Technique chirurgicale d’implantation osseuse pour les modèles de tibia de rat de diabète et d’ostéoporose

Summary

La pose d’implants dans un modèle de rat est une procédure expérimentale essentielle pour la recherche clinique. Cette étude présente un protocole chirurgical complet pour l’implantation d’implants en titane dans le tibia de modèles de rats atteints de diabète et d’ostéoporose.

Abstract

Le rat a longtemps servi de modèle animal précieux en dentisterie implantaire et en orthopédie, en particulier dans l’étude des interactions entre les biomatériaux et le tissu osseux. Le tibia du rat est fréquemment choisi en raison de son accès chirurgical facile à travers de fines couches de tissus (peau et muscle) et de la forme aplatie de sa face médiale, facilitant l’insertion chirurgicale de dispositifs intra-osseux. De plus, ce modèle permet l’induction de maladies spécifiques, imitant diverses conditions cliniques pour évaluer les réponses biologiques à différentes conditions d’implant telles que la géométrie, la texture de surface ou les indices biologiques. Cependant, malgré sa structure corticale robuste, certains dispositifs intra-osseux peuvent nécessiter des adaptations de conception et de taille pour une implantation réussie. Par conséquent, l’établissement de méthodes chirurgicales standardisées pour manipuler les tissus mous et durs dans la région d’implantation est essentiel pour garantir un placement correct de l’implant ou du dispositif à vis, en particulier dans des domaines tels que la dentisterie implantaire et l’orthopédie. Cette étude a porté sur quatre-vingts rats Sprague Dawley divisés en deux groupes en fonction de leurs maladies respectives : le groupe 1 avec l’ostéoporose et le groupe 2 avec le diabète de type 2. Les implantations ont été réalisées à 4 semaines et à 12 semaines, le même chirurgien suivant une technique chirurgicale cohérente. Une réponse biologique positive a été observée, indiquant une ostéointégration complète de tous les implants placés. Ces résultats valident le succès du protocole chirurgical, qui peut être répliqué pour d’autres études et servir de référence pour la communauté des biomatériaux. Notamment, les valeurs d’ostéointégration sont restées stables à 4 semaines et à 12 semaines pour les deux modèles de maladie, démontrant une intégration durable de l’implant dans le temps et mettant l’accent sur l’établissement d’une connexion osseuse intime dès 4 semaines.

Introduction

Le choix courant des rats comme sujets d’expérience est dû au fait qu’ils sont faciles à élever et relativement peu coûteux par rapport aux modèles animaux plus grands. L’émergence de nouvelles procédures, telles que la reproduction fiable d’un trouble, par exemple l’ostéoporose ou le diabète, rend ce modèle particulièrement utile pour analyser l’utilisation potentielle des traitements et/ou l’influence de la maladie dans la réponse biologique aux médicaments et aux dispositifs ou procédures chirurgicaux ^1,2.

Le gain de masse osseuse du rat se produit principalement au cours des 6 premiers mois de la vie, bien que certains chercheurs pensent que l’os long se développe constamment pendant au moins un an avec une augmentation progressive de la longueur¹. Avec le vieillissement, il y a une transition du modelage au remodelage, qui ne se produit pas dans tous les cas de manière égale dans tous les os². Les rats Sprague Dawley femelles grandissent plus lentement que les rats mâles et atteignent un pic de poids inférieur à celui des rats mâles¹. L’allongement osseux continu et la dynamique variée du remodelage osseux chez le rat sont des facteurs qui doivent être pris en compte lors de la résolution de problèmes de santé humaine ; Cependant, il n’a pas encore été possible de trouver de recherche expérimentale montrant soit le développement d’os de rat tout au long de la vie, soit l’incapacité de l’espèce à remodeler l’os¹. Si l’expérience commence vers l’âge de 10 mois, une marge d’au moins 1 mm de la plaque de croissance du tibia doit être laissée intacte en raison de cette croissance osseuse longitudinale, une question à prendre en compte dans les études d’implants dentaires². Les hormones sont également un paramètre clé dans la recherche osseuse puisqu’à l’âge de 8 mois, les rats mâles avaient une largeur osseuse supérieure de 22 % et une résistance à la rupture supérieure de 33 % à celle des femelles dans le tibia³.

La reproduction fiable d’un trouble est donc très importante en orthopédie et en dentisterie implantaire, car l’ostéointégration d’une vis orthopédique ou d’un implant dentaire est un processus complexe qui dépend de nombreux facteurs influençant la réponse systémique à l’implantation du dispositif dans l’os. Les troubles systémiques comme l’ostéoporose et le diabète sont connus pour affecter le taux de réussite en orthopédie et en dentisterie implantaire, de sorte que la reproduction fiable de ces troubles dans les modèles de rats peut être appliquée pour explorer des moyens de surmonter ces limitations.

Le tibia de rat, en raison de la facilité d’accès chirurgical, du volume osseux modéré et de la forme plate de la plaque médiale, le rend adapté aux expériences chirurgicales d’implantation osseuse ^4,5, et il a été utilisé dans de nombreuses études de recherche explorant les effets de la surface de l’implant sur l’ostéointégration ^4,5,6. Un nombre croissant d’études évaluent les effets sur l’ostéointégration des revêtements et des substances ajoutés à la surface de l’implant chez les animaux en bonne santé⁷ et chez les animaux fragilisés atteints de diabète ou d’ostéoporose 8,9,10,11,12,13,14.

Le nombre de dispositifs implantaires placés dans le tibia d’un rat est limité et peut différer selon le type d’étude. En fonction du nombre d’implants ou des conditions d’étude, les dimensions des dispositifs doivent être adaptées pour minimiser les traumatismes chirurgicaux. Dans les études avec un seul implant, il est possible de placer un implant presque de taille humaine (2,0 mm de diamètre et 4 à 5 mm de longueur), et un ancrage bi-cortical peut être réalisé 6,7,15,16. Les dimensions des implants dans les protocoles multi-implants doivent adopter une taille d’implant appropriée (1,5 mm de diamètre et 2,5 mm de longueur)^4,17.

La présente étude vise à décrire un protocole chirurgical standardisé pour la pose d’implants en titane sur le tibia de deux modèles de rats : le modèle d’ostéoporose et le modèle de rat diabétique. De plus, cette étude permet de tester le protocole chirurgical pour évaluer différents types de biofonctionnalisation de la surface de l’implant et son effet sur l’ostéointégration.

Un échantillon de 80 rats a été divisé en deux groupes. Dans le groupe 1, 40 femelles de Sprague Dawley ovariectomisées et 5 animaux fictifs ont été sélectionnés, d’un poids moyen de 484 g et d’un âge moyen de 12 semaines. Sur la base des recommandations du fournisseur (voir la table des matériaux), trois mois après la stérilisation, l’expérience a commencé. Cette période d’attente assurait la disparition des hormones sexuelles. L’ostéoporose a été confirmée au moment de la chirurgie sur la base d’une analyse osseuse par microtomodensitométrie (micro-TDM), qui reflétait une perte osseuse moyenne de 20 % par rapport au groupe fictif. Le groupe 2 était composé de 40 rats Sprague Dawley génétiquement modifiés BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) atteints de diabète de type II. Le poids moyen était de 730 g et l’âge moyen était de 12 semaines. Avant l’opération, l’état diabétique a été confirmé par trois jours consécutifs de mesures de glucose avec des résultats supérieurs à 200 mg / dL. Le glucose a été mesuré à l’aide d’un glucomètre pendant 6 heures de jeûne, et une goutte de sang a été recueillie par ponction de la queue.

Des implants en titane de grade 3 mesurant 2 mm de long et 1,8 mm de diamètre ont été utilisés. Tous les implants ont été stérilisés dans des conditions de salle blanche, en étant nettoyés par ultrasons au cyclohexane (3 fois pendant 2 min), à l’acétone (une fois pendant 1 min), à l’eau désionisée (3 fois pendant 2 min), à l’éthanol (3 fois pendant 2 min) et à l’acétone (3 fois pendant 2 min) à l’aide d’un bain à ultrasons (230 VAC, 50/60 Hz, 360 W). Ensuite, les échantillons ont été séchés avec de l’azote gazeux, et un faisceau d’azote à 0,5 bar a été appliqué directement sur les échantillons. Avant l’implantation, les implants ont d’abord été trempés dans de l’eau déminéralisée, puis immergés dans de l’éthanol à 70 % (v/v) pendant 10 min. Après cela, les implants ont été transférés dans des tubes de microcentrifugation stériles et conservés dans des conditions stériles jusqu’à l’opération.

Protocol

Toutes les procédures expérimentales ont été menées conformément aux lignes directrices de la Communauté européenne pour la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (directive 2010/63/UE) telles que mises en œuvre dans la loi espagnole (décret royal 53/2013) et les règlements de la Generalitat de Catalunya (décret 214/97). L’approbation éthique pour toutes les procédures et manipulations d’animaux a été obtenue auprès du Comité d’éthique de l’expérimentation animale de l’Institut de Recerca Vall D’Hebron (numéro d’enregistrement 72/18 CEEA). Pour le modèle ostéoporotique, des rats Sprague Dawley femelles d’un poids moyen de 484 g et d’un âge moyen de 12 semaines ont été utilisés. En ce qui concerne le modèle diabétique, des rats femelles génétiquement modifiés BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) d’un poids moyen de 730 g et d’un âge moyen de 12 semaines ont été utilisés. Tous les animaux provenaient d’un fournisseur commercial. Les détails spécifiques des animaux, des réactifs et de l’équipement utilisés dans l’étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Anesthésie/pharmacologie et préparation des animaux

1. Administrer une analgésie préchirurgicale à l’aide de buprénorphine à 0,05 mg/kg et de méloxicam à 2 mg/kg par injections sous-cutanées 10 à 15 minutes avant de commencer l’intervention chirurgicale.
2. Réaliser une anesthésie intrachirurgicale avec de l’isoflurane inhalé : initier à 5 % à l’air frais lors de l’induction et maintenir à 3 %. Induire une anesthésie dans une chambre de rat et maintenir l’approvisionnement en isoflurane avec une adaptation conique du nez pendant la chirurgie.

2. Préparation à l’opération

1. Mesurez la température corporelle de l’animal anesthésié à l’aide d’une sonde rectale et utilisez un coussin chauffant à commande électronique pour le soutien thermique tout au long de l’intervention chirurgicale. Une pommade oculaire doit être appliquée avant le début de la chirurgie pour éviter la sécheresse de la cornée.
   REMARQUE : Si nécessaire, la pommade doit être réappliquée après avoir vérifié la sécheresse oculaire.
2. Coupez les poils avec un rasoir électrique et appliquez une crème dépilatoire pour éliminer toute fourrure restante.
3. Obtenez un champ chirurgical aseptique en nettoyant la peau du genou selon un schéma d’iode et d’éthanol à 70 % (v/v) à l’aide d’écouvillons stériles, en commençant par l’intérieur et en se déplaçant vers l’extérieur de la ligne d’incision sans retracer la trace. Effectuez un minimum de trois rotations de nettoyage consécutives (iode-éthanol-iode).
4. Isolez le champ opératoire en plaçant un champ chirurgical fenêtré stérile sur l’animal, en exposant la patte par l’ouverture centrale (figure 1).

3. Chirurgie

1. Exposition chirurgicale
   1. Faire une incision cutanée de pleine épaisseur d’environ 1 cm de longueur verticalement le long du bord proximal de la face antéromédiale du tibia, dans la région de la métaphyse pour exposer l’os (figure 2).
   2. Stabilisez la jambe et tirez la peau tendue contre l’os sous-jacent tout en faisant l’incision, en vous assurant qu’une incision propre reste au bon endroit. Pour ce faire, il faut nettoyer les saignements légers attendus à l’aide d’une compresse imbibée d’une solution saline (figure 2).
      REMARQUE : La peau du rat est fine et affaissée ou lâche. La stabilisation de la peau est cruciale et nécessaire.
   3. Détacher complètement le tissu de l’os à l’aide de petits élévateurs périostés (Figure 3).
   4. Exposer l’os jusqu’à l’identification de l’insertion du muscle tibial crânien, du muscle gracilis et du muscle latéral de la tête gastrocnémien dans le bord postérieur de la face médiale du tibia, en tant que tissu blanc fibreux adhérant fermement à l’os (Figure 3).
      REMARQUE : Il est important d’identifier ce groupe d’insertions musculaires pour permettre à l’implant d’être placé dans une région osseuse présentant des caractéristiques et des stimuli similaires sur l’ensemble de l’échantillon, quelle que soit la taille du rat.
2. Processus de forage
   1. Commencez le processus de forage à la bonne région entre la crête tibiale proximale et la limite postérieure de la face médiale de l’os du tibia, contiguë à l’insertion du muscle tibial crânien, du gracilis et du muscle latéral de la tête gastrocnémien, en évitant toute blessure musculaire.1
      REMARQUE : L’emplacement correct doit être à 5 mm ± 2 mm du plateau tibial.
   2. Forer avec un maximum de 150 tr/min (rotations/min) sous irrigation en solution saline à une température proche de 20 °C avec un moteur électrique chirurgical avec un contre-angle de réduction de 20:1.
      REMARQUE : Seulement deux exercices étaient nécessaires.
   3. Commencer avec une foreuse pilote à lance (figure 4) à une profondeur de 2,4 mm sous irrigation par solution saline.
      REMARQUE : Chaque exercice a eu un maximum de 10 utilisations.
   4. Comme deuxième foret, utilisez (figure 4) un foret hélicoïdal à une profondeur de 2,4 mm avec un diamètre de 1,6 mm sous une solution saline.
      REMARQUE : Chaque exercice a eu un maximum de 10 utilisations.
3. Pose d’implants
   1. Insérez l’implant à l’aide d’une pièce intermédiaire (Figure 5) fixée au contre-angle de réduction 20:1.
   2. Avant de placer l’implant, nettoyez l’implant de tout stérilisant chimique résiduel en le faisant pivoter dans le contre-angle avec une irrigation saline simultanée pendant 10 s (Figure 5).
   3. Placez l’implant en titane (2 mm dans le sens de la longueur et 1,8 mm de diamètre) à l’aide de la pièce intermédiaire à 20 tr/min tout en surveillant la valeur du couple en temps réel, en enregistrant le couple d’insertion maximal.
      REMARQUE : Une difficulté initiale d’insertion de l’implant est attendue en raison de la différence entre le foret final et l’implant, ainsi que du profil cylindrique de l’implant ; Cependant, cette difficulté initiale est rapidement normalisée dès que l’implant pénètre dans l’os cortical initial.
   4. Terminez l’insertion de l’implant avant qu’il ne passe complètement l’os cortical où il est inséré, c’est-à-dire la face médiale plate du tibia.
      REMARQUE : Au dernier moment de l’insertion de l’implant, il est important de laisser l’implant légèrement à l’extérieur de l’os cortical ou au niveau de l’os cortical où il est inséré, c’est-à-dire la face médiale plate du tibia, pour assurer la stabilité primaire (Figure 6).
4. Fermeture de la plaie
   1. Suturez les bords du tissu musculaire à l’aide de sutures internes simples à l’aide d’une suture synthétique résorbable 4/0 monofilament (glyconate) (Figure 7).
   2. Effectuez la fermeture de la peau à l’aide d’une suture intradermique à l’aide d’une suture synthétique résorbable 4/0 monofilament (glyconate) (Figure 7).

4. Micro-tomodensitométrie

1. Après avoir terminé l’opération et toujours sous anesthésie générale, effectuez un micro-scanner pour confirmer la bonne mise en place de l’implant.
2. Retirez le rat du lit d’opération et placez-le sur le lit d’examen. Localisez la jambe opérée à l’aide du mode de balayage en direct micro-CT et centrez le champ de vision sur l’implant.
   REMARQUE : Les paramètres d’acquisition recommandés sont un champ de vision de 5 mm, une résolution spatiale de 0,0001 mm³, 50 kV, 200 μA et un temps d’acquisition de 3 min.
3. Une fois le scan acquis, confirmez la distance correcte entre la face proximale de l’implant et la surface du plateau tibial, conformément à l’étape 5.2.1.
   REMARQUE : Cette valeur sera utile pour la normalisation de la technique (Figure 8).

5. Soins postopératoires

1. Après l’acquisition de l’imagerie, remettez le rat dans sa cage et surveillez-le jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement.
   REMARQUE : Cela prend environ 5 à 10 minutes, selon le modèle d’animal. On s’attend à ce que les rats diabétiques restent anesthésiés plus longtemps et aient un temps de récupération plus long en raison des changements métaboliques associés au diabète.
2. Administrer de la buprénorphine (0,1 mg/kg) toutes les 6 à 8 h et du méloxicam (5 mg/kg) toutes les 24 h, par voie sous-cutanée, jusqu’à 72 h.
3. Temps de retrait des sutures
   1. Examinez la plaie chirurgicale tous les jours à la recherche d’une infection, d’une intégrité de la suture ou d’autres problèmes, et retirez les restes de suture, si nécessaire, 15 jours après la chirurgie.

6. Euthanasie

1. Euthanasier les animaux à l’aide d’une chambre de CO₂ , selon les directives des National Institutes of Health (NIH), avec un taux de remplissage de CO₂ de 30 % à 70 % du volume de la chambre/min après le temps d’implantation (4 semaines ou 12 semaines).

7. Analyse postopératoire

1. Pour les deux modèles (ostéoporose et diabète), enlever le tibia par désarticulation après euthanasie pour une analyse plus approfondie.
   REMARQUE : En ce qui concerne l’analyse micro-CT, les données ont permis de calculer le contact os-implant (BIC). L’acquisition de la tomodensitométrie a été réalisée à l’aide des paramètres décrits précédemment, et l’analyse BIC a été réalisée en divisant la surface osseuse (mm²) par la surface de l’implant (mm²) calculée au niveau de la région corticale, en adaptant un protocole déjà décrit dans la littérature¹⁸. Des images représentatives sont présentées pour chaque modèle, l’ostéoporose (figure 9) et le diabète (figure 10).

Results

Phase chirurgicale
Il est important de mentionner que les deux modèles animaux utilisés dans cette étude présentent certaines contraintes dues aux maladies induites. Ces contraintes concernant la manipulation des tissus durs et mous se reflètent lors de l’intervention chirurgicale.

Dans le modèle diabétique, le rat est plus gros, ce qui rend difficile la stabilisation des jambes pendant les interventions chirurgicales. Cela augmente le temps chirurgical et, par conséquent, le temps d’anesthésie, ce qui nécessite un temps de récupération plus long et, par conséquent, nécessite une plus grande vigilance dans la période postopératoire.

Comme pour le modèle ostéoporotique, les exigences étaient très différentes, étant plus concentrées au moment de la manipulation osseuse. Dans ce cas, il est possible d’observer un saignement plus important pendant la procédure de forage. De plus, le processus de pose d’implants devient plus difficile. Certaines complications peuvent survenir, telles que de petites fissures dans l’os, altérant la progression de l’implant lors de son entrée et le rendant plus instable en raison du manque de résistance osseuse sur les parois latérales de l’implant. Cette limitation nécessite plus de pression manuelle et de stabilisation pendant la mise en place, ce qui rend plus difficile le contrôle jusqu’à ce que le positionnement correct de l’implant soit atteint.

En ce qui concerne le couple maximal d’insertion de l’implant, des valeurs relativement différentes ont été observées pour les deux maladies (tableau 1). En général, le couple d’insertion moyen maximal observé pour le modèle ostéoporotique était plus élevé que pour le modèle diabétique. Avec ces résultats, il est intéressant de comprendre l’effet du diabète sur la densité osseuse et la résistance osseuse à l’insertion d’implants, car cette condition semble avoir un effet plus grave sur les propriétés mécaniques de l’os par rapport à l’ostéoporose.

Analyse postopératoire
La mise en place adéquate des implants en titane après 4 semaines et 12 semaines d’implantation a été analysée par imagerie micro-CT. Des images représentatives sont fournies pour les rats ostéoporotiques (figure 9) et diabétiques (figure 10). Dans l’ensemble, les implants ont été correctement implantés à travers les tibias corticaux et trabéculaires, montrant un contact intime et continu avec la partie corticale, et sans aucun signe d’inflammation ou d’effets indésirables, prouvant ainsi le succès du protocole chirurgical pour les deux modèles de pathologie.

Collectivement, l’analyse des images a également permis de calculer le rapport entre la surface osseuse (mm²) et la surface de l’implant (mm²), appelé V _(BIC), au niveau de la région corticale, et de comparer les performances de l’intervention chirurgicale dans le temps et au sein de modèles. Comme le montre la figure 11, les valeurs V(BIC) sont restées constantes pour le modèle ostéoporotique à 4 semaines et 12 semaines, indiquant une intégration stable de l’implant dans le temps et soulignant qu’une connexion intime avec l’os est assurée dès 4 semaines. Il convient de noter que des valeurs très similaires ont été obtenues pour le modèle diabétique, montrant ainsi l’adéquation du protocole d’étude pour les deux modèles de pathologie.

Figure 1 : Champ opératoire. Le champ chirurgical montrant la position correcte du rat et l’exposition de la zone à intervenir, l’adaptation de l’adaptateur conique aux voies respiratoires pour le maintien de l’anesthésie pendant la procédure, ainsi que les instruments nécessaires à l’intervention. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Incision chirurgicale. Stabilisation correcte de la patte du rat et, en même temps, fixation de la fine peau mobile pour obtenir une incision correcte. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Exposition osseuse et insertion musculaire Identification. Côté gauche : détachement total des tissus avec l’exposition osseuse qui en résulte. Pour préserver et éviter d’endommager l’insertion du muscle tibial crânien, du muscle gracilis et des muscles latéraux de la tête gastrocnémien, il est important d’identifier correctement le tissu blanc fibreux fermement adhéré à l’os, visible sur la figure du côté droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Séquence de perçage. La séquence du processus de forage commence par la perceuse pilote à gauche, suivie de la perceuse hélicoïdale à droite. Pour assurer une procédure de forage stable et sûre, il est important de maintenir la stabilisation des jambes et des tissus mous pendant le forage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Préparation à l’insertion de l’implant. L’implant est inséré sur une pièce intermédiaire à soumettre au processus de nettoyage avec une solution saline pendant que l’implant tourne à 20 tr/min. Cette pièce intermédiaire permet l’insertion de l’implant dans l’os à l’aide d’un dispositif électronique. Cet appareil assure le contrôle de la vitesse d’insertion de l’implant et enregistre le couple d’insertion en temps réel. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Mise en place d’un implant en titane. La mise en place de l’implant dans l’os nécessite sa mise en place sur la face plate de l’os médial, loin du bord proximal de la face antéro-médiale de l’os. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Fermeture de la plaie. Les étapes de fermeture de la plaie sont observées dans 2 plans différents. À gauche : le premier plan, plus profond, est réalisé avec de simples points de suture pour se rapprocher des bords du tissu musculaire. À droite : le second plan, plus superficiel, est réalisé avec une suture intradermique pour se rapprocher de la peau tout en évitant que le nœud ne soit en position extériorisée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8 : Scintigraphie micro-CT de la pose de l’implant après une intervention chirurgicale. La figure illustre le positionnement du rat dans le scanner Micro-CT, et les images de la position de l’implant sont divisées en trois sections, correspondant respectivement aux vues x, y et z. L’implant est pointé par une flèche rouge dans les différentes vues. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9 : Scintigraphie micro-CT d’un implant placé dans le tibia d’un rat ostéoporotique. Images micro-CT postopératoires représentatives d’implants en titane placés dans les tibias de rats ostéoporotiques après (A) 4 semaines et (B) 12 semaines d’implantation. Chaque image est divisée en trois sections, correspondant respectivement aux vues x, y et z. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 10 : Micro-CT Scan d’un implant placé dans le tibia d’un rat diabétique. Images micro-CT postopératoires représentatives d’implants en titane placés dans les tibias de rats ostéoporotiques après (A) 4 semaines et (B) 12 semaines d’implantation. Chaque image est divisée en trois sections, correspondant respectivement aux vues x, y et z. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 11 : Analyse du contact os-implant (BIC). Valeurs V_(BIC) calculées en tant que surface osseuse (mm²) *100/ surface de l’implant (mm²) à partir d’images micro-CT pour les modèles ostéoporotiques (Osteo) et diabétiques (Diab) après 4 semaines (4 w) et 12 semaines (12 w) après l’implantation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

	Couple d’insertion maximal de l’implant [N·cm]
Modèle	Jambe droite	Jambe gauche
Ostéoporose	6,11 ± 0,96	6,49 ± 1,34
Diabète	4,79 ± 1,70	4,90 ± 1,76

Tableau 1 : Couple d’insertion maximal. Différences de valeurs de couple maximales obtenues lors de l’insertion de l’implant entre les rats diabétiques et les rats ostéoporotiques. Les rats diabétiques présentent des valeurs de couple maximum inférieures à celles des rats ostéoporotiques.

Discussion

Bien que le rat soit un modèle largement utilisé pour étudier l’ostéointégration, il est important de définir et de décrire une technique chirurgicale reproductible pour placer correctement les implants. Une telle technique pourrait servir de guide à la communauté scientifique. De plus, le fait que certaines maladies, telles que l’ostéoporose et le diabète, modifient le métabolisme osseux implique des exigences plus fortes pour concevoir correctement les procédures chirurgicales. Le rat se compare favorablement à d’autres modèles animaux car il présente les principales caractéristiques de l’ostéoporose (fractures spontanées et à faible impact) et du diabète et de l’obésité induite par l’alimentation sans nécessiter d’installations spécialisées coûteuses et d’expériences longues et coûteuses, ainsi qu’un contrôle et un entretien postopératoires¹⁹. La petite taille, la fécondité élevée et la courte durée de vie du rat facilitent les expériences à grande échelle et rapides tout en répondant aux trois exigences R des expériences sur les animaux (remplacement, réduction et raffinement)²⁰.

Malgré la quantité considérable de littérature scientifique dans le domaine, il n’existe que quelques articles scientifiques décrivant des techniques chirurgicales détaillées. Pourtant, la grande majorité omet des informations chirurgicales cruciales, empêchant ainsi la possibilité de reproduire les techniques décrites.

Dans ce protocole chirurgical, plusieurs étapes critiques doivent être prises en compte tout au long de l’intervention chirurgicale, telles que l’emplacement de l’incision, l’emplacement précis du forage et de la pose de l’implant, la technique de forage, les dimensions exactes de l’implant et le foret final utilisé pour l’insertion de l’implant.

Dans la littérature, l’emplacement exact de l’incision est souvent imprécis, sans fondement scientifique pour son emplacement. L’incision doit être pratiquée dans une région différente de celle de la pose de l’implant. Il est important d’éviter de placer l’incision et la suture qui en résulte directement au-dessus de la zone implantée afin de maintenir l’intégrité du périoste détaché au-dessus de l’implant. Une incision et un détachement initial du lambeau de pleine épaisseur peuvent perturber l’apport sanguin et endommager le périoste, entraînant potentiellement une perturbation de l’activité des cellules périostées lors de la formation de nouveaux os, comme observé dans d’autres études²¹. Cette approche vise à optimiser la formation osseuse péri-implantaire et à minimiser les traumatismes, la mauvaise cicatrisation, la fibrose ou le risque de colonisation bactérienne dans la zone de suture. Dans cette méthode, l’incision est détaillée et pratiquée dans la crête tibiale proximale, en veillant à ce qu’elle ne se trouve pas directement au-dessus du site de pose de l’implant.

Lors de la détermination de la région de pose de l’implant, il est crucial d’assurer une densité osseuse uniforme sur l’ensemble de l’échantillon. En règle générale, les mesures sont référencées au plateau tibial. Étant donné la variation longitudinale de taille entre les rats, une référence anatomique est nécessaire pour placer systématiquement les implants dans la même région. Dans cette méthode, la zone adjacente à l’insertion des muscles latéraux du tibial crânien, du gracilis et du gastrocnémien sert de référence anatomique fiable. Cette région, caractérisée par des insertions musculaires, devrait présenter une densité osseuse homogène dans l’ensemble de l’échantillon.

Lorsque vous discutez de la méthode de forage, il est crucial de fournir des détails précis sur le type/les dimensions du ou des forets, la vitesse de forage (généralement mesurée en tr/min) et la température de la solution saline. Ces facteurs sont essentiels pour prévenir une zone nécrotique étendue et la formation ultérieure de tissu fibreux^22,23, comme l’ont souligné plusieurs études axées sur les réactions nécrotiques induites par le forage. Cependant, certains articles dépassent ces limites biologiques²⁴ dans leurs méthodes de forage, tandis que d’autres omettent complètement cette information cruciale 4,25,26,27,28. Cette étude met l’accent sur les précautions méticuleuses prises lors des procédures de forage pour réduire les traumatismes chirurgicaux et la nécrose tissulaire. Nous avons opté pour une procédure de forage de sécurité avec une vitesse plafonnée à 150 tr/min, un niveau considéré comme sûr en termes de température osseuse même sans solution saline. Cette approche est efficace en termes de vitesse de forage et permet un bon contrôle du forage pendant la procédure^29,30. De plus, nous avons maintenu l’irrigation et le refroidissement à l’aide d’une solution saline à environ 20 °C afin d’atténuer davantage les effets thermiques potentiels.

Une autre information pertinente qui est souvent omise est la taille de l’implant utilisé. Cette omission rend impossible l’interprétation de la relation entre la taille du foret final et la taille de l’implant. Cet écart est crucial pour évaluer la stabilité de l’implant, ce qui, en cas de déficit, peut entraîner une instabilité, tandis qu’en cas d’excès, il peut provoquer une surpression et une réaction ischémique-nécrotique.

Il est crucial de noter que pour que la stabilité primaire soit atteinte, il doit y avoir une légère différence de diamètre entre le foret final et l’implant, l’implant étant légèrement plus grand en diamètre. Ce paramètre chirurgical critique pour atteindre la stabilité primaire n’est pas toujours cohérent dans la littérature, car certaines méthodologies comportent un foret final d’un diamètre plus grand que l’implant placé⁴. Étant donné que cette région est caractérisée par des insertions musculaires, une densité osseuse homogène et robuste est attendue dans l’ensemble de l’échantillon. Cette caractéristique permet d’éviter la principale limitation signalée pour les interventions tibiales chez le rat, à savoir la croissance longitudinale du tibia au fil du temps³¹. De plus, cette méthode permet de contrôler la température, s’attaquant à l’une des causes des complications et de la morbidité qui en découle²³. Cependant, à l’instar d’autres études, cette étude se heurte également à une limitation concernant la nécessité d’adapter le dispositif en raison des variations de la taille du tibia ^4,17.

Une autre préoccupation liée au nombre d’animaux utilisés est l’importance de choisir une taille d’échantillon appropriée. Ceci est crucial pour maximiser l’impact des résultats de la recherche tout en minimisant l’utilisation des animaux. Une telle stratégie améliore non seulement l’efficacité et la fiabilité des études, mais met également l’accent sur les considérations éthiques dans la recherche scientifique. Des efforts continus doivent être déployés pour optimiser cette efficacité.

En résumé, la présente méthode fournit une description détaillée de toutes les procédures chirurgicales et permet d’observer divers défis chirurgicaux dans les deux maladies. De plus, ce protocole se distingue comme une méthode valable car tous les échantillons en contact direct avec l’os ont atteint des valeurs V_(BIC) stables. Cependant, il se distingue de la majorité des études expérimentales de la littérature par la présentation d’une technique détaillée et justifiée, permettant ainsi une reproduction exacte. Par conséquent, il peut être utilisé pour étudier l’effet de différentes surfaces d’implants dans diverses maladies, y compris celles affectant la densité osseuse.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aiguilles 22 G+A2 :C30	Terumo	NN-2238R
4/0 monofilament synthétique résorbable suture Braun	( MonoSyn)
5 mL, 10 mL seringues	Braun	4617100V-02 4606051V
Adson pince	Antã ; o	Réf. médicale : A586
BBDR ( Biobreeding Diabetes Resistant ) Sprague Dawley Rats	Janvier Labs
Betadine	Mylan
Buprecare	Animalcare (UK)
Castroviejo Caliper 0-40 mm 15 cm angled	UL AMIN Industries
Castroviejo	Needle Holder Antã ; o	Médical Réf : AM1702
Ciseaux de chirurgie dentaire courbés et droits	Antã ; o Medical	AMA603 / AMA600
Rasoir électrique	Oster Pro 3000i	34264482227
Pince Graefe Extra Fine	F.S.T	Réf : 11150-10
Coussinets de gaze	COVIDIEN	441001
Glucomètre	Menarini (Italie)
Foret hélicoïdal / FOREUSE OSTEO-PIN & Oslash ; 1.6 mm	soadco	Ref. OS-8001
Implants / VIS OSTEO-PIN & Oslash ; 1,8 x 2,0 mm	soadco	Ref. OS-3
Isoflo	Le Vet Pharma (Pays-Bas)
Foret pilote de lance / Foret lanceolé (DS)	soadco	Ref. 10 02 01 T
Gants en latex - Gants chirurgicaux stériles	Hartmann	Réf : 9426495
Lucas Curette	chirurgicale Antã ; o Médical	Réf : AMA940-3
Metacam	Boehringer Ingelheim (Allemagne)
Micro pinceps	nopa	Réf : AB 542/12
Micro-CT scan( Quantum Fx microCT )	Perkin Elmer (US)
Osteoporotoid Sprague Dawley femelles Rats	Janvier Labs
Periosteal elevator -  ; mue 2-4	Antã ; o	Médical Réf : A1564
Solution physiologique pour l’irrigation	Hygitech	Réf : 10238
Lame de scalpel Acier au carbone 15C	Rasoir Med	Réf : 02846
Écouvillons de gaze stériles	Alledental	Réf : 270712
Système d’irrigation stérile	Hygitech	Réf : HY1-110001D
Serviettes stériles (1 pièce par animal)	Dinarex	4410
Contre-angle chirurgical	W& H	Réf : WS-75 LED G
Contre-angle chirurgical	W& H	SN 08877
Contre-angle chirurgical	W& H	SN 01309
Moteur électrique chirurgical	WH Implantmed Type : SI-1023	; Ref : 30288000
Manche de scalpel chirurgical	AsaDental	Ref : 0350-3
Pinces à serviettes	Xelpov chirurgicale	AF-773-11
Appareil à ultrasons	J.P. Selecta, Abrera, Espagne