par les bactéries14, la péri-implantite induite par le lipopolysaccharide (LPS)15, ou la combinaison LPS + péri-implantite induite par la ligature16. Ici, nous nous concentrerons sur le modèle de ligature car c’est la méthode la plus largement acceptée pour induire la parodontite 17,18,19 et, plus récemment, la péri-implantite 20,21. La ligature placée autour des implants en position sous-muqueuse stimule l’accumulation de plaque et, par conséquent, l’inflammation des tissus. Ainsi, le développement de cette approche est basé sur l’indication d’une technique coût-bénéfice viable pour les investigations précliniques sur les maladies péri-implantaires. Cette étude vise à décrire un modèle expérimental de péri-implantite induite par ligature chez la souris et à déterminer s’il y a une efficacité dans l’induction de cette maladie compte tenu des changements osseux et tissulaires observés.

L’objectif général de cet article est de rapporter le protocole appliqué pour induire une péri-implantite chez la souris par ligature et d’observer son efficacité par évaluation tissulaire et perte osseuse autour des implants.

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Protocole

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Chancellor’s Animal Research Committee de l’Université de Californie à Los Angeles (numéro de protocole ARC 2002-125) et l’Animal Research : Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)22. Pour cette méthode, dix-huit souris mâles C57BL/6J âgées de 3 semaines ont été utilisées et ont subi des extractions dentaires, la pose d’implants et l’induction de la péri-implantite. Toutes les procédures dentaires ont été effectuées sous un grossissement microscopique de 10 × et effectuées par des opérateurs formés et calibrés (Figure 1A).

1. Étapes de pré-extraction

  1. Effectuer l’intervention dans une salle d’opération conforme à toutes les normes de biosécurité et de protection.
  2. Effectuer l’asepsie de toutes les surfaces avec triple friction à l’aide d’une solution d’alcool isopropylique à 70 %.
  3. Anesthésier des souris mâles C57BL/6J âgées de 3 semaines avec 3 % d’isoflurane. Vérifiez l’absence de réponse au retrait de la patte au toucher pour vous assurer d’obtenir une profondeur anesthésique suffisante.
  4. Pour éviter d’interférer avec les procédures dans la bouche, utilisez un cône de nez pour maintenir l’anesthésie à l’isoflurane.
  5. Avoir un opérateur auxiliaire pour stabiliser l’animal et maintenir l’ouverture de la bouche (figure 1B).
  6. Appliquez un lubrifiant ophtalmique pour éviter l’irritation des yeux avant de commencer l’extraction.

figure-protocol-1
Figure 1 : Adaptations opératoires : (A) Grossissement microscopique. (B) Système d’anesthésie par inhalation adapté et stabilisation pour l’ouverture de la bouche. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Extraction dentaire

  1. Pour les extractions dentaires, introduire un explorateur dentaire #5 entre la première et la deuxième molaire pour commencer les procédures d’élévation et de luxation en déplaçant l’instrument dans le sens mésio-distal jusqu’à ce que la dent se déplace dans l’alvéole (Figures 2A).
  2. Ensuite, introduisez l’explorateur dentaire #5 dans le site mésial de la première molaire. Pour ce faire, déplacez l’instrument dans le sens mésio-distal jusqu’à ce que la dent se déplace dans l’alvéole.
  3. Après l’élévation, utilisez la pince à pointe et la pince à suture pour retirer la 1ère molaire.
  4. Ensuite, introduisez l’explorateur dentaire entre la 2e et la 3e molaire pour élever et luxer la 2e molaire (Figure 2B).
  5. Ensuite, utilisez la pince à pointe et/ou la pince à suture pour retirer la dent à l’aide des instruments pour la maintenir et la retirer de la bouche. (Figure 2C).
  6. Après les extractions dentaires, assurez-vous de l’obtention d’une hémostase complète en utilisant un coton stérile (Figure 2D) pendant 1 min (Figure 2E,F).
  7. Immédiatement après l’extraction, fournir à tous les animaux des analgésiques (Carprofène/Rimadyl 5 mg/kg) toutes les 24 h. Administrer le médicament par injection sous-cutanée.
  8. De plus, remplacez les aliments réguliers par une alimentation molle. Administrer l’antibiotique (Amoxil 0,25 mg/mL) par voie orale en incorporant le médicament dans l’eau de boisson. Faites-le pendant quatre semaines après les extractions.

figure-protocol-2
Figure 2 : Séquence d’extraction initiale : (A, B) Région maxillaire avec 1re et 2e molaires et utilisation de l’explorateur dentaire pour l’élévation et la luxation. (C) Utilisation de la pince à pointe et de l’explorateur pour la luxation et l’extraction des dents. (D) Hémostase. (E, F) Aspect alvéolaire après extractions. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Pose d’implants

  1. À l’aide d’une lame 15c, créer une incision mésio-distale à travers le tissu kératinisé dans la zone correspondant aux dents précédemment présentes. Utilisez les molaires maxillaires droites comme référence spatiale (Figure 3A).
  2. Soulevez les lambeaux buccaux et palatins de pleine épaisseur à l’aide d’un explorateur dentaire #5, en assurant une élévation complète du lambeau (Figure 3B).
  3. Effectuez l’ostéotomie à l’aide d’une micro-perceuse à main en carbure de 0,3 mm de diamètre fixée à un étau à goupille (perceuse à main) et activez-la dans le sens des aiguilles d’une montre. Créez des sites d’ostéotomie avec environ 1 mm de profondeur dans les alvéoles d’extraction cicatrisées (Figure 3C).
  4. Placez les implants en forme de vis conçus sur mesure avec une surface usinée lisse (1,0 mm de long et 0,5 mm de diamètre) fabriqués à partir de tiges en titane 6AL4V (figure 3D), une par animal, en autotaraudant dans la région des première et deuxième molaires maxillaires gauches en utilisant un mouvement de vissage dans le sens des aiguilles d’une montre (figure 3E-I).
  5. Immédiatement après la pose de l’implant, administrer des analgésiques (Carprofène/Rimadyl 5mg/kg toutes les 24 h) par injection sous-cutanée.
  6. Laissez les implants guérir pendant quatre semaines, pendant lesquelles administrez des antibiotiques et nourrissez-les comme décrit précédemment.
  7. À la fin de la période de cicatrisation, assurez-vous que la plaie muqueuse est complètement fermée et a un aspect rose clair.

figure-protocol-3
Figure 3 : Séquence de pose de l’implant : (A) Incision à l’aide d’une lame 15c fixée à la poignée. (B) Lamelles pleine épaisseur utilisant l’explorateur dentaire #5. (C) Ostéotomie à l’aide d’une micro-perceuse à main en carbure de 0,3 mm fixée à un étau à épingle. (D) Implant dentaire en titane. (E, F) Support d’implant et porte-implant. (G-I) Pose de l’implant en utilisant un mouvement de vissage dans le sens des aiguilles d’une montre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Induction de la péri-implantite

  1. Placez une ligature de soie (6-0) autour de chaque fixation immédiatement apicale à la tête de l’implant en contournant la surface de l’implant et en la fixant avec un double nœud. Conservez la ligature pendant deux semaines pour permettre le développement de la péri-implantite.
  2. Vérifiez les ligatures tous les deux jours pour vous assurer qu’elles sont toujours présentes. S’il manque, placez une nouvelle ligature.

figure-protocol-4
Figure 4 : Séquence de péri-implantite induite par la ligature. (A-D) Ligature en soie (6.0) placée autour de la tête de l’implant. (E-G) Fermeture du nœud. (H) Coupe de ligature. (I) Comparution finale. Images cliniques obtenues à partir d’animaux vivants sous sédation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Sacrifice

  1. Après la période d’induction de la péri-implantite (deux semaines), sacrifier tous les animaux avec une forte concentration d’isoflurane inhalée, suivie d’une méthode secondaire de luxation cervicale avec une tige enfoncée dans la base du crâne et tirant rapidement les membres postérieurs, provoquant la séparation des vertèbres cervicales du crâne.
  2. Séparez les maxillaires à l’aide d’instruments tranchants, tels que des ciseaux chirurgicaux, qui sépareront toute la mâchoire de l’animal du reste du corps.
  3. Photographier les maxillaires à l’aide d’un microscope optique, les fixer dans du formol à 10 % pendant 24 h, puis les stocker dans de l’éthanol à 70 %.

6. Micro-tomodensitométrie (μCT )

  1. Scanner les maxillaires comme décrit précédemment18,19 à l’aide d’une micro-tomodensitométrie (micro-TDM).
  2. Allumez le scanner et l’ordinateur, puis ouvrez le logiciel de numérisation, cliquez sur le signe de rayonnement et attendez 15 minutes pour le préchauffer.
  3. Ouvrez la porte de l’équipement en cliquant sur l’icône de la porte.
  4. Utilisez une table rotative de taille quart de taille. Placez le maxillaire sur un tube conique de 15 ml. Fixez le tube dans la base de la table rotative. Placez la table rotative dans la vis de l’équipement.
  5. Fermez la porte de l’équipement en cliquant sur l’icône de la porte.
  6. Allumez la source de rayons X.
  7. Cliquez sur l’icône de capture d’image et assurez-vous que l’os est sur le terrain.
  8. Ajustez une résolution de 10 μm de taille de pixel, une énergie de rayons X de 55 KVp et 181 μA, un filtre d’AI 0,5 mm, un pas de rotation de 0,4, une image moyenne de 10. Ces paramètres génèrent une durée d’analyse estimée à 24 minutes.
  9. Commencez l’acquisition.
  10. Pour la reconstruction, ouvrez le logiciel de reconstruction. Utilisez un durcissement de la poutre de 20 %. Utilisez un artefact annulaire de 5 %. Utilisez une plage dynamique de 0 à 0,13. Désélectionnez l’étiquette ON. Cliquez sur Aperçu. Choisissez la vue adéquate pour la région d’intérêt et enregistrez-la au format TIFF.
  11. Orientez les images obtenues à l’aide d’un logiciel de visualisation et d’analyse des données. Rendre l’axe long de la tête d’implant parallèle aux axes sagittal et coronal et perpendiculaire à l’axe axial.
  12. Enregistrez l’image sagittale en tant qu’image unique pour une analyse osseuse linéaire.
  13. Enregistrez l’image transaxiale en tant qu’ensemble de données pour l’analyse volumétrique de l’os.
  14. Effectuez une analyse osseuse linéaire à l’aide du logiciel d’analyse de données. Mesurez les distances en millimètres entre la tête de l’implant et l’os alvéolaire dans les plans sagittal et coronal, y compris les sites mésial, distal, buccal et palatin.
  15. Effectuer une analyse osseuse volumétrique à l’aide d’un logiciel d’analyse de données. Suivez la perte osseuse autour des implants en dessinant la région d’intérêt dans toutes les lames correspondant à la perte osseuse.

7. Analyse statistique

  1. Mesurer la perte osseuse par microtomographie linéaire et volumétrique et normaliser ces valeurs en divisant chaque valeur par la moyenne du groupe témoin. Présenter une moyenne pour tous les groupes, sous forme de moyenne ± d’erreur-type de la moyenne (SEM).
  2. Comparez la signification à l’aide d’une analyse de variance à deux facteurs (ANOVA) suivie d’un test de Tukey avec un intervalle de confiance de 95 %. (Prisme 5). Appliquez les niveaux de signification suivants : p≤0,01**, p≤0,001****.

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Résultats

Pour cette méthode, dix-huit souris mâles C57BL/6J âgées de 3 semaines ont été utilisées et ont subi des extractions dentaires, la pose d’implants et l’induction de la péri-implantite. Il y avait neuf animaux par groupe, ce qui était statistiquement significatif, compte tenu de la perte osseuse linéaire atteignant 80 % de puissance, 15 % d’écart-type (σ) et un intervalle de confiance à 95 % (α = 0,05). Les souris ont été nourries avec un régime alimentaire à volonté pendant l’expérience. Neuf souris ont reçu une...

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Discussion

Ce protocole présente un rapport descriptif sur les procédures chirurgicales pour l’induction de la péri-implantite en utilisant un modèle de ligature chez la souris. Travailler avec des souris présente des avantages, tels que la rentabilité, la disponibilité d’un vaste réseau génétique compte tenu des nombreux antécédents23 entre autres aspects24,25. Au fil des ans, plusieurs études ont utilisé avec succès des souris dans les domaines méd...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le NIH/NIDCR DE031431. Nous tenons à remercier le laboratoire central de pathologie translationnelle de l’UCLA pour son aide dans la préparation des coupes histologiques décalcifiées.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
#5 explorateur dentaireHu-Friedy, Chicago, IL392-0911  ;Luxation dentaire
Lame 15c et scalpel chirurgicalHenry Schein Inc., Melville, NY1126186Incision tissulaire
6-0 ligatures en soieFisher Scientific, Hampton, NHNC9201232Ligature
Amoxicilline 50&mu ; g/mLZoetis, San Diego, CATS/DRUGS/57/2003Suspension buvable
Bacon Soft DietBio Serve® ;, Frenchtown, NJ14-726-701-C57BL
/6J souris mâlesThe Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME, USA000664Âge :
3 semaines CTAn softwareV.1.16 Bruker, Billerica, MA-Analysevolumétrique
Dolphin softwareNavantis, Toronto, CA-Analyseosseuse linéairePorte-implant
& AstuceD. P. Machining Inc., La Verne, CAProduit unique  ;Support d’implant
Supportd’implant D. P. Machining Inc., La Verne, CAProduit unique  ;Capture d’implant
L’isoflurane  ;Vet One, Boise, IDNDC13985-528-60Anesthésie par inhalation
Micro-CT scan 1172SkyScan, Kontich, Belgique-&mu ; Tomodensitométrie
Nrecon SoftwareBruker Corporation, Billerica,MA-Imagesreconstruction
Ø ; 0.3mm - L 2.5mm Micro Drills  ;Sphinx, Hoffman Estates, IL ART. 50699  ;ostéotomie
Ø ; 0.5mm - L 1.0mm Implants en titaneD. P. Machining Inc., La Verne, CAProduitunique-Lubrifiant
ophtalmiqueApexa, Ontario, CANDC13985-600-03Déchirures artificielles
Pin ViseGeneral Tools, Secaucus, NJ90Ostéotomie
Rimadyl 50mg/mlZoetis, San Diego, CA4019449Anti-inflammatoire
Coton stérile pointe Dynarex, Glendale, AZ4304-1Hélistase
Pince à pointeFine Science Tools, Foster City, CA11071-10Extraction dentaire
Pince à attacherFine Science Tools, Foster City, CA18025-10Placement de la ligature

Références

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