Article de méthode

Production de lots de vecteurs associés à l’adénographie à haut rendement à l’aide de cellules en suspension HEK293

DOI :

10.3791/66532

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26 avril 2024

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1Laboratory for Regeneration of Sensorimotor Systems, Netherlands Institute for Neuroscience, Royal Netherlands Academy of Arts and Sciences (KNAW), 2Centre for Neurogenomics and Cognitive Research, Amsterdam Neuroscience, Vrije Universiteit Amsterdam

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, un protocole de production d’AAV à base de cellules HEK293 en suspension est présenté, ce qui permet de réduire le temps et la main-d’œuvre nécessaires à la production de vecteurs à l’aide de composants disponibles à des fins de recherche auprès de fournisseurs commerciaux.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les vecteurs viraux adéno-associés (AAV) sont un outil remarquable pour étudier le système nerveux central (SNC). Capsides innovantes, telles que l’AAV. PHP.eB, démontrent une transduction étendue du SNC par injection intraveineuse chez la souris. Pour obtenir une transduction comparable, un titre 100 fois plus élevé (au moins 1 x 1011 copies du génome/souris) est nécessaire par rapport à l’injection directe dans le parenchyme du SNC. Dans notre groupe, la production d’AAV, y compris l’AAV. PHP.eB s’appuie sur des cellules HEK293T adhérentes et la méthode de triple transfection. L’obtention de rendements élevés d’AAV avec des cellules adhérentes implique un processus à forte intensité de main-d’œuvre et de matériel. Cette contrainte a incité le développement d’un protocole de culture cellulaire en suspension dans des tubes coniques. Les AAV générés dans les cellules adhérentes ont été comparés à la méthode de production en suspension. Culture en suspension à l’aide de réactifs de transfection Polyéthylénimine ou TransIt ont été comparées. Les vecteurs AAV ont été purifiés par ultracentrifugation par gradient d’iodixanol suivie d’un échange de tampon et d’une concentration à l’aide d’un filtre centrifuge. Avec la méthode adhérente, nous avons obtenu une moyenne de 2,6 x 1012 copies du génome (GC) au total, tandis que la méthode en suspension et la polyéthylénimine ont donné 7,7 x 1012 GC au total, et TransIt a donné 2,4 x 1013 GC au total. Il n’y a pas de différence dans l’efficacité de la transduction in vivo entre les vecteurs produits avec des adhérents et ceux du système de cellules en suspension. En résumé, un protocole de production d’AAV à base de cellules HEK293 en suspension est introduit, ce qui permet de réduire le temps et la main-d’œuvre nécessaires à la production de vecteurs tout en obtenant des rendements 3 à 9 fois plus élevés en utilisant des composants disponibles auprès de fournisseurs commerciaux à des fins de recherche.

Introduction

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Le virus adéno-associé (AAV) a été découvert en 1965 et a depuis été utilisé dans une myriade d’applications1. Les AAV ont été utilisés dans la recherche en neurosciences pour étudier les gènes et la fonction neuronale, cartographier les neurocircuits ou produire des modèles animaux pour la maladie2. Traditionnellement, cela se fait en injectant directement sur le site d’intérêt, car la plupart des sérotypes naturels ne traversent pas la barrière hémato-encéphalique ou n’ont pas besoin d’une dose élevée pour le faire 1,2,3.

Avec la découverte de l’AAV. PHP.B4 et les capsides de nouvelle génération telles que l’AAV. PHP.eB5 et AAV. CAP-B106, il est possible de cibler le système nerveux central (SNC) par une simple injection systémique. La cartographie spatiale révèle les cellules ciblées par AAV. PHP.eB au niveau cellulaire 6,7. En combinaison avec des promoteurs/amplificateurs spécifiques, ces capsides offrent de nombreuses possibilités aux neuroscientifiques d’étudier les gènes et la fonction cérébrale par administration non invasive d’AAV 4,8.

Alors qu’une dose plus faible est nécessaire pour l’AAV. PHP.eB (généralement 1 à 5 x 1011 copies du génome (GC)/souris) par rapport à AAV9 (4 x 1012 GC/souris)7, il faut produire encore plus de vecteurs par rapport aux stratégies d’injection directe (généralement 1 x 109 GC/μL injection). La plupart des sérotypes naturels peuvent être produits en utilisant le système classique de culture cellulaire adhérente en combinaison avec la purification à l’iodixanol 9,10,11,12. Pour AAV. PHP.eB : cela implique un processus laborieux de culture et de transfection des cellules afin d’obtenir suffisamment de vecteurs pour une expérience8. Par conséquent, la production d’AAV en culture cellulaire en suspension dans des tubes coniques a été développée. Les tubes coniques, d’une capacité allant jusqu’à 300 ml, sont compacts, ce qui permet d’économiser à la fois de l’espace dans l’incubateur et des plastiques. Les cellules en suspension sont beaucoup plus faciles à cultiver et à manipuler en grande quantité que les cellules adhérentes sur des plaques de 15 cm. Les composants de transfection du protocole restent les mêmes. Par conséquent, les plasmides précédemment utilisés avec le système adhérent peuvent facilement être utilisés dans ce protocole basé sur la production dans des cellules en suspension. Le protocole a été transféré avec succès à d’autres chercheurs du laboratoire et utilisé avec succès pour diverses capsides et constructions.

Protocole

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Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Académie royale des sciences des Pays-Bas (KNAW) et étaient conformes à la loi néerlandaise sur l’expérimentation animale dans le cadre du projet numéro AVD8010020199126. La figure 1 présente un aperçu schématique de l’ensemble du protocole. De l’ensemencement des cellules à la purification des AAV, le protocole prend 6 jours.

1. Préparation des réactifs

  1. Purification de plasmides
    1. Effectuer l’extraction des plasmides comme décrit par le fabricant avec quelques ajustements pour assurer la stérilité des plasmides.
    2. Préparez de l’éthanol à 70 % en utilisant de l’eau distillée stérile et de l’éthanol absolu.
    3. Après l’étape de centrifugation à l’isopropanol, sécher les plasmides dans la hotte de l’armoire d’écoulement et ajouter de l’éthanol stérile à 70 % dans les tubes. Après la précipitation de l’éthanol, sécher les plasmides dans la hotte de l’armoire à écoulement et remettre le plasmide en suspension dans de l’eau distillée stérile. Veillez à utiliser des tubes de microcentrifugation stérilisés.
    4. Prenez une aliquote pour la quantification, l’analyse de restriction et, si nécessaire, le séquençage. Il est conseillé de vérifier l’intégrité des répétitions terminales inversées (RTI) car les mutations peuvent avoir un impact négatif sur le rendement. Ajuster la concentration de l’échantillon à 1 μg/μL.
  2. Préparation de 10x tampon de lyse Tween
    1. Dissoudre 30,3 g de tampon Tris et 2,033 g de MgCl2,6H 2O dans 400 mL d’eau distillée stérile, régler le pH à 8,0 et augmenter le volume total à 450 mL.
    2. Gardez Tween 20 stérile, ajoutez 50 mL de Tween 20 à la solution tampon dans la hotte et filtrez la stérilisation à l’aide d’un filtre sous vide de 0,2 μM.
  3. Dilutions d’iodixanol
    1. La solution d’iodixanol est fournie à une concentration de 60 %. Utilisez la solution de départ pour préparer des solutions à 15 %, 25 % et 40 %.
    2. Pour une solution à 15 %, diluer 60 mL de solution à 60 % avec 48 mL de 5 M NaCl et 48 mL de PBS-MK (5 x PBS avec 5 mM de MgCl2 et 12,5 mM de KCl), et ajouter de l’eau distillée jusqu’à 240 mL.
    3. Pour une solution à 25 %, diluer 67 mL de solution à 60 % et 32 mL de PBS-MK. Ajouter de l’eau distillée jusqu’à 160 ml. Bien mélanger et ajouter 1,6 mL de solution de rouge de phénol.
    4. Pour une solution à 40 %, diluer 160 mL de solution à 60 % avec 48 mL de PBS-MK et ajouter de l’eau distillée jusqu’à 240 mL. Pour une solution à 60 %, ajouter 1 mL de rouge de phénol à 100 mL de solution à 60 %.
  4. Solution de saccharose PBS à 5 %
    1. Ajouter 25 g de saccharose dans une bouteille de 500 mL de DPBS sans calcium ni magnésium. Bien agiter et filtrer à l’aide d’un filtre sous vide de bouteille de 0,2 μM.
  5. Solution de polyéthylène glycol (PEG) 8000
    1. Dissoudre 400 g de PEG 8000 et 24 g de NaCl dans de l’eau distillée stérile et ajuster à un volume final de 1000 mL. Remuer avec chaleur jusqu’à dissolution complète. Ajustez le pH à 7,4 à l’aide de papier pH.
    2. Filtrer la stérilisation à l’aide d’un filtre sous vide de bouteille de 0,2 μM pour obtenir une solution PEG 8000 à 40 %. Notez que la filtration prendra un certain temps en raison de la viscosité de la solution stockée à 4 °C.

2. Culture de cellules en suspension HEK293

  1. Utilisez des lingettes imbibées d’éthanol à 70 % pour le nettoyage. Nettoyez le capot de biosécurité, préparez et nettoyez tout le matériel nécessaire à la culture des cellules.
  2. Préchauffer 30 mL de milieu de suspension à 37 °C dans un tube de culture conique de 50 mL. Récupérer des cellules de production virales à partir d’azote liquide. Décongeler rapidement les cellules dans un bain-marie à 37 °C. Juste avant que le flacon ne soit complètement décongelé, nettoyez-le avec une lingette imbibée d’éthanol à 70 % et transférez le flacon dans le capot de biosécurité.
    REMARQUE : Les détails des cellules de production virale utilisées ici sont fournis dans la table des matières.
  3. Transférer rapidement les cellules dans le tube de culture conique préchauffé de 50 ml. Cellules de culture dans un incubateur à agitation à 37 °C, 80 % d’humidité, 8 % de CO2, 200 tours par minute (RPM) et un diamètre d’agitation de 50 mm. Cellules de passage, une fois que la viabilité est supérieure à 90 % et que la densité cellulaire est supérieure à 1-3 x 106 cellules/mL.
    REMARQUE : L’incubateur utilisé a un diamètre d’agitation de 50 mm ; Les conditions de culture doivent être ajustées pour un diamètre d’agitation différent.
  4. Cellules de passage 3-4 jours après décongélation. Vérifier les tubes de culture pour s’assurer qu’il n’y a aucun signe de contamination ; Par exemple, le champignon apparaîtra sous la forme d’un anneau décoloré (noir ou vert).
  5. Préparer 400 μL de solution de bleu de trypan à 0,4 % par échantillon à l’aide d’une bande de 1 mL.
  6. Récupérez rapidement les cellules de suspension de l’incubateur. Extraire immédiatement 500 μL du tube à l’aide d’une bande de 1 mL. Pipeter doucement de haut en bas.
  7. Ajouter 100 μL de suspension cellulaire dans le tube de bleu trypan préparé. Retournez doucement le tube pour mélanger ; Ne pas pipeter pour mélanger, car cela entraînerait la mort cellulaire. Remettre les cellules dans l’incubateur.
  8. Prélever 50 μL de suspension cellulaire traitée au bleu trypan et l’appliquer sur la lame de l’hémocytomètre. Comptez le nombre total de cellules viables et calculez la quantité de suspension cellulaire et de milieu nécessaire pour le passage ou la transfection le lendemain.
  9. Chauffer le milieu dans l’incubateur pendant 10-15 min. Ajouter la suspension cellulaire au milieu réchauffé et remettre dans l’incubateur. Pour les cellules de passage pendant 3 jours (c.-à-d. du lundi au jeudi), réglez sur 0,5 x 106 cellules/mL ; pour les cellules de passage pendant 4 jours (c.-à-d. du jeudi au lundi), réglez à 0,3 x 106 cellules/mL.
    REMARQUE : Selon le fabricant, les cellules de production virale doublent toutes les 26 heures et doivent être comprises entre 3,5 x 106 et 5,5 x 106 avant de passer. Les cellules peuvent être conservées jusqu’au passage 20.

3. Transfection

  1. Jour 1
    1. À 24 h avant la transfection, cultiver 1 x 106 cellules par mL dans 300 mL de milieu.
  2. Jour 2
    1. Milieu chaud, plasmides et réactif de transfection à température ambiante. Pour connaître les montants à préparer, voir le tableau 1.
    2. Brièvement des plasmides et des réactifs vortex. Ajouter les plasmides au milieu préparé, vortex. Ajouter brièvement le réactif de transfection et le vortex. Ne pas agiter le mélange après cette étape. Incuber à température ambiante pendant 30 min.
    3. En attendant, comptez les cellules préparées le jour 1. Les cellules doivent être entre 2 et 2,5 x 10,6 cellules par ml et > viables à 95 %.
    4. Après l’incubation, ajoutez le mélange de transfection dans les cellules tout en remuant doucement le tube. Incuber pendant 72-96 h.

4. Récolte des cellules

  1. Jour 5
    1. Ajouter 33 mL de tampon de lyse cellulaire 10x (500 mM Tris pH 8, 10 % Tween 20, 20 mM MgCl2), mélanger en agitant doucement et incuber à 37 °C pendant 1,5 h en agitant.
    2. Centrifuger à 3428 x g à 4 °C pendant 60 min. Filtrer à travers un filtre sous vide PES de 0,45 μM pour clarifier le lysat cellulaire, en laissant le lysat clarifié dans le récipient du filtre.
      REMARQUE : Facultatif après filtration : prélever 50 μL d’échantillon pour la PCR quantitative (Q-PCR).
    3. Ajouter 90 mL de solution de PEG 8000 à 40 % à 360 mL de lysat cellulaire filtré.
    4. Nettoyez le barreau avec de l’éthanol à 70 % et ajoutez-le à l’échantillon. Remuer sur glace ou dans la chambre froide à 300 tr/min pendant 1 h. Incuber à 4 °C sans remuer pendant la nuit.
      REMARQUE : Des temps d’incubation de 1 h à 72 h ont été testés. Des temps d’incubation plus longs ont un effet négatif sur la précipitation globale des protéines.

5. Purification à l’iodixanol

  1. Jour 6
    1. Transférer l’échantillon de volume de culture précipité dans un grand tube conique propre et centrifuger à 2820 x g et 4°C pendant 15 min.
    2. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille de PEG dans 15 mL de DPBS avec du calcium et du magnésium. Le plomb est difficile à remettre en suspension ; Prenez le temps de le faire avec soin.
    3. Transférez la partie remise en suspension dans un tube propre de 50 ml. Le PEG restera sur les côtés du tube du bioréacteur. Ajouter 10 ml supplémentaires en prenant soin de recueillir tout le précipité PEG. Transférez le tout dans un contenant de 50 ml pour un volume total de 25 à 30 ml.
    4. Ajouter 40 μL de DNaseI (10 U/μL). Placer dans l’incubateur pendant 1 h 37°C.
      REMARQUE : Facultatif après l’incubation de DNase : prélever 50 μL d’échantillon pour la Q-PCR.
    5. Nettoyez les barres d’agitation utilisées pour la précipitation du PEG avec une solution de chlorure suivie d’éthanol à 70 %. Laissez les barres d’agitation dans de l’éthanol à 70 % pour la prochaine expérience.
    6. Remplir un tube en polyallomère de 25 mm x 89 mm à l’aide d’une pipette Pasteur en verre avec 15,5 mL de lysat cellulaire concentré dans chaque tube. Après avoir ajouté du lysat cellulaire, remplacez la pipette Pasteur en verre par une nouvelle.
    7. Ajouter des solutions d’iodixanol de 15 % à 60 % : infuser doucement 9 mL de la solution d’iodixanol à 15 % sous le lysat cellulaire. Ensuite, ajoutez 5 mL des solutions d’iodixanol à 25 % et 40 %, et enfin, ajoutez 5 mL de la solution d’iodixanol à 60 %.
    8. Complétez le tube à l’aide d’une seringue avec DPBS +/+ pour éliminer la plupart des bulles d’air, en prenant soin de ne pas perturber les couches d’iodixanol. Scellez le tube à l’aide d’un surmatelas électrique.
    9. Centrifuger dans un rotor sans rotation pendant 1 h 10 min à 490 000 x g à 16 °C dans une ultracentrifugeuse. Retirer de l’ultracentrifugeuse, assembler les tubes dans un fermoir métallique et préparer les tubes de prélèvement. Ouvrez le rotor dans le capot en cas de déversement pendant l’essorage.
    10. Préparez un tube de 50 ml (pour jeter le tube du rotor), un tube de 15 ml (pour recueillir le virus), une seringue de 5 ml et une aiguille de 30 G et 19 G par gradient.
    11. Percez un trou dans le haut du tube avec une aiguille de 30G. Laissez l’aiguille en place. Placez une aiguille de 19 G sur la seringue.
    12. Percez soigneusement le tube juste en dessous de l’interface 40%/60%, ce qui est visible par l’indicateur rouge phénol. Assurez-vous que le biseau de l’aiguille est face à la couche de 40 %.
    13. Retirez l’aiguille 30G du haut du tube en utilisant la main non dominante. Avec l’aiguille biseautée, extrayez lentement le virus/iodixanol. L’objectif est d’extraire entre 3 mL et 4,5 mL. À peu près à mi-chemin et bien dans la couche 40%/claire, tournez l’aiguille pour que le biseau soit orienté vers le bas et continuez à extraire pour éviter la collecte de la couche de protéines.
    14. Préparez le tube de 50 ml avec la main non dominante, extrayez soigneusement l’aiguille tout en plaçant le tube dans le tube de 50 ml et jetez-le. Diluer la suspension AAV/iodixanol 5x dans DPBS en remplissant jusqu’à 15 mL.
    15. Transférer dans un tube filtrant centrifuge et centrifuger à 3428 x g, 4 °C pendant 10 min. Jeter l’écoulement continu ; Retirez délicatement le support du filtre et versez le récipient inférieur dans une bouteille à déchets. Ajouter 15 mL de saccharose PBS-5 % au filtrat et remettre en suspension.
    16. Centrifuger à 3428 x g à 4 °C pendant 20 min. Répétez l’échange de tampon au moins 3 fois. Stocker le virus (~150-250 μL) à 4 °C (PHP. B (3 mois maximum) ou aliquote dans des aliquotes de 50 μL et stockées à -80 °C à long terme.
      NOTE : PHP. Les variantes de la capside B sont sensibles au gel/dégel, il faut donc éviter cela.
    17. Effectuer le titrage comme décrit dans un protocole précédent10.

Résultats

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La plupart des laboratoires universitaires utilisent des cellules HEK293T adhérentes pour la production d’AAV 8,9. Bien que cela fonctionne relativement bien lorsque de petites quantités d’AAV sont nécessaires pour l’injection directe, un titre 100 fois plus élevé (au minimum 1 x 1011 GC/souris) est nécessaire pour obtenir une transduction similaire avec des capsides systémiques telles que l’AAV. PHP.eB.

Dans ce protocole, la production d’AAV à l’aide de cellules HEK293 en suspension cultivées dans des tubes coniques a été établie. Les cultures à petite échelle peuvent être effectuées dans des tubes de 50 ml et à grande échelle dans des tubes de 600 ml. Pour des agitateurs spécifiques (voir tableau des matériaux), un rack peut être utilisé dans lequel jusqu’à 16 grands tubes peuvent être cultivés simultanément. Ce rack est utilisé en combinaison avec des inserts spéciaux pour les tubes de 50 mL (Figure 2A). Ce système offre un gain de temps significatif pour le segment de culture et de transfection de ce protocole. La mise en place initiale de la production a été réalisée avec des constructions rapporteures pour la luciférase et la protéine fluorescente verte (GFP)10,11. En parallèle, la construction GFP a été produite en 12 plaques de 15 cm2 comme décrit dans un protocole12 publié précédemment. En moyenne, un rendement total de 7,7 x 1012 GC a été obtenu avec la polyéthylénimine (PEI) et de 2,4 x 1013 GC avec TransIt (figure 2B). Pour l’Île-du-Prince-Édouard, il s’agit d’une amélioration de près de 3 fois ; pour TransIt, il s’agit d’une amélioration de 9,2 fois par rapport aux titres obtenus avec la culture adhérente (2,6 x 1012). Lorsqu’il est utilisé pour transfecter des cellules en suspension, TransIt donne environ 3 fois plus de rendement que l’IPE (Figure 2B).

Par la suite, les performances des vecteurs AAV ont été testées in vivo. Les vecteurs GFP ont été produits avec PEI et TransIt et comparés aux vecteurs GFP produits avec le système adhérent classique. 4 semaines après l’injection, des souris (6 semaines C57BL/6 souris femelles pesant 20-25 g) ont été sacrifiées, et l’expression de la GFP dans le cerveau de la souris a été évaluée par histologie (Figure 3A). Une analyse comparative a été effectuée sur des coupes de cerveau sagittal. Aucune différence n’a été observée dans le modèle de transduction du virus produit à l’aide de ces méthodes de production (figure 3B). L’activité luciférase des vecteurs produits à l’aide de l’une ou l’autre méthode a également été évaluée. La transduction a été mesurée in vivo pendant 3 semaines ; le profil d’expression dans le temps est similaire quel que soit le réactif de transfection utilisé (Figure 4).

Ensuite, le protocole a été testé et mis en œuvre par d’autres membres de l’équipe (tableau 2). La production d’autres capsides avec l’IPE a été couronnée de succès, donnant un rendement moyen de 3,5 x 10 vecteursGC 12 . Pour la production de capside B10, une amélioration de 3 fois peut être obtenue en utilisant TransIt par rapport à PEI. Pour un autre projet, plusieurs constructions regroupées dans AAv.PHP.eB ont donné un rendement moyen de 3,7 x 1012, ce qui est suffisant pour injecter 7 souris par voie intraveineuse à une dose de 5 x 1011 GC par souris. Ces résultats illustrent que le protocole peut être utilisé avec succès par plusieurs chercheurs pour diverses combinaisons de capsides et de constructions.

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Figure 1 : Vue d’ensemble schématique de la production. Le jour 1 (J1), les cellules sont cultivées dans des tubes de 300 mL. Au jour 2 (J2), les cellules sont transfectées avec les plasmides correspondants. Le jour 5 (J5), les cellules sont récoltées et lysées à l’aide d’un tampon de lyse d’interpolation 10x. Après lyse, les débris cellulaires sont éliminés par centrifugation. Par la suite, le lysat cellulaire est filtré pour éliminer les grosses protéines, et le virus AAV est précipité à l’aide de polyéthylène glycol (PEG) 8000. Le jour 6 (J6), la purification et la concentration de l’iodixanol sont effectuées. Le concentré de PEG de la veille est traité avec de la DNase et ensuite placé à travers un gradient d’iodixanol. Les vecteurs purifiés sont ensuite dessalés et concentrés à l’aide d’un filtre centrifuge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Configuration de l’incubateur et rendements des AAV. (A) Les cellules de production virales sont cultivées dans un incubateur à agitation d’un diamètre d’agitation de 50 cm. Cet incubateur est équipé d’une plaque d’adaptation pour tubes de 600 mL et d’inserts spéciaux pour tubes de 50 mL produits par le département mécatronique. (B) Après la configuration initiale, les constructions rapporteures utilisent soit la polyéthylène (PEI ; 7,7 x 1012 GC au total, n = 5) ou TransIt (2,4 x 1013 GC au total, n = 5) comme méthode de transfection et comparées aux rendements obtenus avec la méthode adhérente classique (2,6 x 1012 GC au total, n = 5) comme décrit dans Verhaagen et al.12. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Profil d’expression de la GFP après évaluation in vivo. (A) Représentation schématique d’une construction vectorielle AAV typique contenant le promoteur omniprésent CMV amplificateur immédiat-précoce, le promoteur de β-actine de poulet et le site d’accepteur d’épissage de la β-globine (CAG) de lapin, suivis de la protéine fluorescente verte (GFP), de l’élément régulateur post-transcriptionnel (WPRE) du virus de l’hépatite Woodchuck (WHV) et d’une queue de polyadénylation (pA)13. Ici, des souris femelles de 6 semaines (n = 3) ont reçu une injection dans la veine de la queue contenant 5 x 1011 copies génomiques totales (gc)/souris. 4 semaines après l’injection, les souris ont été sacrifiées et les cerveaux ont été analysés par histologie. (B) Représentation représentative du modèle de transduction en coupes sagittales, en utilisant des cellules de HEK293T adhérentes et des cellules en suspension avec du réactif de transfection en polyéthylène (PEI) ou TransIt, un modèle de transduction similaire est observé quelle que soit la méthode de production utilisée. Barre d’échelle = 1000 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Activité de la luciférase similaire quelle que soit la méthode de transfection. (A) Représentation schématique de la construction utilisée contenant le promoteur omniprésent CMV amplificateur immédiat-précoce, promoteur de β-actine de poulet et de luciférase (LUC) du site d’épissage de la β-globine de lapin avec un marqueur V5 et une queue de polyadénylation de l’hormone de croissance bovine (BGHpA), 5 x 1011 GC total/souris (n = 3) a été injecté via la veine de la queue, l’activité de la luciférase dans la région crânienne (entourée en rouge, dans l’image d’exemple) car l’image bioluminescente a été mesurée chaque semaine. (B) L’activité bioluminescente a été mesurée sous forme d’unités de luminescence relative (RLU) représentées par une barre bleue pour la production de l’Île-du-Prince-Édouard et une barre brune pour TransIt. Aucune différence significative dans l’activité de la luciférase dans la zone cérébrale sélectionnée n’a été observée entre les groupes. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Paramètres de transfection. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Rendements du protocole mis en œuvre. Protocole de suspension utilisé par d’autres chercheurs pour produire de l’AAV. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

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L’administration systémique d’AAV est un outil puissant pour le transfert de gènes vers le SNC ; cependant, la production d’AAV est un processus coûteux et laborieux. En utilisant des cellules en suspension, la main-d’œuvre et les plastiques sont réduits par rapport à la culture adhérente de HEK293T sur des plaques de 15 cm2 . De plus, les tubes coniques mis en œuvre ici sont faciles à manipuler et maximisent l’utilisation de l’espace de laboratoire. Le protocole a été mis en place par deux chercheurs et appliqué par la suite par d’autres dans le laboratoire. Une série de productions menées par trois chercheurs indépendants a donné, en moyenne, suffisamment de vecteurs par lot pour injecter 6 à 7 souris.

L’utilisation de cellules de suspension HEK293 a été décrite précédemment13,14. Cependant, la lignée cellulaire en suspension décrite n’est pas librement disponible à des fins de recherche. Il s’agit d’un goulot d’étranglement pour les chercheurs universitaires lorsqu’ils appliquent les méthodes décrites. La lignée cellulaire en suspension décrite dans ce protocole est disponible gratuitement à des fins de recherche. La culture des cellules en suspension a été réalisée dans des tubes coniques au lieu d’Erlenmeyer pour gagner de l’espace et du temps. Avec Erlenmeyer, jusqu’à 4 productions peuvent être cultivées simultanément, contre 12 productions utilisant des tubes coniques. Les tubes coniques peuvent être directement transférés à la centrifugeuse pour la récolte.

Une autre possibilité pour un système de culture cellulaire en suspension est le système baculoviral. Un avantage du système baculo est que ces cellules et ces milieux sont accessibles au public et peuvent facilement être appliqués. Pour les universitaires, des référentiels tels qu’Addgene sont disponibles, contenant une grande bibliothèque de plasmides de transfert AAV prêts à l’emploi12. Bien que ceux-ci puissent également avoir des mises en garde, comme des ITR défectueux, ils constituent une bonne source pour les expériences plug-and-play. Le choix a été fait de conserver un système de production basé sur HEK293 car les plasmides disponibles peuvent être directement utilisés pour la production sans transfert de la construction au baculovirus.

Pour la transfection, la polyéthylèneimine est relativement bon marché et est donc le réactif de transfection de choix. Comme alternative, une nouvelle méthode de transfection (TransIt) a été évaluée pour augmenter le rendement des vecteurs. Une amélioration de trois fois a été observée en utilisant la moitié de la quantité de plasmides. Cela fait de TransIt un réactif de transfection alternatif intéressant lorsque des stocks plus importants sont nécessaires. Une limite de cela est le coût, ce qui le rend moins intéressant pour les petits lots.

En résumé, un protocole est présenté ici qui peut être utilisé pour produire des AAV à haut rendement dans des cellules en suspension dans un laboratoire universitaire. Des outils sont décrits qui peuvent être utilisés dans un laboratoire universitaire pour produire de l’AAV à haut rendement.

Déclarations de divulgation

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Un échantillon gratuit de TransIT a été fourni par Mirus pour les tests initiaux, après quoi le réactif a été acheté pour une utilisation ultérieure. Les auteurs n’ont pas d’autres intérêts financiers concurrents à signaler.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par une subvention du fonds de recherche de l’Académie royale des arts et des sciences des Pays-Bas (KNAW) et une subvention de Start2Cure (0-TI-01). Nous remercions Leisha Kopp pour sa contribution et ses conseils dans la mise en place du protocole. Les figurines ont été créées à l’aide de Biorender.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
39 mL, tube en polypropylène rond à joint rapide, 25 x 89 mm - 50PqtBeckman Socter342414
Adaptateur 600 mL Tubes coniques, pour rotor S-4x1000,  ;eppendorf5920701002
Plaque d’adaptation pour 16 bioréacteurs de 600 mlInfors HT/ TPP587633
bouchons étanches aux aérosols, pour seaux ronds de 750 mL Centrifugeuse5820747005eppendorf
5920 R G, 230 V, 50-60 Hz, avec rotor S-4x1000, godets ronds et adaptateur 15 mL/50 mL Tubes coniqueseppendorf5948000315
Eau distilléeGibco
DNase I recombinante, sans RNaseRoche4716728001
DNase I recombinante, sans RNaseRoche4716728001
DPBS, calcium, magnésiumGibco14040091
DPBS, sans calcium, sans magnésiumGibco14190144
Fisherbrand Unités de filtration PES jetables 0,2Fisher
Fisherbrand Unités de filtration PES jetables 0,45Fisher
pour tubes de culture de 50 ml convient également au tube de fauconInfors HT/ TPP31362
Support pour tube de culture cellulaire de 600 mlInfors HT/ TPP66129
Incubateur Minitron 50 mmInfors HT500043
LV-MAX Milieu de productionGibco
N-Tray UniversalInfors HT/ TPP31321
OptiPrep - IodixanolSerumwerk bernburg1893
PEI MAX - Chlorhydrate de polyéthylénimine linéaire de qualité transfection (MW 40,000)Poly-sciences24765-100
Solution de rouge de phénol  ;Sigma-Aldrich72420100
Poly(éthylène glycol) 8000Sigma-Aldrich89510
TransIT-VirusGENMirusMir 6706
Trypan Blue Solution, 0,4 %Gibco5250061
TubeSpin Bioreactors-50mlTTP87050
Bioreactors-600mlTTP87600
Cellules de Production ViraleGibcoA35347
Vivaspin 20 MWCO 100 000Cytvia28932363
15230147FB12566504 Support FB12566505 A3583401

Références

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  1. Zhou, K., Han, J., Wang, Y., Zhang, Y., Zhu, C. Routes of administration for adeno-associated viruses carrying gene therapies for brain diseases. Front Mol Neurosci. 15, 988914(2022).
  2. Pietersz, K. L., et al. PhP.B Enhanced adeno-associated virus mediated-expression following systemic delivery or direct brain administration. Front Bioeng Biotechnol. 9, 679483(2021).
  3. Zhang, H., et al. Several rAAV vectors efficiently cross the blood–brain barrier and transduce neurons and astrocytes in the neonatal mouse central nervous system. MolTher. 19 (8), 1440-1448 (2011).
  4. Deverman, B. E., et al. Cre-dependent selection yields AAV variants for widespread gene transfer to the adult brain. Nat Biotechnol. 34 (2), 204-209 (2016).
  5. Chan, K. Y., et al. Engineered AAVs for efficient noninvasive gene delivery to the central and peripheral nervous systems. Nat Neurosci. 20, 1172-1179 (2017).
  6. Goertsen, D., et al. AAV capsid variants with brain-wide transgene expression and decreased liver targeting after intravenous delivery in mouse and marmoset. Nat. Neurosci. 25 (1), 106-115 (2022).
  7. Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nat Biotechnol. 27 (1), 59-65 (2008).
  8. Challis, R. C., et al. Systemic AAV vectors for widespread and targeted gene delivery in rodents. Nat Protoc. 14 (2), 379-414 (2019).
  9. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Production Holt, M. G. purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. J Vis Exp. (143), e58960(2019).
  10. Fagoe, N. D., Eggers, R., Verhaagen, J., Mason, M. R. J. A compact dual promoter adeno-associated viral vector for efficient delivery of two genes to dorsal root ganglion neurons. Gene Thr. 21 (3), 242-252 (2014).
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Mots-clés

Production d AAVvecteurs ad no associ sAAV haut rendementtransfection triplegradient d iodixanoltransfection la poly thyl neiminefiltration centrifugesyst me nerveux centralpurification de vecteurs viraux

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