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Article de méthode

Électromyographie monofibre stimulée (SFEMG) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs

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DOI :

10.3791/66452

⸱

8 mars 2024

 ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 3Department of Neurology, University of Missouri, 4Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri

Dans cet article

Résumé

Dans cette étude, nous démontrons un protocole d’électromyographie à fibre unique (SFEMG) affiné pour permettre la mesure in vivo de la transmission de la jonction neuromusculaire (JNM) dans des modèles de rongeurs. Une approche étape par étape de la technique SFEMG est décrite pour permettre la quantification de la variabilité et de l’échec de la transmission de la JNM dans le muscle gastrocnémien du rat.

Résumé

En tant que dernière connexion entre le système nerveux et le muscle, la transmission à la jonction neuromusculaire (JNM) est cruciale pour une fonction motrice normale. L’électromyographie à fibre unique (SFEMG) est une technique cliniquement pertinente et sensible qui mesure les réponses potentielles d’action des fibres musculaires uniques lors de contractions volontaires ou de stimulations nerveuses afin d’évaluer la transmission de la NMJ. L’évaluation et la quantification de la transmission de la NMJ impliquent deux paramètres : la gigue et le blocage. La gigue fait référence à la variabilité du temps (latence) entre des potentiels d’action consécutifs à une seule fibre (SFAP). Le blocage signifie que la transmission NMJ n’a pas réussi à initier une réponse SFAP. Bien que le SFEMG soit un test bien établi et sensible en milieu clinique, son application dans la recherche préclinique a été relativement peu fréquente. Ce rapport décrit les étapes et les critères utilisés pour effectuer des SFEMG stimulés afin de quantifier la gigue et le blocage dans des modèles de rongeurs. Cette technique peut être utilisée dans des études précliniques et cliniques pour mieux comprendre la fonction de la JNM dans le contexte de la santé, du vieillissement et de la maladie.

Introduction

L’électromyographie à fibre unique (SFEMG) a été initialement développée par Stålberg et Ekstedt dans les années 1960 pour identifier et analyser les potentiels d’action des fibres musculaires individuelles, principalement pour étudier la fatigue musculaire1. La SFEMG est la technique clinique la plus sensible pour l’évaluation de la transmission de la jonction neuromusculaire (JNM)2. Le SFEMG est effectué en enregistrant sélectivement les potentiels d’action d’une seule fibre (SFAP)3. La transmission de la NMJ peut être compromise en raison de facteurs tels que le vieillissement 4,5 et divers troubles neuromusculaires tels que la myasthénie grave et la sclérose latérale amyotrophique6. De plus, des conditions telles que l’ischémie, les fluctuations de température et l’utilisation d’agents bloquants neuromusculaires peuvent entraîner des déficiences dans la transmission de la JNM, qui se manifestent par une variabilité accrue de la transmission de la JNM et des occurrences d’échec de la JNM2.

Il existe deux approches pour l’enregistrement de la SFEMG : la SFEMG stimulée et la SFEMG volontaire. Le SFEMG volontaire consiste à enregistrer les SFAP de deux NMJ alimentés par le même axone moteur à l’aide d’une électrode à aiguille concentrique insérée dans le muscle testé lors de l’activation volontaire7. En conséquence, la SFEMG volontaire nécessite la coopération du sujet et ne peut évaluer que les unités motrices à bas seuil (celles activées lors de contractions faibles)3. Le SFEMG stimulé utilise une paire d’électrodes stimulantes pour stimuler les axones moteurs tout en enregistrant les SFAP avec une électrode d’aiguille SFEMG insérée dans le muscle testé7.

Dans le SFEMG volontaire et stimulé, la gigue et le blocage sont les deux paramètres utilisés pour évaluer et quantifier la transmission de la NMJ8. La gigue décrit la variabilité de la synchronisation (latence) entre des SFAP consécutifs. Dans le cadre d’une SFEMG volontaire, la gigue est quantifiée en évaluant les différences de latence entre une paire de SFAP (alimentées par le même axone moteur) pendant 50 à 100 décharges consécutives. Au cours d’une SFEMG stimulée, la gigue est quantifiée en évaluant les différences de latence entre le moment de la stimulation et le début de la SFAP pendant 50 à 100 décharges consécutives. Le blocage indique l’échec de la transmission de la JNM à déclencher une réponse SFAP, et il peut être quantifié comme la présence ou l’absence de chaque paire de SFAP pendant la SFEMG volontaire ou pour chaque NMJ pendant la SFEMG 2,7 stimulée.

Bien qu’il s’agisse d’un test établi et sensible dans le cadre clinique, le SFEMG n’a été que rarement appliqué dans la recherche préclinique 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . Dans ce rapport, nous décrivons l’approche de réalisation et d’analyse des enregistrements SFEMG dans des modèles précliniques de rongeurs. De plus, nous présentons des données représentatives qui mettent en évidence des résultats représentatifs sur le SFEMG qui indiquent une altération de la transmission de la JNM après l’administration d’un agent neuromusculaire bloquant non dépolarisant, le rocuronium.

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Protocole

Tous les protocoles ont été approuvés et exécutés conformément aux règlements établis par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Missouri.

1. Préparation des animaux et administration de l’anesthésie

  1. Mettez un équipement de protection individuelle approprié.
  2. Avant l’intervention, mesurez le poids du rat pour déterminer la dose appropriée pour les médicaments basés sur le poids et les réglages de la ventilation.
  3. Induire une anesthésie avec 3 à 5 % d’isoflurane inhalé. Une fois qu’un niveau adéquat d’anesthésie est établi, positionnez le rat en position couchée et maintenez l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane inhalé.
  4. Vérifiez l’adéquation de la profondeur de l’anesthésie en appuyant doucement sur le coussinet du pied des membres postérieurs avec une pince pour observer l’absence de réponse de retrait.
  5. Maintenir la température corporelle à 37 °C.
  6. Appliquez une pommade à base de pétrole approuvée par un vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse. Surveillez la profondeur de l’anesthésie en observant la fréquence respiratoire et en évaluant les réponses de retrait lors de l’application d’une pression sur le repose-pieds à l’aide d’une pince.
  7. Rasez le membre postérieur à évaluer à l’aide d’une tondeuse. Après une épilation adéquate, à l’aide d’un ruban adhésif, positionnez le membre à étudier avec la cheville fixée à environ 90° de dorsiflexion, le genou en extension et la hanche en abduction.
  8. Surveillez en permanence la respiration et le rythme cardiaque du rat pendant toute la durée de l’expérience.
    REMARQUE : Une augmentation de la fréquence cardiaque est couramment utilisée comme indicateur d’une profondeur d’anesthésie insuffisante.
  9. Administrer de l’isoflurane pour euthanasier le rat, à une dose de 5 % ou plus, jusqu’à ce qu’il cesse de respirer pendant au moins 3 minutes. Confirmer l’euthanasie par décapitation.

2. Placement et configuration des électrodes

REMARQUE : La transmission NMJ du nerf sciatique et du muscle gastrocnémien est évaluée à l’aide du système d’électromyographie (EMG). Reportez-vous à la table des matériaux.

  1. Insérez une paire d’aiguilles monopolaires isolées de 28 G pour stimuler le nerf sciatique avec la cathode dans la région du membre postérieur proximal, tandis que l’anode est plus proximale dans le tissu sous-cutané recouvrant le sacrum.
  2. Assurez-vous que les électrodes de stimulation ne sont pas placées à proximité immédiate du nerf sciatique ou excessivement profondes pour éviter de blesser directement le nerf sciatique ou d’autres structures adjacentes.
  3. Placez une électrode de terre jetable sur la patte postérieure ou la queue controlatérale.
  4. Placez avec précaution une électrode aiguille de calibre 27 et de 25 mm spécialement conçue pour l’EMG à fibre unique, dotée d’une surface d’enregistrement en matériau platine-iridium, dans le muscle gastrocnémien droit. Assurez-vous que les électrodes SFEMG sont autoclavées avant chaque utilisation pour maintenir la stérilité.
  5. Insérez l’électrode de l’aiguille SFEMG en parallèle avec les fibres du muscle gastrocnémien pour capturer les potentiels d’action des fibres uniques (SFAP).
  6. Évitez les lésions musculaires lors de l’insertion et de la manœuvre de l’aiguille SFEMG dans le muscle.

3. Procédure d’électromyographie monofibre stimulée (SFEMG)

  1. Appliquez une stimulation à courant constant sur le nerf sciatique droit à une fréquence de 10 Hz en utilisant une plage d’intensité de 0,3 à 10 mA et une durée d’impulsion de 0,1 ms.
  2. Configurez les paramètres du filtre dans un filtre basse fréquence de 1 kHz et un filtre haute fréquence de 10 kHz. Ajustez le gain de 200 μV à 1000 μV par division pour faciliter la visualisation des potentiels. Réglez la vitesse de balayage à 500 μs par division.
  3. Ajustez l’intensité du stimulus pour déclencher et isoler les SFAP pour l’enregistrement et l’analyse ultérieure.
    1. Pour identifier et analyser une réponse en tant que SFAP, assurez-vous que les critères spécifiques mentionnés ci-dessous sont remplis : Assurez-vous que le temps de montée entre le pic de référence et la phase négative est inférieur à 500 μs, que l’amplitude minimale (crête de base à négative) est d’au moins 200 μV et que la réponse présente systématiquement un comportement tout ou rien (taille et forme stables entre les réponses).
      REMARQUE : Il est essentiel que les réponses récurrentes présentent des phases ascendantes cohérentes sans encoches ni points d’inflexion. Notez que le dernier critère est crucial pour distinguer un signal de qualité de la somme de plusieurs signaux.
  4. Calculez la gigue, ou variabilité de la latence SFAP (temps entre la stimulation et la phase ascendante du pic négatif de SFAP) entre des décharges consécutives, après au moins 50 stimulations (50-100 stimulations), et évaluez et quantifiez le blocage.
    REMARQUE : Le blocage peut être évalué comme la présence ou l’absence à chaque synapse ou comme le pourcentage de stimulations qui ne parviennent pas à déclencher la génération de potentiel d’action d’une seule fibre. La gigue est calculée à l’aide de l’équation7 suivante (la gigue est généralement calculée automatiquement par les systèmes d’électromyographie des cliniques) :
    Diagramme de formule de gigue MCD ; Méthode de calcul de la gigue en microsecondes à l’aide d’intervalles entre impulsions.
    MCD = Valeur moyenne de la différence consécutive
    IPI = Intervalle d’interpotentiel
  5. Répétez le processus pour obtenir d’autres réponses SFAP. En moyenne, évaluez 10 synapses de chaque animal pour calculer la gigue et déterminer par la suite les valeurs moyennes par animal.
  6. Exclure des analyses les SFAP dont la gigue est inférieure à 4 μs afin d’éviter l’inclusion de potentiels qui auraient pu être évoqués par une stimulation musculaire directe11.
  7. Lors de l’enregistrement de potentiels présentant un blocage intermittent, augmentez l’intensité du stimulus pour vérifier que l’échec du SFAP n’est pas attribuable à une stimulation sous-maximale.

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Résultats

Pour démontrer une augmentation de la gigue et du blocage dans le contexte de l’échec de la transmission de la JNM, une SFEMG stimulée a été réalisée avec et sans administration intraveineuse de rocuronium. Le rocuronium est un agent bloquant neuromusculaire à action intermédiaire et non dépolarisant, largement utilisé en milieu clinique pour induire une paralysie musculaire lors d’interventions chirurgicales ou d’interventions médicales. Il fonctionne en se liant de manière compétitive aux récepteurs nicotiniques de l’a...

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Discussion

SFEMG est couramment utilisé pour les tests de diagnostic chez les patients suspectés de formes auto-immunes, acquises et génétiques de la maladie NMJ. SFEMG est considéré comme le test le plus sensible pour le diagnostic de la maladie NMJ, la myasthénie grave20,21. La stimulation nerveuse répétitive (RNS) est une autre méthode qui est plus couramment utilisée dans les tests de diagnostic clinique et qui consiste à stimuler un ne...

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Déclarations de divulgation

W. David Arnold a reçu des fonds de recherche de NMD Pharma et d’Avidity Biosciences et est consultant pour NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics et Catalyst Pharmaceuticals.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Dr Martin Brandhøj Skov de NMD Pharma pour ses précieux conseils sur le dosage du rocuronium et Arash Karimi du Département de génie biomédical de l’Université Stony Brook pour son aide dans les calculs. Cette étude a été financée en partie par le financement des NIH à la WDA (R01AG067758 et R01AG078129).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; Électrode d’insertion à fibre unique réutilisable de 27 gTechnomed202860-000Électrode d’enregistrement à fibre unique
2 mL Seringue en verreKent Scientific CorporationSOMNO-2ML
Câble détachableTechnomed202845-0000pour connecter l’électrode de l’enregistreur à l’appareil d’électrodiagnostic
Électrode à disque jetable 2 » x 2 » avec filsCadwell302290-000Électrode de terre
aiguilles monopolaires jetables 28 GTechnomed202270-000électrodes de stimulation de cathode et d’anode
Câble d’aiguille EMG (boîtier de commutation Amp/stim)Cadwell190266-200pour connecter des électrodes monopolaires à un stimulateur d’électrodiagnostic
Pince crocodile Helping Hands avec base en ferRadio Shack64-079Maintien du placement des électrodes d’enregistrement  ;
Isoflurane (flacon de 250 ml)Piramal HealthcareNA
seringue d’irrigation à embout incurvé monojectCovidien81412012utilisé pour l’application de gel d’électrode
Système de surveillance physiologique PhysioSuite avec réchauffement homéothermique RightTempKent Scientific Corporation PS-RTComprend un tampon chauffant infrarouge, une sonde rectale et une sonde de température
du tampon Pro trimmer Pet Kit de toilettageOster078577-010-003tondeuses pour l’épilation
Rat Tubes endotrachéaux (16 G)Kent Scientific Corporation
Rocoronium BromideSigmaPHR2397-500MGagent bloqueur neuromusculaire
Système EMG Sierra SummitCadwell Industries, Inc., Kennewick, WANAsystème électrodiagnostic portable
SomnoSuite Low-Flow Système d’anesthésie numériqueKent Scientific CorporationSOMNOComprend un adaptateur supérieur de bouteille anti-déversement et anti-vapeur ; Tube adaptateur en Y ; Filtre de récupération au charbon
de bois Pommade ophtalmique vétérinaire à base de pétrole  ;Puralube26870appliqué pendant l’anesthésie pour éviter les lésions cornéennes

Références

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