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Article de méthode

Effets de l’oxygénation par membrane extracorporelle sur le système de coagulation

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DOI :

10.3791/66433

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23 février 2024

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1Department of Cardiopulmonary Bypass, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, State Key Laboratory of Cardiovascular Medicine, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 2Department of Anesthesiology, Beijing Chao-Yang Hospital, Capital Medical University, 3Department of Anesthesiology, Beijing Tongren Hospital, Capital Medical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Nous présentons un protocole pour l’établissement d’un modèle d’oxygénation par membrane extracorporelle (ECMO) éveillée à long terme chez le mouton. Une attention particulière est accordée à la gestion et à l’évaluation du système de coagulation au cours du modèle ECMO.

Résumé

Cette étude visait à étudier les effets de l’oxygénation par membrane extracorporelle éveillée (ECMO) à long terme sur le système de coagulation dans un modèle de mouton. Au total, dix moutons en bonne santé ont été inclus dans l’étude, avec 5 moutons dans chaque groupe. Dans le groupe ECMO VEINO-ARTÉRIEL (V-A ECMO), la canulation a été réalisée dans l’artère carotide droite et la veine jugulaire externe droite. Dans le groupe ECMO VEINO-VEINEUX (V-V ECMO), un cathéter à double lumière a été utilisé pour l’insertion dans la veine jugulaire externe droite. Après avoir commencé l’ECMO, les moutons ont été récupérés de l’anesthésie et sont restés éveillés pendant 7 jours. L’objectif de temps de coagulation activée (ACT) a été fixé à 220-250 s. Dans les deux groupes, l’ACT réel a fluctué autour de 250 s, la dose d’héparine augmentant progressivement, atteignant près de 60 UI/kg/min à la fin des expériences. De plus, les valeurs du temps de thromboplastine partielle activée (APTT) et du temps de thrombine (TT) étaient significativement plus élevées dans le groupe V-A ECMO par rapport au groupe V-V ECMO, malgré l’administration des mêmes doses d’héparine. Bien que les résultats des tests de laboratoire aient fluctué dans une fourchette normale et raisonnable, des foyers d’infarctus dans les reins ont été observés dans les deux groupes à la fin de l’étude.

Introduction

L’oxygénation par membrane extracorporelle (ECMO) est une intervention qui sauve des vies, fournissant un soutien cardiopulmonaire aux patients gravement malades. Elle est classée en deux formes principales : l’ECMO veino-artérielle (ECMO V-A) et l’ECMO veino-veineuse (ECMO V-V)1,2. L’ECMO V-A est utilisée pour les patients souffrant d’insuffisance circulatoire, tandis que l’ECMO V-V est préférée pour ceux souffrant d’insuffisance respiratoire mais sans dysfonctionnement cardiovasculaire sévère3,4.

La thrombose et les saignements sont des complications fréquentes chez les patients ECMO5. Le circuit ECMO expose le sang à des surfaces artificielles, initiant des réponses de coagulation complexes6. Ces processus peuvent entraîner des lésions endothéliales et des troubles de la microcirculation, entraînant un dysfonctionnement ultérieur des organes vitaux 7,8. Par conséquent, une prise en charge efficace de l’anticoagulation systémique est considérée comme cruciale pour les patients ECMO. Malgré cela, il reste un manque de preuves pour guider les stratégies d’anticoagulation dans divers contextes cliniques liés à l’ECMO.

La mise en place d’un modèle animal ECMO stable peut fournir des informations sur l’impact de l’ECMO sur le corps, contribuant ainsi de manière significative à l’optimisation des stratégies de gestion de l’ECMO, à la réduction des complications liées à l’ECMO et à l’amélioration des résultats des patients dans la pratique clinique. Les grands animaux, tels que les moutons et les porcs, sont les principaux choix pour établir des modèles ECMO en raison de leurs paramètres physiologiques ressemblant beaucoup à ceux des humains 9,10. Cependant, les modèles ECMO animaux précédents avaient un temps de maintenance inférieur à 24 h, ce qui rendait difficile l’évaluation complète de l’impact de l’ECMO sur le système de coagulation11. Par conséquent, il est nécessaire d’établir des modèles à long terme d’ECMO de grands animaux pour explorer en profondeur les mécanismes physiopathologiques de l’ECMO. L’utilisation de grands modèles animaux à long terme pour étudier les effets de l’ECMO sur le système de coagulation peut fournir des preuves plus solides pour la pratique clinique.

Cette étude vise à établir un modèle V-A et V-V ECMO éveillé à long terme (7 jours) chez des moutons sains. L’objectif central de l’ensemble de l’établissement et de l’évaluation du modèle est la gestion de l’anticoagulation.

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Protocole

Ce protocole expérimental a reçu l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’hôpital de Fuwai (n° 0101-2-20-HX(X)). Toutes les procédures ont respecté les directives décrites dans le Guide d’utilisation et de soins des animaux de laboratoire des National Institutes of Health. L’expérience s’est déroulée au Laboratoire clé de recherche préclinique et d’évaluation des matériaux d’implants cardiovasculaires de Pékin, Centre d’expérimentation animale de l’hôpital Fuwai (n° d’enregistrement. CNAS LA0009). Des moutons en bonne santé qui répondaient aux normes de quarantaine requises au Centre d’expérimentation animale de l’hôpital de Fuwai ont été utilisés dans l’étude. De plus, cette recherche a suivi les lignes directrices de la recherche animale : rapport des expériences in vivo . Les moutons mâles Small Tail Han d’un poids de 50 à 65 kg et d’un âge de 12 à 24 mois (voir la table des matières) ont été logés dans un environnement spécifique exempt d’agents pathogènes avec un accès libre à la nourriture et à l’eau pendant au moins une semaine avant l’opération. Les moutons ont été répartis au hasard en deux groupes, composés chacun de 5 individus : le groupe ECMO VEINO-ARTÉRIEL (V-A ECMO) et le groupe ECMO VEINEUX (V-V ECMO). La sélection de moutons sains a été justifiée par la nécessité d’évaluer précisément les effets du soutien de l’ECMO sur l’organisme. L’équipement et les réactifs utilisés dans l’étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation des animaux

  1. Avant l’intervention chirurgicale, jeûnez les moutons adultes en bonne santé pendant 48 h et privez-les d’eau pendant 12 h.
  2. Stérilisez les instruments chirurgicaux et les paramètres ECMO avant la chirurgie. Veiller à ce que tous les membres de l’équipe chirurgicale fournissent de l’équipement de protection individuelle, y compris des bonnets chirurgicaux, des masques jetables, des vêtements chirurgicaux propres, des couvre-chaussures, des vêtements d’opération stériles et des gants stériles.
  3. Administrer une injection de propofol (5 mg/kg) par la veine auriculaire. Comme décrit précédemment, fixez le brassard de tensiomètre sur la cuisse et placez des sondes d’électrocardiogramme sur les quatre membres. Connectez le brassard de tensiomètre et les fils ECG au moniteur médical pour l’ECG et la mesure non invasive de la pression artérielle12.
  4. Insérez une sonde endotrachéale à lumière unique dans la trachée et connectez la sonde au ventilateur en mode de contrôle du volume. Réglez les paramètres comme suit : volume courant : 8-10 mL/kg, fréquence respiratoire : 12-20/min, fraction initiale d’oxygène d’inspiration (FiO2) : 60 %.
  5. Administrer une combinaison d’anesthésie intraveineuse (propofol, 8-10 mg/kg/h) et d’anesthésie inhalée (isoflurane 2 %-3 %) pour le maintien de l’anesthésie. Fournir du flurbiprofène intermittent (1-2 mg/kg) par voie intraveineuse pour l’analgésie peropératoire.
  6. Placez les moutons sur la table d’opération et fixez leurs membres avec une ceinture en tissu souple. Procédez à l’isolement de l’artère carotide gauche et de la veine jugulaire et insérez un cathéter veineux central à lumière unique (18 Fr) et un cathéter veineux central à triple lumière (7 Fr), respectivement. Connectez le cathéter 18 G de l’artère carotide gauche au moniteur médical pour la surveillance hémodynamique. Connectez le cathéter veineux central à triple lumière 7 Fr sur la veine jugulaire gauche à la pompe à perfusion et au moniteur médical pour l’administration simultanée de fluides intraveineux, l’injection de médicament et la surveillance de la pression veineuse centrale. Effectuez toutes les connexions à l’aide des robinets d’arrêt à trois voies. Prélever des échantillons de sang veineux ou artériel à l’aide d’un robinet d’arrêt à trois voies.
    REMARQUE : Après l’insertion du cathéter, ligaturez le cathéter et le vaisseau avec des sutures chirurgicales 2-0.
  7. Exposez l’artère jugulaire et la veine droites. Obtenir une anticoagulation systémique avec un bolus d’héparine (120 UI/kg) par la veine jugulaire droite.
    REMARQUE : Le temps de coagulation activé (ACT) cible pour la canulation est supérieur à 250 s.

2. Canulation

  1. Etablissement du circuit V-A ECMO : Insérez un cathéter artériel (18 Fr) à travers l’artère carotide droite jusqu’à une profondeur de 10-15 cm et un cathéter veineux (24 Fr) à travers la veine jugulaire externe droite jusqu’à l’oreillette droite.
  2. Mise en place du circuit V-V ECMO : Exposez la veine jugulaire externe droite et insérez un cathéter à double lumière (23 Fr) à travers la veine jugulaire externe droite.
    REMARQUE : Au cours de cette procédure, maintenez la pression artérielle et la fréquence cardiaque des moutons à ±20 % des valeurs de base. Maintenez la pression partielle de dioxyde de carbone artériel (PaCO2) entre 35 et 40 mmHg. Assurez-vous que la pression partielle de dioxyde de carbone en fin d’eau (EtCO2) reste entre 35 et 45 mmHg. Ajustez la profondeur de l’anesthésie en cas de variations de la pression artérielle et de la fréquence cardiaque chez les moutons. Si cela s’avère inefficace ou en cas d’urgence, envisagez d’utiliser des médicaments vasoactifs. Maintenez le PaCO2 et l’EtCO2 dans les valeurs normales en ajustant les paramètres du ventilateur, en mettant l’accent sur le volume courant et la fréquence respiratoire.
  3. Dans l’ECMO V-V, passez l’extrémité du cathéter dans l’oreillette droite (AR) et positionnez-la dans la veine cave inférieure (IVC). Dirigez l’orifice de sortie du cathéter à double lumière vers la valve tricuspide (confirmez la position avec l’aide d’ultrasons).
    REMARQUE : Après l’insertion du cathéter, ligaturez le cathéter et le vaisseau avec des sutures chirurgicales 2-0. Fermez l’incision cutanée à l’aide de sutures chirurgicales 4-0.

3. Début de l’ECMO

  1. Connectez tous les appareils ECMO en suivant les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux). Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites.
    REMARQUE : Suivez les principes d’asepsie lors de la connexion.
  2. La solution d’amorçage se compose d’une solution saline normale (1000 ml) avec 2000 UI d’héparine. Après avoir infusé manuellement la solution d’amorçage dans le circuit ECMO et vous être assuré qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le circuit, démarrez la pompe centrifuge pour l’amorçage (1000-1500 tr/min).
  3. Une fois l’amorçage terminé, éteignez la pompe centrifuge. Connectez le cathéter d’entrée à l’entrée de la pompe centrifuge et connectez le cathéter de sortie à la sortie de l’oxygénateur. Effectuez toutes les connexions à l’aide des robinets d’arrêt à trois voies. Évacuez l’air au niveau de la connexion par le robinet d’arrêt à trois voies. Fixez la source d’oxygène au système ECMO, en assurant un débit d’oxygène correct. Démarrez ensuite la pompe centrifuge pour le fonctionnement ECMO. Réglez le débit initial de la pompe à 2,0 L/min avec une vitesse de pompe de 3000 tr/min.
  4. Bouclez en demi-boucle la ligne du tube de circuit ECMO autour du cou du mouton pour éviter le déplacement ou le pliage.

4. Prise en charge et surveillance postopératoires

  1. Transférez les moutons dans une cage métabolique et immobilisez les moutons de manière appropriée une fois l’opération terminée.
    REMARQUE : Fixez la tête et les épaules du mouton en mettant l’accent sur la prévention du déplacement ou de la flexion de la canule. Réduire progressivement la profondeur de l’anesthésie. Assurer la protection individuelle des membres de l’équipe soignante postopératoire en portant des équipements de protection (vêtements stériles, gants, masques et bonnets).
  2. Lorsque vous assurez la stabilité de la respiration et des résultats d’analyse des gaz sanguins, retirez la sonde endotrachéale.
  3. Dans les 24 heures suivant la chirurgie, administrer du flurbiprofène (1-2 mg/kg) et de la dexmédétomidine (0,2-0,3 μg/kg·h) par voie intraveineuse pour la sédation et le soulagement de la douleur.
    REMARQUE : Après les premières 24 heures, envisagez des sédatifs et des analgésiques s’il y a de l’agitation et une fluctuation de la pression artérielle chez les moutons en raison de la douleur postopératoire.
  4. À l’intérieur de la cage de surveillance, assurez-vous que les moutons se déplacent librement dans une certaine zone et qu’ils ont un accès illimité à une quantité appropriée de nourriture et d’eau.
  5. Vérifiez en permanence et en temps réel les signes vitaux fondamentaux (fréquence cardiaque et pression artérielle) ainsi que les paramètres hydrauliques ECMO (débit de la pompe, vitesse de la pompe, pression avant la pompe, pression après la pompe et pression après l’oxygénateur).
    REMARQUE : Définissez les paramètres cibles pour la gestion ECMO (débit de la pompe : 2,0-2,5 L/min, vitesse de la pompe : 3000-3500 tr/min, débit d’oxygène : 1,0-1,5 L/min avec une FiO2 de 50 % à 80 %). Ajustez les paramètres ci-dessus en fonction des résultats des gaz du sang.
  6. Mesurez les gaz sanguins et l’ACT toutes les 6 heures et surveillez quotidiennement la numération globulaire, la chimie du sang et les tests de coagulation. Ajuster la stratégie d’anticoagulation en fonction des indicateurs de coagulation.
    REMARQUE : L’objectif ACT cible est de 220 à 250 s.
  7. Ajustez les perfusions intraveineuses en fonction de l’équilibre hydrique pour maintenir la pression veineuse centrale (PVC) entre 5 et 12 cm H2O. Administrer quotidiennement du céfuroxime sodique (1,5 g, i.v., deux fois par jour) pour prévenir les infections. Effectuez une désinfection quotidienne des incisions et surveillez de près les signes d’infection ou de saignement.

5. Euthanasie

  1. Après une période expérimentale de 7 jours, retirez le circuit ECMO.
  2. Administrer une injection intraveineuse de chlorure de potassium (100 mg/kg) pour l’euthanasie sous sédation au propofol (20 mg/kg).
    REMARQUE : Après l’euthanasie, les principaux organes (cœur, reins, poumons, foie, cerveau et intestin) ont été prélevés et vérifiés visuellement pour détecter la présence d’infarctus, d’hémorragies ou de dommages manifestes. Toutes les lésions organiques ont été enregistrées en détail. Ensuite, les organes ont été coupés en petits morceaux et fixés dans du formaldéhyde à 4 %, nausés de paraffine et divisés en sections de 4 μm pour la coloration à l’hématoxyline-éosine (HE)13. Effectuer un examen histologique des sections d’EH au microscope optique par au moins deux pathologistes indépendants.

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Résultats

Au total, dix moutons ont été évalués pendant toute la durée de l’expérience, avec cinq moutons dans chaque groupe (tableau 1). Après le début de l’ECMO, tous les moutons se sont rétablis de l’anesthésie et sont restés éveillés pendant 7 jours. Dans les deux groupes, le débit ECMO a dépassé 1,8 L/min. Dans le groupe V-V ECMO, le débit a fluctué autour de 1,8 L/min, tandis que dans le groupe V-A ECMO, il a varié de 2,3 L/min à 1,8 L/min (figure 1A). Les signes vitaux de chaqu...

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Discussion

Cette étude décrit la procédure d’établissement de modèles de survie robustes à long terme pour l’ECMO V-V et V-A chez les moutons. Tous les animaux survivants présentaient des signes vitaux stables, et aucun événement grave d’hémorragie ou de coagulation ne s’est produit. Le débit ECMO et les performances d’oxygénation sont restés stables, sans lésions pathologiques majeures observées. L’étude fournit des informations détaillées sur la prise en charge de l’anticoagulation.

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Analyseur ACTHemochron, USAJr Appareil
Drager, Allemagne  ;Primus
Edwards Lifescience, USA18-FrFournir un accès aller-retour dans une artère pour VA-EMCO
Analyseur de chimie sanguineIDEXX Laboratories, USA  ;Analyseur
Abbott, États-UnisPompe centrifuge Abbott i-STAT1
JiangsuSTMed Technologies, ChineSTM CP-24 I
Entraînement et console de pompe centrifugeJiangsu STMed Technologies, ChineOASSIST STM001
Analyseur de test de coagulationBeijing Succeeder Technology, ChineSF-8050
Analyseur complet de numération globulaireSiemens Healthcare, AllemagneADVIA 2120i
Pompe de micro-injection à double canalZhejiang Smith Medical Instrument, ChineWZS-50F6
Cathéter à double lumièreMAQUET Avalon Elite, Allemagne23-FrFournir des accès de retour et de drainage dans la veine jugulaire externe droite pour VV-ECMO
FlurbiprofenBeijing Tide Pharmaceutical Co., Ltd., Chine5ml : 50mg
Logiciel GraphPadLogiciel GraphPad, États-UnisGraphPad Prism v9.0Analyse statistique
Héparine  ;Shanghai Shangyao No.1 Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd., Chine2ml : 12500UI
Électrochirurgical haute fréquenceCOVIDIEN, USAForce F
Moniteur médical multiparamètrePhilips, Pays-BasMP60
Kit d’oxygénationMedos, AllemagneHilite 7000LT
Kit d’oxygénationMaquet, AllemagneBE-PLS 2050
Propofol  ;   ;Xi' an Libang Pharmaceutical Co. Ltd, Chine20ml : 0,2g
Cathéter veineux central à lumière uniqueTuoRen, Chine18FrInsert dans l’artère carotide gauche  ; pour la surveillance hémodynamique et le prélèvement sanguin.
Petite queue Han moutonJinyutongfeng Commercial and Trade Co. Ltd, ChinePoids : 50-65 kg, âge : 12-24 mois
Cathéter veineux central à triple lumièreTuoRen, Chine7FrInsert dans la veine jugulaire gauche pour l’administration de liquide intraveineux, l’injection de médicament et le prélèvement sanguin.
Appareil à ultrasonsGE, USAE9
Cathéter veineuxEdwards Lifescience, USA24-FrFournir l’accès au drainage dans une veine pour VA-ECMO
VentilatorDrager, Allemagne  ;Savina
d’anesthésie Signature Cathéter artériel de gaz du sang Catalyst One

Références

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