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Mesure du potentiel biométhanique des déchets alimentaires co-digérés en anaérobie avec des boues activées par les déchets à l’aide de la respirométrie

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DOI :

10.3791/66485

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26 avril 2024

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1Department of Geography and Environmental Engineering, United States Military Academy

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une bonne pratique pour déterminer la production de méthane et les paramètres cinétiques microbiens à l’aide de la respirométrie pour le microbiote anaérobie, la co-digestion des déchets alimentaires et des boues activées par les déchets.

Résumé

L’utilisation de la respirométrie pour étudier la biocinétique du microbiote, le traitement des eaux usées ou la digestion des boues d’épuration s’est généralisée au cours des dernières décennies. L’utilisation de la pneumométrie pour examiner la biocinétique du microbiote anaérobie co-digérant les flux de déchets organiques tels que les boues d’épuration et les déchets alimentaires est un domaine de recherche actif. À ce jour, aucun protocole visualisé n’a été publié sur le sujet. En conséquence, dans ce protocole, nous avons configuré un respiromètre pour mesurer la production et le débit de méthane au fil du temps en utilisant trois rapports différents/micro-organismes (F :M) et des déchets alimentaires et des boues activées comme substrats. Les données qui en résultent, associées aux mesures de l’utilisation du substrat, permettent de comprendre comment différentes concentrations de substrat influencent la vitesse à laquelle le microbiote anaérobie produit du méthane. De plus, ce protocole présente une méthode pour développer des paramètres biocinétiques (par exemple, la constante de taux de production de méthane et le rendement). D’autres peuvent utiliser ce protocole de respirométrie pour examiner la dégradation organique dans des conditions anaérobies et développer des paramètres microbiens.

Introduction

Les chercheurs étudient l’activité microbienne à l’échelle du banc d’essai à l’aide de diverses approches, notamment des études par lots, des microcosmes et la respirométrie. Les respiromètres peuvent être utilisés pour mesurer la respiration cellulaire pendant les phases de croissance et/ou de décomposition d’une communauté microbienne en observant la consommation de substrat et la production du produit final dans des conditions contrôlées1. Les résultats des études de respirométrie à l’échelle du banc d’essai peuvent également être utilisés pour estimer les paramètres biocinétiques pour la construction de modèles de processus2. Des respiromètres ont été utilisés pour examiner l’activité microbienne aérobie et anaérobie ; cependant, les études utilisant la respirométrie pour mesurer le potentiel de biométhane (BMP), en particulier des substrats organiques mixtes, font l’objet de recherches en cours 3,4.

Les matières organiques présentes dans les eaux usées domestiques sont reconnues comme une source renouvelable viable d’énergie chimique5. La méthanisation des boues d’épuration (c’est-à-dire les boues primaires et les boues activées par les déchets) est utilisée depuis plus d’un siècle pour produire du biogaz riche en méthane dans les stations d’épuration des eaux usées (STEP) depuis plus d’un siècle6. Cependant, la digestion de plusieurs flux de déchets organiques, tels que les déchets alimentaires avec WAS, n’est devenue répandue que ces dernières années et constitue toujours un domaine de recherche actif. Les déchets alimentaires sont un flux constant de matières organiques à haute densité dans de nombreux pays développés, représentant environ 25 % de la masse des décharges aux États-Unis7. Outre le fait qu’une partie des déchets alimentaires est détournée des sites d’enfouissement, la combinaison des déchets alimentaires et de l’WAS dans un scénario de codigestion est avantageuse en raison de l’augmentation du volume de biogaz produit (par rapport à un seul flux de déchets organiques). Le biogaz contient généralement 60 à 70 % de méthane, 30 à 40 % de dioxyde de carbone et des traces d’autres gaz (par exemple, le sulfure d’hydrogène)8. Le biogaz peut être nettoyé et brûlé sur place dans les stations d’épuration des eaux usées à l’aide d’une technologie de production combinée de chaleur et d’électricité pour compenser une partie des besoins en électricité et en énergie thermique9.

Plusieurs études ont examiné le potentiel de biométhanisation et les paramètres biocinétiques du microbiote anaérobie co-digérant les déchets organiques1. Les études disponibles dans la littérature ont utilisé des tests par lots dans des bouteilles de sérum où la production de méthane est mesurée à des points discrets tout au long de l’expérience, tandis que d’autres ont mesuré la production de méthane à l’aide de débitmètres connectés directement à des bioréacteurs de laboratoire ou pilotes 2,10,11. La mesure continue de la production de méthane à l’aide d’un respiromètre, tel que celui décrit dans le présent protocole, peut fournir des mesures continues et précises du méthane à partir d’un grand nombre d’échantillons prélevés dans diverses conditions expérimentales 1,12. Bien que plusieurs études aient mesuré la production de méthane à partir de la codigestion des WAS couplée à d’autres substrats organiques, tels que les biodéchets, les graisses, les huiles, les graisses et les déchets agricoles 10,13,14, il reste beaucoup à faire pour identifier les taux de production de méthane à partir de la grande variété de scénarios de codigestion. De plus, à ce jour, aucun protocole disponible ne fournit une approche approfondie, étape par étape, à l’aide de représentations visuelles pour mesurer la production de méthane à partir de la codigestion des déchets alimentaires et des WAS. En conséquence, cette étude présente un protocole de respiromètre pour mesurer la production de méthane et dériver des paramètres biocinétiques en utilisant un mélange d’eaux usées diluées, de déchets WAS et de déchets alimentaires comme substrats. Différents rapports aliments/micro-organismes (F :M) ont été utilisés pour aider à élucider les changements dans la production de méthane. D’autres mesures incluent les solides volatils en suspension (VSS), la demande chimique en oxygène (DCO) et le pH de chaque échantillon. Ce protocole décrit la configuration du respiromètre, la création d’échantillons et les mesures critiques.

Protocole

1. Préparation du substrat

  1. Recueillir ~1,5 L d’effluent primaire, ~1 L de boues activées par les déchets (WAS).
    REMARQUE : Les échantillons WAS doivent être prélevés immédiatement avant l’expérience ; cependant, le WAS peut être stocké jusqu’à 48 h à 4 °C avant l’expérience sans impact perceptible sur son utilisation comme substrat 15,16,17.
  2. Acquérir 2 L de culture anaérobie immédiatement avant l’expérience et maintenir la culture à 35 °C. Limitez autant que possible le contact avec l’air lors du transfert du digesteur anaérobie à la bouteille de collecte.
    REMARQUE : La culture anaérobie utilisée dans cette étude a été obtenue à partir d’une usine de traitement des eaux usées traitant 8,5 MGD (38 640 m3/j) par digestion anaérobie des boues primaires d’eaux usées. Une pratique exemplaire consiste à maintenir des conditions anaérobies en rinçant la bouteille de collecte avec de l’azote gazeux avant d’acquérir une culture anaérobie13 et en maintenant des conditions anaérobies pendant le transport et l’entreposage.
  3. Recueillir les déchets alimentaires et les conserver jusqu’à 48 h avant l’expérience à 4 °C.
    REMARQUE : selon le plan d’expérience, il faut prendre soin d’identifier les déchets alimentaires avec les proportions cibles de glucides, de protéines, etc. Les proportions cibles de matières organiques dans les déchets alimentaires varieront probablement d’une expérience à l’autre. La fraction de glucides, de protéines et de lipides dans les aliments recueillis peut être estimée à partir de la littérature publiée ou évaluée à l’aide de protocoles établis (p. ex., chromatographie en phase gazeuse).

2. Préparation des compléments nutritionnels

  1. Préparez la solution de base minérale #1 en mélangeant 800 mL d’eau désionisée (DI) avec du CoCl2·6H2O (0,25 g), du FeCl3·6H2O (5 g), MnCl2·4H2O (0,05 g), NaMoO4·2H2O (0,005 g), NiCl2·6H2O (0,025 g), CuCl2·2H2O (0,007 g), ZnCl2 (0,025 g), H3BO3 (0,025 g) et Na2SeO4 (0,025 g). Diluer jusqu’à 1 L avec de l’eau désionisée (DI).
  2. Préparez la solution de base minérale #2 en mélangeant 800 mL d’eau DI avec du CaCl2 (27,7 g) et du MgCl2·.4H2O (101 g). Diluer jusqu’à 1 L avec de l’eau DI.
  3. Préparez une base nutritive en mélangeant 800 mL d’eau DI avec du NH4Cl (38,2 g) et du Na2SO4 (15 g). Ajustez le pH à 7,0 en utilisant 3,64 N de NaOH dans de l’eau DI et diluez jusqu’à 1 L avec de l’eau DI.

3. Préparation de l’échantillon

  1. Mélangez les déchets alimentaires (tableau 2) dans un mélangeur (figure 1) pour créer un mélange. Assurez-vous que le mélange est exempt de grosses particules de déchets alimentaires. Diluez les déchets alimentaires avec de l’eau DI pour faciliter le mélange. Annoter la quantité d’eau de dilution à utiliser lors du calcul des mesures de la demande chimique en oxygène (DCO). Ces déchets alimentaires dilués sont connus sous le nom de « déchets de travail ». Placez les déchets de travail dans une bouteille en plastique de 1 L et stockez-la à 4 °C.
  2. Étiquetez quatre béchers de 2 L conformément au tableau 1. Placez les béchers sur une plaque d’agitation et ajoutez une grande barre d’agitation. Combiner les déchets alimentaires, les eaux usées et la dilution (eau DI pour le contrôle et effluent primaire pour les traitements) conformément au tableau 1 dans les béchers de 2 L.
  3. Ajouter 12 ml de solution de base minérale #1, de solution de base minérale #2 et de base nutritive.
  4. Ajouter 2,4 g de NaHCO3 (poudre) dans chaque bécher et remuer pendant 30 s. Étiquetez huit flacons de respirométrie conformément au tableau 1 et ajoutez-y une barre d’agitation magnétique.
    REMARQUE : Cela créera des doublons de la commande et trois traitements à différents rapports F :M.
  5. Ajouter la culture anaérobie dans chaque bécher de 2 L conformément au tableau 1 et remuer. Mesurer immédiatement 500 ml d’un mélange du bécher à l’aide d’un cylindre gradué et le transférer dans un flacon de respiromètre étiqueté, rincer avec de l’azote gazeux, puis boucher immédiatement.
    REMARQUE : Des précautions doivent être prises pour limiter le contact du microbiote anaérobie avec l’oxygène atmosphérique (si disponible, une chambre anaérobie doit être utilisée pour le transfert).

4. Quantification des conditions initiales

  1. Utilisez l’échantillon restant de la section 3 (~200 mL) pour mesurer le pH, la DCO totale (DTCt), la DCO soluble (DCs), les solides en suspension totaux (MES) et les solides en suspension volatils (VSS) pour chaque échantillon18.
    1. Si nécessaire, diluer les échantillons avec de l’eau DI en fonction des limites de détection de l’équipement de mesure.
      REMARQUE : Les procédures du fabricant ont été utilisées pour les mesures de DCO.

5. Configuration du respiromètre

  1. Réglez le respiromètre (Figure 2) sur le réglage anaérobie faible.
  2. Appuyez simultanément sur le bouton de réinitialisation et le bouton de mise sous tension.
    REMARQUE : Il s’agit d’une spécificité du modèle utilisé dans cette étude.
  3. Réglez le refroidisseur (Figure 3) à 35,5 °C.
  4. Remplissez chaque épurateur de CO2 et d’humidité (Figure 4 et Figure 5) avec un mélange 50/50 de granulés de CaSO4 et de KOH au centre, entouré de laine de verre de chaque côté.
  5. Raccordez les tubes et les aiguilles des flacons d’échantillonnage à l’épurateur, puis de l’épurateur à l’entrée de gaz (figure 6).
  6. Sur l’ordinateur portable respiromètre, exécutez le programme de respiromètre RSA-8-v2.0.
    REMARQUE : Cette étape est spécifique au modèle utilisé dans cette étude.
  7. Sélectionnez toutes les bouteilles dans le programme et sélectionnez Modifier > étiquettes de données. Nommez toutes les bouteilles.
    REMARQUE : Cette étape est spécifique au modèle utilisé dans cette étude.
  8. Commencez à mesurer la production de gaz en activant le bouton Démarrer dans le programme. Réglez le programme pour mesurer les données à la fin de chaque demi-heure. Surveillez la production de gaz en sélectionnant Graphique des tarifs ou Graphique des volumes.
    REMARQUE : Cette étape est spécifique au modèle utilisé dans cette étude.
  9. Après l’expérience (~7 jours), arrêtez l’exécution du programme, éteignez le refroidisseur et éteignez le module RSPF. Enregistrez le fichier de données en tant que fichier CSV, puis convertissez-le en document MS Excel.
    REMARQUE : Cette étape est spécifique au modèle utilisé dans cette étude.

6. Mesures post-respiration

  1. Mesurer le pH, le TSS, le VSS et la DCO sur les échantillons finaux comme indiqué à la section 4.

Résultats

Composition des déchets alimentaires
Les déchets alimentaires utilisés dans cette étude se composaient de cinq types d’aliments différents généralement servis dans une salle à manger universitaire. Chaque échantillon d’aliment contenait des quantités variables de graisses, de glucides et de protéines, qui sont énumérés dans le tableau 2. 19 Les déchets alimentaires mélangés étaient composés de 44 % de glucides, 36 % de protéines, 16 % de graisses et 4 % d’autres matières. Une masse approximativement égale de chaque type d’aliment (56 g à 86 g) a été utilisée pour fournir un substrat organique représentatif de la salle à manger pour la codigestion anaérobie. La masse de déchets alimentaires a ensuite été modifiée pour atteindre le F :M souhaité pour chaque scénario examiné (0,3, 0,7 et 1,1).

Mesures des matières volatiles, des matières en suspension et des matières organiques
Les résultats pour la VSS initiale et finale et la demande initiale et finale en oxygène sont présentés dans le tableau 3. La demande en oxygène est présentée sous la forme d’une DBO5, qui a été convertie à partir de la DCO à l’aide du rapport de conversion accepté (DCO = 1,6DBO5)8. Comme le montre, les concentrations initiales de VSS (également représentées par la masse dans le tableau 3) ont augmenté du témoin au rapport F :M le plus élevé (1,1). Chaque F :M examiné présentait une destruction VSS, ou une conversion anaérobie des matières organiques en produits finaux gazeux de méthane et de dioxyde de carbone. En raison de la conversion, la concentration de VSS a diminué entre les mesures initiales et les mesures finales prises à la fin de l’expérience. La quantité de VSS détruites a augmenté du contrôle à des rapports F :M plus grands. De manière inattendue, la destruction de la VSS pour le scénario F :M = 0,7 a dépassé celle du scénario F :M = 1,1, peut-être en raison d’une inhibition de 1,1 dans le scénario F :M.

Les concentrations initiales de la demande en oxygène mesurées ont suivi la même tendance que les VSS, c’est-à-dire qu’elles ont augmenté du rapport F :M le plus élevé (tableau 3). À l’instar de la destruction par VSS, les concentrations de DBO5 ont diminué entre les concentrations initiales et finales, à l’exception du témoin. La demande en oxygène a augmenté chez le témoin, probablement en raison d’une décomposition endogène. Contrairement à la destruction VSS, la réduction de la demande en oxygène entre la mesure initiale et la mesure finale était relativement faible pour chaque échantillon, variant entre 1 et 3 %, et ne montrant aucune tendance par rapport F :M. Une raison possible de cette tendance est la conversion de la matière organique particulaire en matière organique soluble, qui se produit sur de longues périodes et constitue souvent une étape limitant le taux de métabolisme des consortiums microbiens anaérobies20.

Production de méthane
Les quantités et les taux de production de méthane ont varié dans la gamme des rapports F :M au cours de la période d’étude de 190 heures. Les résultats expérimentaux ont révélé que des rapports F :M plus élevés entraînaient une augmentation des volumes globaux de méthane (figure 7). Le témoin, auquel aucun substrat n’a été ajouté, a produit une petite quantité de méthane (~72 mL), probablement en raison de la quantité relativement faible de DBO5 soluble dans les boues et/ou de la désintégration endogène. Comme prévu, l’ajout de substrat dans d’autres scénarios a augmenté la production de méthane par rapport au témoin. Le scénario F :M de 0,3 a produit cinq fois plus de méthane, en volume (~354 mL), que le témoin. L’augmentation du rapport F :M à 0,7 a produit 1,6 fois plus de méthane (~574 mL) que le scénario F :M de 0,3. De même, l’augmentation du rapport F :M à 1,1 a produit 1,9 fois plus de méthane (~1098 mL) que le scénario F :M de 0,7. Les valeurs maximales observées de production volumétrique de méthane (Ymax) pour chaque rapport F :M examiné sont indiquées dans le tableau 4. Le taux de méthane produit au fil du temps a également changé avec les rapports F :M examinés. Comme le montre la figure 8, le taux de production de méthane, ainsi que la durée de la production de méthane, ont augmenté à mesure que le F :M augmentait. Par exemple, dans le scénario F :M de 0,3, il n’y a pas eu de production de méthane observée après 129 h d’étude (avec un maximum de 354 mL), tandis que le scénario F :M de 1,1 produisait encore une petite quantité de méthane à la fin de l’étude. Dans tous les scénarios, le taux de méthane produit a diminué au fil du temps en raison de la réduction de la disponibilité du substrat. Bien qu’il y ait encore une demande abondante en oxygène disponible à la fin de l’étude (tableau 3), il se peut qu’il ne s’agisse pas d’une forme biodisponible, ou qu’il y avait peut-être un accepteur d’électrons restant limité (p. ex. dioxyde de carbone) pour le microbiote anaérobie. Enfin, une comparaison du méthane produit (mL) par VSS détruit observé (mg) montre que les valeurs pour F :M de 0,3 et 0,7 ont fourni une plage de 1,3 à 1,6 mL/mg, tandis que la F :M de 1,1 a produit plus de méthane par unité de VSS détruite (3,7 mL/mg) (tableau 4). Tchobanoglous et coll. (2014) fournissent des fourchettes typiques pour le rendement en gaz par unité de solides détruits pour les matières premières courantes, afin d’inclure les graisses (~1,4 mL/mg), les graisses (~1,1 mL/mg) et les protéines (~0,7 mL/mg)8. Mata-Alvarez et coll. (2014) ont examiné des études sur la codigestion des boues d’épuration avec une variété de substrats et différents rapports de substrat (p. ex., différents rapports de WAS et de FOG), dans des bioréacteurs à l’échelle du banc d’essai et à l’échelle pilote10. Ils ont constaté que la production de méthane déclarée par unité de VSS détruite variait considérablement en fonction des substrats codigérés, ainsi que le rapport des substrats, allant de 0,2 mL à 1,1 mL de biogaz par mg de VSS détruit. Les résultats représentatifs de cette étude, en particulier pour F :M de 0,3 et 0,7, se comparent favorablement aux résultats des études comparatives.

Paramètres biocinétiques
La production de méthane au fil du temps peut être utilisée pour déterminer plusieurs paramètres biocinétiques importants. Ces paramètres biocinétiques peuvent être exploités pour prédire la production de méthane dans des scénarios similaires sans l’utilisation du respiromètre. La constante de vitesse de production de méthane, k, peut être calculée à l’aide d’un ajustement logarithmique des moindres carrés aux données du respiromètre observé pour chaque rapport F :M examiné (c’est-à-dire ceux illustrés à la figure 8). Une fonction logarithmique représentative du scénario F :M de 0,3 est y = 93,465ln(X) - 175,91. Ici, la valeur de 93,465 est exprimée en unités d’heures, qui doivent être converties en jours, puis inversées, ce qui donne un k = 0,257. Les constantes de vitesse (k) et le coefficient de détermination (R2) pour chaque rapport F :M examiné se trouvent dans le tableau 4.

La constante de vitesse peut ensuite être exploitée pour déterminer le rendement en méthane à un moment donné pour chaque rapport F :M. Le taux de méthane produit au cours du temps à partir du substrat organique peut être modélisé à l’aide de l’équation suivante [1]21 :

(1)figure-results-1

En intégrant l’équation ci-dessus entre les limites t = 0 à t = t, on obtient ce qui suit [2] :

(2)figure-results-2

où, Y = rendement en méthane à tout moment [mL] ; Ymax = rendement maximal en méthane observé à partir de l’étude du respiromètre [mL] ; k = constante de taux de production de méthane [d-1] ; t = temps [d]

Bien que l’approche de premier ordre utilisée pour élaborer les paramètres biocinétiques présentés ci-dessus offre un ajustement très raisonnable aux données expérimentales (comme l’indiquent les valeurs de R2 dans le tableau 4), d’autres études ont fait état de l’utilisation d’autres modèles pour ajuster les données de production de méthane, notamment le modèle de Gompertz modifié, le modèle à deux substrats et le modèle à cône2.

figure-results-3
Figure 1 : Mélangeur de déchets alimentaires. Mélangeur standard utilisé pour combiner les déchets alimentaires. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Respiromètre. Configuration complète du respiromètre pour mesurer la production de méthane. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Bouteille d’échantillon dans le refroidisseur de respiromètre. Vue intérieure d’un refroidisseur de respiromètre avec huit bouteilles d’échantillons. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Épurateur de respiromètre. Vue rapprochée de l’épurateur de respiromètre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Autolaveuse du respiromètre sur le module de commande. Image du respiromètre du module de commande et de la configuration de l’autolaveuse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-8
Figure 6 : Configuration de la ligne d’épuration du respiromètre. Vue rapprochée de la configuration de la ligne d’épuration entre les flacons d’échantillon et le respiromètre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-9
Figure 7 : Production totale de méthane à l’aide de différents rapports F :M. La production de méthane pour chaque F :M (0,3, 0,7, 1,1) est représentée dans le temps (0 h à 190 h). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-10
Figure 8 : Taux de production de méthane en utilisant différents rapports F :M. Le taux de production de méthane pour chaque F :M (0,3, 0,7, 1,1) est représenté dans le temps (0 h à 190 h). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Constituants de la bouteille d’échantillon avec des rapports aliments/microbes. Masse constitutive, concentration et volume de chaque F :M (0,3, 0,7, 1,1) et des bouteilles vierges. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Exemple de composition du substrat organique. Masse et pourcentage de composition des déchets alimentaires par aliment et proportion de glucides, de protéines et de graisses. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 3 : Résultat de l’échantillon en matière de matières volatiles en suspension et de demande en oxygène (± écart-type). VSS et COD pour chaque F :M (0,3, 0,7, 1,1). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 4 : Paramètres cinétiques de l’échantillon. Paramètres cinétiques calculés en fonction du rendement en méthane. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Les méthodes fournies dans ce protocole peuvent aider les chercheurs et les praticiens à déterminer le potentiel biométhane de la digestion anaérobie des flux de déchets organiques à l’aide de la respirométrie. Dans ce protocole, nous démontrons la génération de méthane à partir de la codigestion d’un flux de déchets alimentaires typique couplé à un WAS d’une station d’épuration sur une gamme de rapports F :M. Ce protocole s’ajoute à la littérature en fournissant une approche de respirométrie étape par étape pour la mesure continue de la production de méthane et la détermination des paramètres biocinétiques à l’aide d’une modélisation cinétique de premier ordre. Plusieurs autres études ont utilisé des expériences en microcosme qui mesurent la production de méthane à des moments discrets dans le temps10,22, tandis que d’autres ont mesuré le méthane à l’aide de débitmètres fixés à des bioréacteurs à flux continu à long terme, de banc ou à l’échelle pilote14,23. La respirométrie offre l’avantage de mesurer la production de méthane de manière continue dans diverses conditions expérimentales. Comme les expériences de respirométrie ne nécessitent pas la construction d’un bioréacteur, les conditions expérimentales peuvent être modifiées avec une fréquence relative par rapport à certaines expériences à l’échelle du banc ou du pilote. En raison de cet avantage, les expériences de respirométrie peuvent être utilisées pour déterminer la production de méthane à partir de la codigestion de nombreuses combinaisons de déchets organiques dans un laps de temps relativement court. Par exemple, comme prochaine étape du protocole présenté dans cette étude, les graisses, les huiles et les graisses, qui ont une énergie chimique très dense par rapport aux WAS, pourraient être codigérées avec des restes alimentaires pour quantifier les augmentations probables de la production de méthane au fil du temps. L’application de cette approche peut continuer à enrichir la littérature concernant les taux de production de méthane et les paramètres biocinétiques à travers de multiples combinaisons de substrats dans les schémas de codigestion. De plus, en plus de déterminer les combinaisons optimales de substrats, les résultats de la production de méthane et les paramètres biocinétiques peuvent être utilisés pour éclairer la modélisation de la performance dans les programmes existants, tels que ceux conçus pour le traitement des eaux usées, ou pour prédire le rendement des systèmes de codigestion lorsqu’ils passeront du laboratoire ou de l’échelle pilote à l’échelle réelle24,25.

De plus, ce protocole pourrait être modifié afin d’appliquer une alimentation en substrat adaptée au consortium microbien anaérobie. Par exemple, si un chercheur voulait examiner les impacts de l’apport exclusif de glucides ou de protéines au microbiote anaérobie, la matière première de ce protocole pourrait être modifiée en conséquence. Par ailleurs, si un chercheur voulait tester l’impact de l’ajout d’une fraction spécifique de DCO (p. ex., seulement la DCO soluble ou seulement la DCO particulaire) ou de concentrations élevées d’un substrat particulier (p. ex., acétate, acide gras volatil et produit intermédiaire du métabolisme anaérobie) sur la production de méthane, une variante de ce protocole pourrait être utilisée. Une bonne pratique observée lors de la modification d’un substrat ou de l’alternance de la F :M d’un substrat particulier consiste à maintenir la même masse de microbiote anaérobie pour chaque échantillon tout en ajustant uniquement la masse du substrat (des rapports masse/masse doivent être utilisés). En plus de modifier les substrats, les chercheurs peuvent utiliser ce protocole avec d’autres analyses pour mieux comprendre l’utilisation des substrats et la production de méthane. Par exemple, un chercheur pourrait utiliser ce protocole en conjonction avec des analyses de communautés microbiennes (p. ex., séquençage du gène de l’ARNr 16S ou métagénomique) pour mieux relier la structure de la communauté à sa fonction.

Malgré l’utilité de cette méthodologie, il existe plusieurs limites. Les respiromètres et les tests de potentiel de biométhane sont le plus souvent configurés comme des réacteurs discontinus ; Cependant, les codigesteurs anaérobies à grande échelle fonctionnent normalement comme des systèmes à flux continu avec des temps de rétention des boues supérieurs à 10 jours1. Par conséquent, les données recueillies lors d’expériences de respirométrie sont utiles pour estimer les taux de production de méthane et développer des paramètres biocinétiques, mais ces données devraient être validées sur le terrain à l’aide de digesteurs à plus grande échelle fonctionnant au fil du temps lorsque cela est possible.

De plus, il faut faire attention à la sélection et à la préparation des échantillons avant la respirométrie. Les grosses particules de déchets alimentaires fausseront les mesures VSS et COD et peuvent fournir des résultats inexacts. Si des déchets alimentaires sont utilisés comme substrat, le mélange doit être bien macéré et exempt de grosses particules alimentaires - une approche semblable à la macération dans les fosses de réception des déchets alimentaires dans les digesteurs à grande échelle. La dilution avec de l’eau DI peut aider au processus de mélange et est similaire à l’ajout d’eau couramment utilisé lorsque les restes de nourriture sont macérés à plus grande échelle. Cependant, tous les efforts doivent être faits pour s’assurer que les dilutions sont correctement mesurées et que la teneur en humidité cible est atteinte. La dilution peut facilement être une source d’erreur, surtout si des étudiants inexpérimentés exécutent ce protocole.

Étant donné que les consortiums microbiens existant en codigestion contiennent des anaérobies obligatoires, des précautions particulières doivent être prises pour éliminer (ou réduire considérablement) l’exposition à l’oxygène pendant les processus de transfert et de préparation des échantillons. L’oxygène peut être éliminé des flacons d’échantillons par rinçage à l’azote. De plus, s’il y en a, le travail de transfert de la culture anaérobie entre les flacons de prélèvement et les flacons d’échantillon du respiromètre devrait être effectué dans une chambre anaérobie. Comme le respiromètre fournit des résultats cohérents (volumes et taux de production de méthane), tout écart par rapport aux résultats attendus, par exemple un consortium microbien non viable, peut être facilement identifié vers le début de l’essai. L’utilisation d’un échantillon en double ou en trois exemplaires peut aider à identifier les tests défectueux.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions le Dr Jim Young de Respirometer Systems and Applications pour la discussion concernant le développement de ce protocole.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
103 ° ; C Four IsotempFisher Scientific13-247-737FModèle : 737F, Force Air Oven
550 ° ; C VulcanOven Neytech (Fabricant) / Cole Palmer (Fournisseur)9493308Modèle : 3-550
respiromètre aérobie/anaérobie(RSA)PF-8000Modèle : PF-8000
Balance analytiqueMettler Toledo30029075Modèle : ME204E, Limite de détection : 0,1 mg
Mélangeur à smoothie avec pot en plastique de 56 ozHamilton Beach50190FModèle : 50190F
Flacons COD TNT Plus Test de flaconHACHTNT821TNT 821, 3&ndash ; 150 mg/L
FLACONS DE MORUE TNT Plus Flacon d’essaiHACHTNT822TNT 822, 20&ndash ; 1500 mg/L DESICATEUR DCO
SP Bel-Art942070050Modèle : SP Scienceware
Système d’eau ioniséeMilli-QZIQ7010T0CIQ 7010 Pure & Système de purification d’eau ultrapure
Anhydrus CaSO4W.A. Hammond Drierite Company130018 mailles, 1 lb
Filtres en fibrede verre Whatman (Fabricant) / Cole-Parmer (Fournisseur)1827-150Modèle : 934-AH
Bloc de digesteur de chaleurHACHDRB200-02DRB 200
Agitateur à plaque chauffanteCorning6795-620DModèle : PC-620D
Azote de qualité industrielle (bouteille comprimée)Air GazNI UHP300300 pieds cubes
Pellets (KOH)Fisher ScientificAC134062500500 g
pH-mètreFisher Scientific13-636-AP115AP115, Accumet
pH mètre Spectrophotomètre UVHACHLPV400.99.00012DR 3900
Pompe à videGAST1HAB-25-M100X
Système et applications de

Références

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