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Modèle de rongeur de perte musculaire volumétrique masséter pour l’étude des matériaux de bio-ingénierie

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DOI :

10.3791/66450

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31 mai 2024

 ,  , 
1Division of Plastic and Reconstructive Surgery, University of California San Francisco (UCSF)

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons un protocole pour la création chirurgicale d’une lésion de perte musculaire volumétrique (VML) dans le masséter de rat, fournissant un modèle reproductible et accessible pour l’étude des lésions des muscles craniofaciaux et leur traitement à l’aide de biomatériaux tels que le nouvel hydrogel.

Résumé

Les lésions de perte musculaire volumétrique craniofaciale (VML) peuvent survenir à la suite d’un traumatisme grave, d’une excision chirurgicale, d’une inflammation et d’une affection congénitale ou d’autres affections acquises. Le traitement de la VML craniofaciale implique un transfert musculaire chirurgical et fonctionnel. Cependant, ces procédures ne permettent pas de rétablir une fonction, une sensation ou une expression normales et, le plus souvent, ces affections ne sont pas traitées. Très peu de recherches ont été menées sur la régénération des muscles squelettiques dans des modèles animaux de VML craniofaciaux. Ce manuscrit décrit un modèle de rat pour l’étude des lésions craniofaciales VML et un protocole pour l’évaluation histologique des biomatériaux dans le traitement de ces blessures. De l’hydrogel liquide et des échafaudages lyophilisés sont appliqués au moment de la création chirurgicale de la VML, et les masséters sont excisés à des moments terminaux jusqu’à 12 semaines avec des taux de rétention élevés et des complications négligeables. L’hématoxyline et l’éosine (HE), le trichrome de Masson et l’analyse immunohistochimique sont utilisés pour évaluer les paramètres de la régénération des muscles squelettiques ainsi que la biocompatibilité et l’immunomodulation. Bien que nous démontrions l’étude d’un hydrogel à base d’acide hyaluronique, ce modèle fournit un moyen d’évaluer les itérations ultérieures des matériaux dans les lésions VML.

Introduction

Un traumatisme grave, une excision chirurgicale, une inflammation et d’autres affections acquises peuvent entraîner un degré de perte de tissu qui submerge les mécanismes endogènes de réparation des muscles squelettiques. La perte de cellules et de structures résidentes qui favorisent le processus de régénération primaire peut entraîner un remodelage pathologique et une fibrose tissulaire, entraînant des déficits à long terme de la fonction et de la sensation, et est appelée perte musculaire volumétrique (VML)1,2,3. La réponse inflammatoire aux lésions VML implique un mécanisme complexe et bien documenté impliquant des macrophages, des cytokines et des cellules myogéniques qui présente de nombreuses cibles théoriques en médecine régénérative4. Bien que de nombreuses études in vitro aient utilisé ces cibles dans des modèles animaux de traitement de la VML des extrémités, il y a un manque de recherche sur la régénération des muscles squelettiques dans les modèles animaux de VML crâniofaciale 5,6,7.

La perte de tissu craniofacial peut résulter d’affections telles que décrites précédemment, et un tissu craniofacial déficient peut également survenir dans des conditions congénitales telles que la fente, qui dans certains cas implique une véritable déficience volumétrique du tissu musculaire 8,9. Parce que les muscles de la région craniofaciale sont importants pour la fonction ainsi que pour l’apparence esthétique, les effets à long terme de la VML peuvent avoir une affliction psychologique importante. Plusieurs aspects du muscle squelettique craniofacial sont différents du muscle squelettique dérivé du somite que l’on trouve dans les extrémités, notamment les variations de l’expression des gènes, de l’origine embryonnaire, du phénotype des cellules satellites, de la quantité de cellules satellites, de la composition des fibres et de l’architecture 10,11,12,13. Ces variations peuvent entraîner des lésions VML affectant le muscle craniofacial différemment du muscle dérivé du somite14,15. À ce jour, les approches d’ingénierie tissulaire qui ont montré une augmentation de la régénération dans les modèles animaux de VML des extrémités ne se sont pas traduites de manière équivalente aux modèles animaux de VML craniofaciale16. Cela souligne la nécessité d’optimiser les approches in vivo des modèles VML craniofaciaux animaux.

Bien que plusieurs études in vivo de VML craniofaciale aient été menées, les études sont de petite taille et la création d’un défaut musculaire craniofacial robuste dans les modèles animaux est un défi 8,13. Kim et al. ont rapporté le développement d’un modèle VML de masséter de souris. Cependant, cette étude n’a évalué l’histologie que jusqu’à 28 jours après la blessure et n’avait pas la capacité de détecter les différences dans les résultats histologiques entre les pointstemporels 17. Rodriguez et al. ont rapporté le développement d’un modèle de VML craniofaciale de mouton. Cependant, ils ont signalé une grande variabilité au sein des groupes expérimentaux, suggérant une hétérogénéité dans la gravité de la blessure chirurgicale initiale16. Ici, nous rapportons le protocole de notre modèle VML de masséter chez le rat et démontrons son utilité dans l’évaluation des approches d’ingénierie tissulaire.

Protocole

Cette étude a été menée conformément à tous les règlements applicables, y compris le respect des recommandations énoncées dans le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le programme institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’UCSF a approuvé toutes les procédures animales et les soins postopératoires (protocole IACUC #AN195944-01).

1. Chirurgie VML

  1. Anesthésier des rats Sprague-Dawley mâles pesant de 276 à 300 g à l’âge de 12 semaines dans un contenant scellé à l’aide d’une anesthésie générale à l’isofluorane à un taux de 1 % à 5 % avant d’être transférés dans un champ chirurgical stérile.
    1. Positionnez les rongeurs sur leur côté gauche de manière à ce que le cou soit étendu dans une position neutre et que le nez soit inséré dans le cône de nez anesthésique, permettant ainsi une exposition du côté droit du visage.
    2. Réduire le débit d’isofluorane de l’induction au débit de maintenance (environ 2 %).
  2. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux des rongeurs.
  3. Dégagez le site opératoire, bordé d’une ligne entre le coin droit de la bouche, la base de l’oreille droite en haut et l’angle de la mandibule en bas, de la fourrure à l’aide d’une crème dépilatoire.
    1. Désinfectez le site opératoire plusieurs fois dans un mouvement circulaire à l’aide d’un gommage à l’éthanol et à la bétadine.
      REMARQUE : Le drapage stérile n’est pas utilisé dans ce protocole, compte tenu de la taille et de l’emplacement de l’accès. La procédure est menée à l’aide d’une technique aseptique conformément aux directives de soins aux animaux.
  4. Créez une incision longitudinale de 3 à 4 cm de longueur allant de la moustache inférieure droite à l’oreille droite.
    1. Élever un lambeau cutané, permettant de visualiser le masséter droit ainsi que les branches buccale et mandibulaire du nerf facial (Figure 1A).
    2. Nettoyez la peau du fascia sous-jacent à l’aide d’une séparation émoussée et maintenez les bords de la peau en position rétractée à l’aide de pinces chirurgicales pour une visualisation optimale du muscle sous-jacent.
  5. Faites une incision transversale de 1 à 2 cm de long dans le fascia recouvrant la partie antérieure du masséter. Utilisez une séparation émoussée pour élargir l’espace entre le fascia et le masséter en prenant soin de maintenir l’intégrité globale du fascia restant.
  6. En utilisant l’incision fasciale comme fenêtre sur le masséter superficiel, créez une blessure circulaire dans le muscle mesurant 5 mm de diamètre et 5 mm de profondeur à l’aide d’une biopsie à l’emporte-pièce jetable stérilisée. Assurez-vous que le défaut est centré entre les branches buccale et mandibulaire du nerf facial, en prenant soin d’éviter tout traumatisme aux nerfs (Figure 1B).
  7. Ajouter le biomatériau à la lésion du massétère circulaire (Figure 1C).
  8. Une fois que l’agent est correctement en place, suturez la fenêtre fasciale d’investissement musculaire à l’aide d’une seule suture monofilament 5-0 pour éviter la migration.
    REMARQUE : Les agents sous forme solide sont directement placés dans la plaie, et le tissu peut être perturbé pour favoriser la saturation en sang, tandis que les agents liquides sont ajoutés et laissés gélifier si nécessaire ou immédiatement fermés en place à l’aide du fascia pour éviter tout mouvement indésirable. Dans l’expérience démontrée ici, un cryogel à base d’acide hyaluronique acrylé est administré.
  9. Fermez la peau à l’aide d’une simple technique sous-cutanée interrompue ou courante avec un monofilament 5-0.
    1. Appliquez de la colle cutanée sur les sutures pour aider à prévenir la déhiscence de l’incision postopératoire.
  10. Laissez les rats se rétablir dans une cage avec une source de chaleur externe (coussin chauffant sous la cage ou chauffe-mains stériles dans la cage) et observez pendant 30 minutes postopératoire.
  11. Diluer l’antibiotique triméthoprime-sulfaméthoxazole (200 mg de triméthoprime et 40 mg de sulfaméthoxazole dans 5 ml) dans l’eau potable (5 ml/200 ml d’eau) et l’administrer dans de l’eau potable chez les rongeurs pendant 7 jours postopératoires. S’assurer que l’analgésie périopératoire est effectuée conformément aux protocoles de l’établissement.
    REMARQUE : Dans cette étude, 0,25 % de bupivacaïne SC a été administré avant l’incision chirurgicale, 0,05 mg/kg de buprénorphine SC a été administré avant la récupération de l’anesthésie et 2 mg/kg de méloxicam IP a été administré avant la récupération de l’anesthésie et de nouveau le lendemain matin.

2. Récolte, congélation et analyse du masséter

  1. À des moments prédéterminés, sacrifiez les rats en induisant une surdose d’un agent chimique (par exemple, CO2 ou anesthésique) dans la chambre d’induction de l’anesthésique.
  2. Confirmez le sacrifice des rongeurs en effectuant une thoracotomie bilatérale à l’aide d’une incision unique au scalpel à travers la 4e côte ventralement pour perforer les poumons (thoracotomie bilatérale).
  3. Rouvrez l’incision chirurgicale pour permettre la visualisation du masséter et retirez la peau recouvrant le masséter pour faciliter l’accès.
  4. Disséquez et retirez le masséter de la mandibule, en commençant par la séparation au niveau de l’angle mandibulaire. Assurez-vous que la dissection se produit le long de la surface de l’os pour capturer la totalité de l’épaisseur du masséter.
    1. Disséquer antérieurement le long de la mandibule, en sectionnant le point d’attache du tendon. Ensuite, disséquez le long de l’arc zygomatique vers l’arrière (Figure 1D). Enfin, disséquez l’attache postérieure car il y a un risque accru de saignement.
  5. Rincez le masséter excisé dans 1x PBS à température ambiante (RT) et éliminez l’excès d’humidité en épongeant soigneusement l’échantillon avec une serviette en papier.
  6. Placez le muscle dans un cryomoule et immergez-le dans un support d’enrobage à température de coupe optimale (OCT), avec l’extrémité antérieure vers le bas et l’extrémité postérieure vers le haut.
  7. Ajoutez de l’isopentane dans une tasse métallique et refroidissez-la en l’immergeant dans de l’azote liquide en prenant soin d’empêcher l’azote liquide d’y pénétrer.
    1. Une fois que l’isopentane a atteint la température optimale (-140 à -149 °C) et qu’il s’est légèrement épaissi, maintenez le cryomoule contenant l’OCT et le masséter partiellement immergé dans l’isopentane jusqu’à ce que l’OCT ait gelé. Conservez le cryomoule congelé sur de la glace carbonique jusqu’à ce qu’il soit transféré dans un congélateur à -80 °C.
  8. Cryosection des échantillons de masséter congelés avec une orientation telle que le pôle antérieur est sectionné en premier, en se déplaçant vers l’arrière à travers l’échantillon. Réglez la température du bloc tissulaire à -20 °C et la température de la lame de cryosection à -15 °C. Pour chaque 200 μm, coupez 4 lames (2 avec des sections de 10 μm, 2 avec des sections de 6 μm) avant de déplacer 200 μm plus loin, en coupant 4 lames supplémentaires et en répétant l’opération dans tout l’échantillon.
  9. Utilisez les coupes de 10 μm pour l’analyse histologique (trichrome de Masson, hématoxyline et éosine, rouge de Picrosirius, etc.) et les coupes de 6 μm pour l’immunohistochimie.
    REMARQUE : Pour l’histologie, des coupes de 6 μm peuvent également être utilisées.
  10. Capturez des images à l’aide de la microscopie optique ou de la fluorescence.
  11. Mesurez les zones de section transversale de ~200 fibres musculaires du muscle masséter à l’aide du logiciel Image J.

3. Analyse immunohistochimique

  1. Pour l’analyse immunohistochimique de la chaîne lourde de myosine embryonnaire, fixer les lames dans 4 % de PFA pendant 1 h à RT.
  2. Lavez les diapositives en PBS 3 fois à RT, en laissant chaque lavage reposer pendant 10 min.
  3. Perméabiliser les tissus en incubant les lames avec 0,5 % de Triton X-100 à RT pendant 15 min.
  4. Lavez les diapositives en PBS 3 fois à RT, en laissant chaque lavage reposer pendant 10 min.
  5. Incuber avec l’anticorps monoclonal primaire de souris hôtes (1:200) dans 2 % de sérum de chèvre normal (NGS) à 4 °C pendant la nuit.
  6. Lavez les lames en PBS-Tween 3 fois à RT, en laissant chaque lavage reposer pendant 10 min.
  7. Incuber avec un anticorps secondaire anti-souris marqué au fluorophore provenant d’un lapin hôte (1:500) dans 2 % NGS à RT pendant 2 h.
  8. Lavez les lames en PBS-Tween 3 fois à RT, en laissant chaque lavage reposer pendant 10 min.
  9. Montez les diapositives à l’aide de 3 gouttes de support fluorescent DAPI avant de placer une lamelle.

Résultats

Les résultats de l’évaluation de la VML craniofaciale et de la régénération tissulaire à l’aide de biomatériaux comprennent des résultats quantitatifs et qualitatifs.

La figure 2 illustre un exemple d’évaluation qualitative à l’aide du modèle décrit précédemment. L’observation de la croissance de novo des fibres musculaires dans notre hydrogel est un résultat positif qualitatif (Figure 2A) et suggère qu’un biomatériau peut fournir un support architectural suffisant et un facteur de croissance ou un apport de nutriments. La rétention d’hydrogel dans le lit de la plaie (Figure 2B) est visible sur la coloration HE. L’évaluation qualitative d’autres tissus d’un biomatériau peut être effectuée, comme l’identification des vaisseaux sanguins à l’aide de l’HE (figure 2C) et du trichrome de Masson (figure 2D). Les branches mandibulaire et buccale du nerf facial sont visibles dans les coins supérieurs gauche et droit de l’image de la figure 2B, confirmant le placement correct de l’hydrogel dans le lit de lésion VML et fournissant une orientation. Une couche de fascia est visible au-dessus de l’hydrogel, confirmant que la fermeture du fascia a réussi et est restée intacte pendant la période postopératoire. Un résultat négatif observé à ce stade comprendrait une perte totale d’hydrogel (Figure 2E) ou une perte de fermeture fasciale et d’extrusion du lit de la plaie (Figure 2F), l’EH montrant des signes d’un lit de plaie ou d’une cicatrice fibrotique en fonction du temps écoulé après l’opération.

L’analyse immunohistochimique est essentielle dans l’évaluation des biomatériaux pour le traitement de la LMV craniofaciale afin d’identifier les types de cellules et les interactions moléculaires au niveau cellulaire. Étant donné que la VML entraîne la perte de cellules résidentes et d’une architecture capables de régénérer le muscle squelettique, la régénération musculaire de novo au site lésé est un résultat important dans le traitement4 et l’évaluation de l’efficacité des thérapies à base de biomatériaux pour la VML. Les isoformes développementales de la myosine, y compris la myosine embryonnaire (MYH3) et la myosine néonatale (MYH8), sont réexprimées dans les fibres musculaires squelettiques régénératrices et fournissent un marqueur spécifique pour la régénération des fibres18,19. La figure 3 montre comment l’immunohistochimie peut être utilisée pour identifier les types cellulaires d’intérêt, dans ce cas, la chaîne lourde de myosine embryonnaire.

Enfin, ImageJ peut être utilisé pour quantifier les caractéristiques des lames d’histologie, y compris l’immunohistochimie et les colorants spécialisés tels que le trichrome de Masson, afin de mesurer la réponse fibrotique (Figure 4). L’ablation d’une partie du muscle dans les lésions VML modifie l’architecture et la composition musculaires, entraînant une augmentation du dépôt de collagène I et une fibrose grossière du tissu compartimental 2,3. De nombreuses études évaluant les traitements à base de biomatériaux pour la VML comparent la fibrose entre leur groupe d’intervention et les groupes témoins4. En utilisant la méthode décrite ici, les lits de plaies chez les animaux qui ont subi une lésion VML peuvent être identifiés sur le trichrome de Masson comme des cicatrices fibrotiques (Figure 4A). La déconvolution des couleurs via ImageJ permet d’isoler et de quantifier le canal bleu correspondant au tissu conjonctif (Figure 4B), puis de le régler en niveaux de gris pour la mesure (Figure 4C). La zone de la cicatrice peut être isolée et mesurée à l’aide de l’image J (Figure 4D) et calibrée à une barre d’échelle sur l’image pour une taille précise et une zone reproductible. En utilisant cette approche, le dépôt de tissu conjonctif peut être mesuré (Figure 4E).

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Figure 1 : Schéma chirurgical illustrant les étapes. (A,B) Lésion VML du masséter chirurgical. (C) Application de biomatériaux. (D) Récolte des masséters. (E) Morphologie musculaire après récolte. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Coloration trichrome de l’HE et de Masson. (A) Coupes de masséter de rat colorées à l’HE de l’interface hydrogel-muscle avec des flèches indiquant des structures morphologiquement identifiées comme des fibres musculaires squelettiques. (B) Section de masséter de rat colorée à l’HE démontrant l’abondance de fibres musculaires squelettiques dans tout l’hydrogel. (C) Tissu coloré en HE et (D) Tissu de Masson coloré en trichrome avec des flèches indiquant des structures morphologiquement identifiées comme des vaisseaux sanguins. (E, F) Les résultats négatifs montrent une perte complète d’hydrogel avec gel adhérant à l’aspect superficiel du masséter plutôt qu’au lit de la plaie et une perte incomplète d’hydrogel avec perte de fermeture fasciale, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Coloration immunohistologique de la chaîne lourde de myosine embryonnaire (eMHC) et de la laminine sur des coupes transversales de masséter de rat. (A) 2 semaines après l’opération. (B) 12 semaines après l’opération. Une concentration accrue de CMHe est observée dans l’échantillon de 12 semaines par rapport à l’échantillon de 2 semaines. Images capturées à un grossissement de 20x. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Analyse quantitative de la fibrose. (A) Coupe de masséter de rat colorée en trichrome de Masson pour la quantification du dépôt de tissu conjonctif comme indicateur de la fibrose de la plaie après lésion VML à 12 semaines. (B) L’image J a été utilisée pour déconvoluer le canal bleu correspondant au tissu conjonctif. (C) L’image a été convertie en niveaux de gris pour l’analyse. (D) La zone correspondant à la cicatrice fibrotique a été isolée, et (E) la section transversale et les pourcentages du champ correspondant au blanc (fond) et au noir (tissu conjonctif) ont été calculés. Images capturées à l’aide de la microscopie optique à un grossissement de 10x. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Le protocole comporte plusieurs étapes critiques pour lesquelles une attention particulière est nécessaire pour obtenir un résultat optimal. L’étape 1.4 décrit l’incision initiale et la séparation brutale de la peau du fascia masséter superficiel. La dissection contondante doit être effectuée directement le long de la peau avec des ciseaux pointant loin du muscle et du fascia sous-jacents pour éviter d’entailler et de créer involontairement une fenêtre à travers le fascia. La face caudale du masséter superficiel doit être évitée pour éviter des lésions involontaires de la veine sous-mandibulaire ou de l’artère carotide externe. Les étapes 1.5 et 1.6 décrivent respectivement la création de la fenêtre fasciale et du défaut VML. Il faut veiller à ce que l’incision fasciale soit de la taille minimale requise pour permettre l’ajustement de la biopsie à l’emporte-pièce, car le fascia a tendance à se contracter en s’éloignant de l’incision et il peut être difficile de localiser les bords à l’étape 1.8 si une incision trop grande est pratiquée. Encore une fois, la dissection contondante sous le fascia doit être effectuée juste assez pour permettre à la biopsie à l’emporte-pièce de s’adapter à la fenêtre et inclinée de manière appropriée pour être perpendiculaire à la mandibule. Lors de la création de la lésion VML, il est important d’identifier la plus grande zone entre les branches mandibulaire et buccale du nerf facial. Le nerf mandibulaire distal se divise en une division supérieure et une division inférieure, et il y a une variation dans l’endroit où la division supérieure se ramifie de la division inférieure vers la branche buccale du nerf facial. Parce que cette division est supérieure, certains animaux peuvent avoir la division supérieure du nerf mandibulaire directement dans le ventre du masséter où le défaut devrait être créé. Dans ces cas, l’animal ne doit pas être utilisé pour l’analyse, car il y aura probablement une lésion nerveuse périphérique qui faussera les données. Lors de la création de la biopsie à l’emporte-pièce, une légère torsion peut être nécessaire pour pénétrer jusqu’à 5 mm de profondeur. L’étape 2.4 décrit le transfert de l’échantillon de tissu après l’avoir lavé pour éliminer l’humidité excessive. Ceci est fait pour empêcher la formation de cristaux de glace pendant la congélation des tissus et la réduction ultérieure des artefacts de congélation à l’histologie20.

L’un des avantages de cette méthode est la facilité d’accès au muscle masséter superficiel et l’absence relative de structures à haut risque qui peuvent être rencontrées lors de la chirurgie. Parce que le système vasculaire pénètre dans l’extrémité caudale du muscle, des saignements importants peuvent être évités dans la majorité des cas. Ceci est important car non seulement cela diminue le risque de morbidité, mais augmente également la standardisation et diminue le risque que l’ischémie ait un effet confondant sur la régénération musculaire. En raison de la disponibilité d’une enceinte fasciale, ce protocole peut être utilisé pour évaluer les biomatériaux dans des facteurs de forme liquides ou solides. Bien qu’un hydrogel acellulaire ait été utilisé comme exemple pour ce protocole, cette méthode peut être répliquée pour tester des biomatériaux avec incorporation de cellules souches humaines à l’aide de rats immunodéficients, comme cela a été fait dans des études antérieures sur la VML21 des extrémités.

Cette étude ne définit pas formellement la lésion de taille critique dans la VML, le point précis où les mécanismes de réparation endogènes ne peuvent plus régénérer le muscle reste incertain. Bien qu’il soit logique que la définition puisse impliquer l’ablation d’un certain pourcentage du volume musculaire, et en effet 20 % est souvent cité, il existe des preuves contradictoires, et les données suggèrent que d’autres facteurs, y compris l’emplacement et la géométrie de la blessure, l’âge de l’animal, entre autres, peuvent également contribuer 16,21,22,23. Malgré cela, l’observation d’une cicatrice fibreuse et d’une contraction visible du bord musculaire observée à 12 semaines après la blessure (Figure 4A) démontre qu’un remodelage pathologique s’est produit, suggérant fortement que les lésions utilisées ici sont de taille critique par rapport à la définition standard.

Parce que les muscles craniofaciaux chez l’homme, comme les muscles intrinsèques de la main, sont petits par rapport aux muscles proximaux des membres et effectuent des mouvements plus précis, ils sont plus susceptibles de voir leur fonction affectée par VML. Le masséter a été choisi dans ce protocole en raison de son encombrement suffisant pour les tests et de sa facilité d’accès. Cependant, la géométrie et l’emplacement de la blessure sont des facteurs importants dans l’évaluation de la VML, et les conclusions générées à l’aide de ce modèle peuvent ne pas se traduire directement par d’autres muscles craniofaciaux. Le masséter est un muscle de la mastication, et bien qu’il contribue à l’expression faciale chez les enfants24, son rôle dans l’expression faciale diminue à l’âge adulte24. Les lésions d’autres muscles du visage, tels que le zygomaticus major, peuvent entraîner une plus grande affliction psychologique après la VML en raison de leur rôle plus direct dans l’expression faciale tout au long de la vie par rapport au masséter2 5,26. De plus, cette étude n’a pas évalué la production de force in vivo, une limitation qui constitue un besoin dans le domaine. À ce jour, aucune méthode reproductible de test fonctionnel des muscles craniofaciaux avec une sensibilité suffisante pour comparer les groupes de traitement n’a été rapportée, ce qui est compliqué par les muscles compensatoires étendus dans le visage. Les développements futurs de ce protocole viseront à introduire des approches permettant de mesurer directement la force dans les muscles faciaux individuels.

Les méthodes alternatives d’analyse histologique du massétère VML dans un modèle de rongeur sont très limitées. Kim et al. ont créé un système EMG portable pour évaluer la fonctionnalité des muscles masséters blessés par VML chez la souris. Cependant, leur point temporel terminal était de 4 semaines, ils n’ont pas démontré la visualisation du biomatériau dans les images histologiques, n’ont pas décrit de fermeture fasciale et se sont concentrés principalement sur la validation de leur système EMG par rapport à l’analyse de la régénération musculaire et de la biocompatibilité des traitements basés sur des biomatériaux17. De nouveaux traitements sont nécessaires pour la perte musculaire volumétrique craniofaciale, et ce modèle de masséter VML est suffisamment reproductible pour évaluer la réponse musculaire aux lésions VML et pour évaluer les effets des traitements sur la régénération, la fibrose et la contracture, en particulier dans les 3 premiers mois après la blessure.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette recherche est soutenue par le programme de bourses de recherche d’un an de l’UCSF et le programme de projet translationnel interdisciplinaire C-Doctor. Merci aux membres du laboratoire Pomerantz et du programme de biologie craniofaciale de l’Université de Californie à San Francisco pour leurs contributions.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
F1.652 Anticorps monoclonal à chaîne lourde de myosine (embryonnaire)DSHBF1.652
Anticorps secondaire anti-souris IgG2b de chèvre adsorbé de manière croisée, Alexa Fluor 647InvitrogenA-21242
IgG anti-lapin de chèvre (H+L) Anticorps secondaire à adsorption croisée élevée, Alexa Fluor 488InvitrogenA-11034
Poinçons de biopsie standard Integra, Poinçon de biopsie standard jetable ; 5 mm, Diamètre : 0,19 po, 0,5 cmIntegra12460411
Milieu de montage avec DAPI - Aqueux, FluoroshieldAbcam ab104139
Rabbit Anti-Mouse IgG H& L (Alexa Fluor 647) préadsorbéAbcamab150127
Suspension orale de sulfaméthoxazole/triméthoprime, saveur cerise, 473 mLMed-Vet InternationalUGS : RXBAC-SUSP

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