Les lésions de constriction chronique du nerf infraorbitaire distal chez la souris induisent des changements dans le comportement spontané (augmentation de l’activité de toilettage du visage) et le comportement nocifensif en réponse à la stimulation tactile (hyperréactivité à la stimulation des cheveux de von Frey) qui sont des signes de douleur continue et d’allodynie et servent de modèle pour la douleur neuropathique du trijumeau.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Lésion de constriction chronique du nerf sous-orbitaire distal (DIoN-CCI) chez la souris pour étudier la douleur neuropathique du trijumeau
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les modèles animaux restent des outils nécessaires pour étudier la douleur neuropathique. Ce manuscrit décrit le modèle de lésion chronique de constriction du nerf infraorbitaire distal (DIoN-CCI) pour étudier la douleur neuropathique du trijumeau chez la souris. Cela comprend les interventions chirurgicales pour effectuer la lésion de constriction chronique et les tests comportementaux postopératoires pour évaluer les changements de comportement spontanés et évoqués qui sont des signes de douleur continue et d’allodynie mécanique. Les méthodes et les lectures comportementales sont similaires au modèle de lésion de constriction chronique du nerf infraorbitaire (IoN-CCI) chez le rat. Cependant, des changements importants sont nécessaires pour l’adaptation du modèle IoN-CCI aux souris. Tout d’abord, l’approche intra-orbitaire est remplacée par une approche plus rostrale avec une incision entre l’œil et le coussinet des moustaches. L’IoN est donc ligaturé distalement à l’extérieur de la cavité orbitale. Deuxièmement, en raison de l’activité locomotrice plus élevée chez les souris, permettre aux rats de se déplacer librement dans de petites cages est remplacé par le placement des souris dans des dispositifs de contention conçus et construits sur mesure. Après la ligature DIoN, les souris présentent des changements de comportement spontané et en réponse à la stimulation capillaire de von Frey qui sont similaires à ceux des rats IoN-CCI, c’est-à-dire une augmentation du toilettage dirigé du visage et une hyperréactivité à la stimulation capillaire de von Frey du territoire IoN.
Introduction
La douleur neuropathique résulte de lésions du système nerveux somatosensoriel, entraînant une transmission anormale des signaux sensoriels au cerveau. Les lésions du nerf somatosensoriel n’entraînent pas toujours une douleur neuropathique, mais la prévalence augmente avec la gravité de la neuropathie clinique 1,2. Les patients souffrant de douleurs neuropathiques éprouvent des symptômes spécifiques tels que des sensations spontanées (brûlures, fourmillements, sensations électriques) et des douleurs anormalement intenses ou prolongées à des stimulations inoffensives ou nocives qui ont tendance à devenir chroniques et résistantes au traitement par des analgésiques conventionnels3. Des progrès significatifs dans le domaine de la recherche sur la douleur neuropathique découlent de la découverte que des ligatures peu contraignantes autour du nerf sciatique chez le rat conduisent à des comportements ressemblant à des conditions de douleur neuropathique humaine4. Les animaux présentent des seuils réduits à la chaleur, au froid et à la stimulation mécanique, et présentent des comportements nocifensifs. Malgré les différences biologiques inhérentes au traitement de la douleur entre les humains et les rongeurs, les modèles animaux sont un outil précieux pour étudier les mécanismes sous-jacents dans le développement de la douleur neuropathique et tester les nouvelles stratégies de traitement proposées.
Les paradigmes de test de la douleur basés sur les réflexes sensoriels ont été largement utilisés dans les modèles de douleur neuropathique, mais la mesure de la douleur persistante ou d’autres perturbations fréquemment accompagnées (trouble du sommeil, dépression, anxiété) n’a pas reçu suffisamment d’attention compte tenu du fait qu’il s’agit de symptômes cliniques courants affectant la qualité de vie 5,6,7,8 . Le comportement de toilettage du visage chez le rat a été documenté comme mesure de la douleur neuropathique spontanée après une lésion de constriction chronique (CCI) du nerf infra-orbitaire (IoN)9,10. De plus, les rats développent également une hyperréactivité à une légère stimulation tactile du territoire IoN, ce qui est révélateur d’une allodynie mécanique.
Par rapport aux souris, en raison de leur taille plus grande, les rats sont mieux adaptés aux blessures chirurgicales. Cependant, les souris offrent une efficacité en termes de coût et d’espace et nécessitent de plus petites quantités de médicament. En outre, l’avènement de la technologie transgénique a encore stimulé l’utilisation des souris11,12. Par conséquent, l’objectif global de cette procédure est d’effectuer une lésion chirurgicale du nerf infra-orbitaire chez la souris, similaire à celle chez le rat, qui induit des changements dans le comportement spontané et évoqué pour l’étude de la douleur neuropathique du trijumeau.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Les animaux sont traités et soignés conformément aux directives pour la recherche sur la douleur chez les animaux conscients de l’Association internationale pour l’étude de la douleur et conformément aux réglementations flamandes et européennes pour la recherche animale et aux directives ARRIVE. Le protocole est approuvé par le Comité d’éthique de l’établissement.
1. Animaux
- Utiliser des souris C57BL/6J mâles et femelles (Janvier, 10 semaines à l’arrivée).
- Hébergez les souris mâles et femelles séparément dans des cages à fond solide standard dans une pièce de colonie avec une humidité de 40 % à 60 % et une température ambiante (RT) de 21 ± 1 °C.
- Fournir de l’eau et de la nourriture à volonté.
- Gardez les souris sous un cycle normal d’obscurité/lumière de 12:12 h (lumières allumées à 08:00).
2. Chirurgie
- Par souris, préparez un morceau de ligature intestinale chromique (6-0) d’environ 6 cm de long et placez-le dans une solution saline stérile pour éviter de le dessécher et de le rendre raide et cassant.
- Anesthésier la souris avec de la kétamine/xylazine (75/15 mg/kg, intrapéritonéale, volume d’injection 10 mL/kg). Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en pinçant la peau entre les orteils. Assurez-vous que la souris ne fléchit pas sa jambe. Si nécessaire, attendez que l’animal soit complètement anesthésié et/ou administrez de la kétamine/xylazine supplémentaire.
REMARQUE : Les analgésiques supplémentaires ne doivent pas être administrés pour éviter les effets analgésiques préventifs qui peuvent interférer avec le développement de la douleur neuropathique du trijumeau. - Rasez doucement les poils buccaux entre le coussinet à moustaches et l’œil pour faire une incision d’environ 4 mm juste rostrale au foramen infra-orbitaire. Veillez à ne pas endommager les moustaches, car cela pourrait affecter les tests comportementaux.
- Fixez la tête de la souris dans un cadre stéréotaxique ou fixez la tête d’une autre manière. Placez la souris sur un tapis chauffant ou veillez à maintenir la température corporelle sinon.
- Appliquez une pommade sur les deux yeux pour éviter le dessèchement. Frottez la zone de la tête rasée avec de l’alcool, puis avec de la bétadine. Placez un champ chirurgical exposant la zone de la tête rasée.
- Utilisez un microscope pour les étapes 2.7 à 2.14.
- Faites une incision cutanée de 4 mm perpendiculaire à la ligne médiane à peu près à mi-chemin entre le bord du moustache et l’œil, juste rostrale au foramen infra-orbitaire et centrée autour de la ligne entre le centre de l’œil et le centre du coussinet de moustaches.
- Exposez l’IoN en séparant brutalement le tissu conjonctif superficiel. Prenez soin de minimiser les dommages musculaires et d’éviter les fibres nerveuses motrices. Assurez-vous que le tronc de l’IoN (1 à 1,5 mm de diamètre) est accessible à environ 3 mm de profondeur entre l’endroit où il sort du crâne et l’endroit où il se ramifie vers le coussinet à moustaches (figure 1).
- À l’aide d’un mouvement de rotation, glissez la tête d’un appareil d’aide à la ligature crochu sous l’IoN en prenant soin de ne pas endommager le nerf.
- Placez la ligature chromique en boyau à travers le trou situé à l’extrémité de l’aide à la ligature et rétractez l’aide à la ligature de sorte que la ligature reste sous l’IoN et que les deux extrémités de la ligature soient plus ou moins équidistantes de l’IoN.
- Faites un « nœud coulant » aux deux extrémités de la ligature et faites glisser le nœud contre l’IoN. Assurez-vous que le nœud coulant permet une action douce afin que le degré de constriction puisse être contrôlé avec précision. Faites glisser le nœud plus loin et resserrez l’IoN. Réduire le diamètre du nerf d’une quantité notable4. Placez un nœud normal sur le nœud fendu pour l’empêcher de glisser.
- Coupez les extrémités de la ligature en laissant environ 1,5 mm d’extrémités libres pour éviter que le nœud ne se défait.
- Effectuez la chirurgie simulée en suivant les étapes 2.2 à 2.8.
- Fermez l’incision cutanée à l’aide de sutures synthétiques résorbables (6-0) et laissez l’animal récupérer sur un coussin chauffant ou sous une lampe chauffante infrarouge.
3. Tests comportementaux
- Acclimatez la souris aux conditions de logement pendant au moins 8 jours avant les tests préopératoires.
- Avant les tests préopératoires, habituez la souris à la procédure de test au moins une fois par jour pendant 3 jours.
- Effectuez les tests dans des conditions d’éclairage normales. Si nécessaire, prévoyez un bruit de fond pour minimiser les nuisances causées par les bruits extérieurs.
- Observation du comportement de toilettage du visage
- Transportez une seule souris du boîtier à la salle d’essai dans une cage en plastique recouverte sans aucun matériau de litière. Évitez les stimulations externes lors du transport des animaux.
- Placez la souris dans une cage en plastique transparente couverte sans litière (L x l x h : 12 cm x 12 cm x 17 cm) devant une caméra vidéo. Placez un miroir pour voir le visage de l’animal lorsque celui-ci tourne le dos à la caméra.
- Enregistrez le comportement de la souris pendant 10 min. Pendant l’enregistrement, assurez-vous que l’expérimentateur n’est pas présent dans la pièce.
- Après avoir enregistré l’animal suivant, nettoyez la cage d’observation.
- Demandez à un observateur aveugle aux conditions expérimentales de la souris d’analyser le comportement enregistré.
- Notez chaque épisode de toilettage du visage tout en analysant l’enregistrement de 10 minutes. Le toilettage du visage est un mouvement dans lequel l’animal met ses pattes avant en contact avec les zones du visage.
- Faites une distinction entre le toilettage isolé du visage et les comportements de toilettage du visage pendant le toilettage du corps9. Si une séquence n’est pas précédée ou suivie d’un toilettage corporel, l’épisode est étiqueté comme un toilettage isolé du visage. Le toilettage corporel est défini comme des schémas de mouvement qui mettent les pattes, la langue ou les incisives en contact avec une zone du corps autre que le visage ou les pattes avant. Si le toilettage du corps est présent avant ou après une séquence de toilettage du visage, l’épisode est étiqueté comme un toilettage du visage pendant le toilettage du corps.
- Déterminez le nombre d’épisodes de toilettage du visage en appliquant un critère de coupure de 4 s. Une période de moins de 4 s entre les actions de toilettage est définie comme une pause au sein d’un seul épisode. Une période de temps supérieure à 4 s est définie comme une interruption complète des actions de toilettage entre deux épisodes.
- Essais de stimulation mécanique
- Transportez les souris par groupes de 6 animaux maximum du logement à la salle d’essai dans une cage couverte avec litière. Encore une fois, veillez à éviter les stimulations externes.
- Placez les souris une à une sur une table.
- Placez la queue de la souris dans une pince en silicone souple et fixez la pince magnétiquement à une plaque métallique sur la table. Le matériau en silicone empêche la queue de glisser de la pince tout en minimisant la pression sur la queue.
- Placez un support en plastique à trois parois (65 mm x 25 mm x 23 mm) sur l’animal de sorte que seule la tête de la souris dépasse du récipient. La taille du support permet des mouvements de la tête et des pattes avant mais empêche l’animal de se retourner à l’intérieur. Enfin, placez un poids sur le support pour le maintenir en place (Figure 2).
- Utilisez une série graduée de quatre cheveux de von Frey. La force nécessaire pour plier les poils est de 0,02 g, 0,16 g, 0,4 g et 1,0 g.
- Habituez les souris à la contention et aux mouvements d’atteinte pendant 10 min. Toutes les 30 s, effectuez un mouvement de reaching par animal.
- Lorsque l’animal est dans un état détendu, appliquez lentement les poils de von Frey les plus légers dans le territoire IoN près du centre des vibrisses jusqu’à ce que les poils de von Frey se plient. Assurez-vous que la stimulation ne dure pas plus de 1 s.
- Évaluez la réponse de l’animal à la stimulation pour l’intégrer dans l’une des catégories de réponse suivantes.
- Donnez une note de 0 lorsqu’il n’y a pas de réponse.
- Donnez un score de 1 pour la détection, c’est-à-dire que la souris tourne la tête vers l’objet stimulant, puis explore l’objet stimulus.
- Donnez un score de 2 pour la réaction de retrait, c’est-à-dire que la souris détourne doucement la tête ou la tire rapidement vers l’arrière lorsque la stimulation est appliquée ; Parfois, une seule lingette faciale ipsilatérale à la zone stimulée se produit.
- Donnez un score de 3 pour l’attaque, c’est-à-dire que la souris attaque l’objet stimulus, en faisant des mouvements de morsure et/ou de saisie.
- Donnez un score de 4 pour le toilettage asymétrique du visage, c’est-à-dire que la souris présente une série ininterrompue d’au moins trois coups de lavage du visage dirigés vers la zone faciale stimulée.
- Pour chaque souris, appliquez les poils de von Frey dans un ordre croissant d’intensité et stimulez au hasard les côtés ipsilatéral et controlatéral. Appliquez chaque intensité de stimulus une fois de chaque côté.
- Calculez le score moyen à partir des réponses aux quatre poils de von Frey chez chaque animal. Calculez des scores séparés pour les côtés ipsilatéral et controlatéral.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Les souris DIoN-CCI montrent une forte augmentation postopératoire du temps consacré au toilettage du visage isolé et du nombre d’épisodes de toilettage du visage isolé (Figure 3). L’augmentation la plus forte se produit au cours de la première semaine postopératoire, puis devient plus faible au cours des semaines suivantes, mais est significativement augmentée pendant au moins 6 semaines. Le toilettage du visage pendant le toilettage du corps n’est plus ou moins affecté.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Chez le rat, il a déjà été soutenu qu’une approche intra-orbitaire de l’IoN est préférable, compte tenu de l’importance d’une musculature fine intacte contrôlant les modèles complexes de fouet dans la discrimination vibrissotactile et de la distance relative de l’incision médiane au territoire nerveux infraorbitaire cutané10. D’autres ont fait valoir qu’une approche distale via une incision dans la peau poilue caudale au coussinet vibrissal présente un certain nom...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Les auteurs n’ont aucune reconnaissance.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Catgut chromique (6-0) | Dynek ; | CG602D | Ligatures |
| Applicateur en coton | Pharmacie | ||
| Caméra vidéo numérique | Sony | HDR-CX330E | |
| Dumont #5 Pince | maçons | 11251-10 | |
| Pince Dumont - Embouts micro-émoussés (#5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | |
| Duratears | Alcon | 0037-820 | pommade ophtalmique |
| Aide à la ligature à crochet | Outils pour les sciences fines | 18062-12 | |
| Ketalar | Pfizer | kétamine (50 mg/mL) | |
| Microscope opératoire | Kaps | SOM 62 | |
| Coton-tige de précision | Qosina | 10225 | |
| Tondeuse de précision | Philips | HP6392/00 | |
| Rompun | Bayer | xylazine (2 %) | |
| Ciseaux à pointes émoussées | Fine Science Tools | 14574-09 | |
| Semmes-Weinstein Von Frey Kit d’esthésiomètre | Stoelting | 58011 | |
| Vicryl Rapide | Ethicon | MPVR489H | sutures |
Références
- Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 32, 1-32 (2009).
- Torrance, N., Smith, B. H., Bennett, M. I., Lee, A. J. The epidemiology of chronic pain of predominantly neuropathic origin. Results from a general population survey. J Pain. 7, 281-289 (2006).
- Jensen, T. S., Gottrup, H., Sindrup, S. H., Bach, F. W. The clinical picture of neuropathic pain. Eur J Pharmacol. 429 (1-3), 1-11 (2001).
- Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
- Backonja, M. M., Stacey, B. Neuropathic pain symptoms relative to overall pain rating. J Pain. 5, 491-497 (2004).
- Basbaum, A. I., et al. Measurrement and New Technologies. Emerging Strategies for the Treatment of Neuropathic Pain. Campbell, J. N. , IASP Press. Seattle, WA. (2006).
- Mogil, J. S., Crager, S. E. What should we be measuring in behavioral studies of chronic pain in animals. Pain. 112, 12-15 (2004).
- Vierck, C. J., et al. Animal Studies of Pain: Lessons for Drug Development. Emerging Strategies for the Treatment of Neuropathic Pain. Campbell, J. N. , IASP Press. Seattle, WA. (2006).
- Deseure, K., Adriaensen, H. Nonevoked facial pain in rats following infraorbital nerve injury a parametric analysis. Physiol Behav. 81 (4), 595-604 (2004).
- Deseure, K., Hans, G. H. Chronic constriction injury of the rat's infraorbital nerve (IoN-CCI) to study trigeminal neuropathic pain. J Vis Exp. (103), e53167(2015).
- Mogil, J. S. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 10 (4), 283-294 (2009).
- Wilson, S. G., Mogil, J. S. Measuring pain in the (knockout) mouse: big challenges in a small mammal. Behav Brain Res. 125 (1-2), 65-73 (2001).
- Ding, W., et al. An improved rodent model of trigeminal neuropathic pain by unilateral chronic constriction injury of distal infraorbital nerve. J Pain. 18 (8), 899-907 (2017).
- Hardt, S., Fischer, C., Vogel, A., Wilken-Schmitz, A., Tegeder, I. Distal infraorbital nerve injury: a model for persistent facial pain in mice. Pain. 160 (6), 1431-1447 (2019).
- Krzyzanowska, A., Avendaño, C. Behavioral testing in rodent models of orofacial neuropathic and inflammatory pain. Brain Behav. 2 (5), 678-697 (2012).
- Martin, Y. B., Malmierca, E., Avendaño, C., Nuñez, A. Neuronal disinhibition in the trigeminal nucleus caudalis in a model of chronic neuropathic pain. Eur J Neurosci. 32 (3), 399-408 (2010).
- Deseure, K., Hans, G. Behavioral study of non evoked orofacial pain following different types of infraorbital nerve injury in rats. Physiol Behav. 138, 292-296 (2015).
- Vuralli, D., Wattiez, A. S., Russo, A. F., Bolay, H. Behavioral and cognitive animal models in headache research. J Headache Pain. 20 (1), 11(2019).
- Krzyzanowska, A., et al. Assessing nociceptive sensitivity in mouse models of inflammatory and neuropathic trigeminal pain. J Neurosci Methods. 201 (1), 46-54 (2011).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
