Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Reconstitution du canal récepteur du glutamate bactérien par encapsulation d’un système d’expression acellulaire

2K vues

⸱

DOI :

10.3791/66595

⸱

8 mars 2024

 ,  , 
1Neuroscience Program, University of Michigan, Ann Arbor, 2Cellular and Molecular Biology Program, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Mechanical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor, 5Department of Biophysics, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la méthode d’émulsion inversée utilisée pour encapsuler un système d’expression acellulaire (CFE) dans une vésicule unilamellaire géante (GUV) pour l’étude de la synthèse et de l’incorporation d’une protéine membranaire modèle dans la bicouche lipidique.

Résumé

Les systèmes d’expression acellulaire (CFE) sont des outils puissants en biologie synthétique qui permettent le biomimétisme des fonctions cellulaires telles que la biodétection et la régénération d’énergie dans les cellules synthétiques. La reconstruction d’un large éventail de processus cellulaires nécessite toutefois une reconstitution réussie des protéines membranaires dans la membrane des cellules synthétiques. Alors que l’expression des protéines solubles est généralement réussie dans les systèmes CFE courants, la reconstitution des protéines membranaires dans les bicouches lipidiques des cellules synthétiques s’est avérée être un défi. Ici, une méthode de reconstitution d’une protéine membranaire modèle, le récepteur du glutamate bactérien (GluR0), dans des vésicules unilamellaires géantes (GUVs) en tant que cellules synthétiques modèles, basée sur l’encapsulation et l’incubation de la réaction CFE à l’intérieur de cellules synthétiques, est démontrée. En utilisant cette plateforme, l’effet de la substitution du peptide signal N-terminal de GluR0 par le peptide signal de la protéorhodopsine sur la translocation cotraductionnelle réussie de GluR0 dans les membranes de GUVs hybrides est démontré. Cette méthode fournit une procédure robuste qui permettra la reconstitution acellulaire de diverses protéines membranaires dans des cellules synthétiques.

Introduction

La biologie synthétique ascendante a suscité un intérêt croissant au cours de la dernière décennie en tant que domaine émergent avec de nombreuses applications potentielles en bio-ingénierie, en administration de médicaments et en médecine régénérative 1,2. Le développement des cellules synthétiques en tant que pierre angulaire de la biologie synthétique ascendante, en particulier, a attiré un large éventail de communautés scientifiques en raison des applications prometteuses des cellules synthétiques ainsi que de leurs propriétés physiques et biochimiques similaires à celles des cellules qui facilitent les études biophysiques in vitro 3,4,5,6 . Les cellules synthétiques sont souvent conçues dans des vésicules unilamellaires géantes (GUV) de la taille d’une cellule dans lesquelles différents processus biologiques sont recréés. La reconstitution du cytosquelette cellulaire 7,8, la régénération de l’énergie dépendante de la lumière9, la communication cellulaire10,11 et la biodétection12 sont des exemples d’efforts déployés pour reconstruire des comportements semblables à ceux des cellules dans les cellules synthétiques.

Alors que certains processus cellulaires reposent sur des protéines solubles, de nombreuses caractéristiques des cellules naturelles, telles que la détection et la communication, utilisent souvent des protéines membranaires, notamment des canaux ioniques, des récepteurs et des transporteurs. Un défi majeur dans le développement des cellules synthétiques est la reconstitution des protéines membranaires. Bien que les méthodes traditionnelles de reconstitution des protéines membranaires dans les bicouches lipidiques reposent sur la purification médiée par les détergents, ces méthodes sont laborieuses, inefficaces pour les protéines toxiques pour l’hôte d’expression, ou ne sont souvent pas adaptées à la reconstitution des protéines membranaires dans les GUVs13.

Les systèmes d’expression acellulaire (EFC) constituent une autre méthode d’expression des protéines. Les systèmes CFE ont été un outil puissant en biologie synthétique qui permet l’expression in vitro de diverses protéines à l’aide de lysats cellulaires ou de machines de transcription-traduction purifiées14. Les systèmes CFE peuvent également être encapsulés dans des GUV, permettant ainsi des réactions de synthèse de protéines compartimentées qui peuvent être programmées pour diverses applications, telles que la création de cellules synthétiques collectrices de lumière9 ou de biocapteurs mécanosensibles15,16. À l’instar des méthodes d’expression des protéines recombinantes, l’expression des protéines membranaires est difficile dans les systèmes CFE17. L’agrégation, le mauvais repliement et l’absence de modification post-traductionnelle dans les systèmes CFE sont des goulets d’étranglement majeurs qui entravent la synthèse réussie des protéines membranaires à l’aide des systèmes CFE. La difficulté de la reconstitution ascendante des protéines membranaires à l’aide des systèmes CFE est due en partie à l’absence d’une voie complexe de biogenèse des protéines membranaires qui repose sur des peptides de signal, des particules de reconnaissance de signaux, des translocons et des molécules chaperonneuses. Cependant, récemment, de multiples études ont suggéré que la présence de structures membraneuses telles que des microsomes ou des liposomes pendant la traduction favorise l’expression réussie des protéines membranaires 18,19,20,21. De plus, Eaglesfield et al. et Steinküher et al. ont constaté que l’inclusion de domaines hydrophobes spécifiques connus sous le nom de peptides signaux dans l’extrémité N-terminale de la protéine membranaire peut améliorer considérablement son expression22,23. Dans l’ensemble, ces études suggèrent que le défi de la reconstitution des protéines membranaires dans les cellules synthétiques peut être surmonté si la traduction des protéines se produit en présence de la membrane GUV et si le peptide signal N-terminal approprié est utilisé.

Ici, un protocole d’encapsulation de la synthèse protéique à l’aide d’éléments recombinants (PURE) pour la reconstitution des protéines membranaires dans les GUVs est présenté. Le récepteur24 du glutamate bactérien (GluR0) est sélectionné comme protéine membranaire modèle, et l’effet de son peptide signal N-terminal sur sa reconstitution membranaire est étudié. L’effet du peptide signal de la protéorhodopsine, dont Eaglesfield et al.22 ont montré qu’il améliorait l’efficacité de la reconstitution des protéines membranaires, est étudié en construisant une variante mutée de GluR0 désignée PRSP-GluR0 et en comparant son expression et sa localisation membranaire avec GluR0 de type sauvage (ci-après appelé WT-GluR0) qui héberge son peptide signal natif. Ce protocole est basé sur la méthode de l’émulsion inversée25 avec des modifications qui le rendent robuste pour l’encapsulation CFE. Dans la méthode présentée, les réactions CFE sont d’abord émulsionnées à l’aide d’une solution lipidique dans l’huile qui génère des gouttelettes de la taille d’un micron contenant le système CFE et stabilisées par la monocouche lipidique. Les gouttelettes d’émulsion sont ensuite superposées sur une interface huile-eau saturée d’une autre monocouche lipidique. Les gouttelettes d’émulsion sont ensuite forcées de se déplacer à travers l’interface huile-eau par la force centrifuge. Grâce à ce processus, les gouttelettes obtiennent une autre monocouche, générant ainsi une vésicule lipidique bicouche. Les GUVs contenant la réaction CFE sont ensuite incubés, au cours desquels la protéine membranaire est exprimée et incorporée dans la membrane GUV. Bien que ce protocole soit spécifié pour l’expression acellulaire de GluR0, il peut être utilisé pour la synthèse acellulaire d’autres protéines membranaires ou différentes applications cellulaires synthétiques telles que la reconstitution du cytosquelette ou les études de fusion membranaire26.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les réactifs et l’équipement utilisés pour cette étude sont fournis dans la table des matériaux.

1. Réactions CFE en vrac en présence de petites vésicules unilamellaires (SUV)

  1. Préparation du SUV
    REMARQUE : Cette étape doit être effectuée dans une hotte en suivant les instructions de sécurité pour travailler avec du chloroforme.
    1. Préparez 5 mM de VUS de 1-palmitoyl-2-oléoyl-glycéro-3-phosphocholine (POPC) dans un flacon en verre en transférant 76 μL de solution mère de POPC à 25 mg/mL dissoute dans du chloroforme.
    2. Tout en tournant doucement le flacon en verre, soufflez un léger filet d’argon dans le flacon pour former un film de lipides séchés au fond. Ensuite, transférez le flacon en verre dans un dessiccateur avec son bouchon vissé sans serrer pour évaporer l’excès de chloroforme.
    3. Conservez le flacon en verre dans le dessiccateur pendant 1 h. Ensuite, ajoutez 0,5 mL d’eau désionisée ultra-pure pour dissoudre le film lipidique et vortex pendant environ 2 min.
    4. Mettez en place un appareil de mini-extrusion en trempant deux supports de filtre dans de l’eau désionisée et en les plaçant sur chacun des supports de membrane internes. Ensuite, trempez un filtre en polycarbonate de 100 nm et placez-le entre les deux supports de membrane internes maintenus ensemble par le boîtier extérieur de l’extrudeur et l’écrou de retenue. Placez cette configuration dans le support de l’extrudeuse.
    5. Rincez 3 fois deux seringues étanches au gaz de 1 ml avec de l’eau déminéralisée ultra-pure.
    6. Chargez l’échantillon de mélange lipide-eau dans l’une des seringues étanches au gaz de 1 ml et placez-le à une extrémité de la mini-extrudeuse à l’aide des clips du bras oscillant pour maintenir la seringue en place. Insérez la deuxième seringue dans l’autre extrémité de la mini-extrudeuse et assurez-vous qu’elle est complètement enfoncée.
      REMARQUE : Lorsque vous chargez la seringue avec le mélange lipide-eau, assurez-vous qu’il n’y a pas d’air dans la seringue avant de la faire passer dans la mini-extrudeuse.
    7. Passez doucement le mélange lipide-eau de la seringue d’origine à la seringue vide à travers l’appareil de mini-extrudeuse. Répétez cette étape 11 fois pour former des SUV. Transférez les VUS dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml.
      REMARQUE : La solution SUV peut être conservée à 4 °C jusqu’à 2 semaines.
  2. Ensemble de réaction CFE
    1. Assemblez la réaction CFE en suivant le protocole d’expression acellulaire fourni par le fabricant avec de légères modifications détaillées ci-dessous.
    2. Mélanger 10 μL de la solution 1 (contenant des acides aminés, des NTP, des ARNt et des substrats pour les enzymes, ainsi que le tampon nécessaire), 1 μL de la solution 2 (protéines dans 20 % de glycérol), 2 μL de la solution 3 (ribosome (20 μM)), une quantité appropriée d’ADN codant pour le sfGFP soluble-sfCherry(1-10)27 (ci-après dénommé sfGFP soluble), le WT-GluR0-sfGFP ou le PRSP-GluR0-sfGFP (10-60 ng/1000 paires de bases), 1 μL d’inhibiteur de l’ARNase murine, et 4 μL de solution SUV 5 mM pour les protéines membranaires ou 4 μL d’eau pour les protéines solubles.
    3. Porter le volume final de la réaction à 20 μL en ajoutant de l’eau désionisée ultra-pure.
      REMARQUE : Lors de l’assemblage du système CFE, tous les composants doivent être maintenus sur la glace. Tous les matériaux sont sensibles à la température et peuvent se dégrader s’ils atteignent la température ambiante.
  3. Incubation et surveillance de la réaction CFE
    1. Transférez la solution CFE sur une plaque conique à fond en V de 96 puits. Pour éviter l’évaporation au cours de la réaction, recouvrez la plaque d’un film d’étanchéité.
    2. Incuber la plaque à 37 °C dans un lecteur de plaques pendant 4 à 5 h tout en surveillant la réaction CFE en mesurant le signal GFP avec un gain de 100 aux longueurs d’onde d’excitation/émission de 488 nm/528 nm toutes les 2 min.

2. Réactions CFE encapsulées dans les GUV

  1. Préparation de la solution tampon extérieure GUV
    1. Dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL, mélanger 1,5 μL de spermidine 1 M, 37,5 μL de 100 mM d’ATP, 25 μL de 100 mM GTP, 12,5 μL de 100 mM CTP, 12,5 μL de 100 mM UTP, 25 μL de 1 M de créatine phosphate, 18 μL d’acétate de magnésium 1 M, 93,33 μL de 3 M de glutamate de potassium, 50 μL de 1 M HEPES KOH (pH 7,4), 1,15 μL d’acide folinique 332 mM, 100 μL de glucose 2 M et 50 μL de solution mère de 6 mM de mélange de chacun des 20 acides aminés (préparés en suivant le protocole décrit par Sun et al.28).
    2. Porter le volume final de la solution à 1 mL en ajoutant de l’eau déminéralisée ultra-purifiée.
      REMARQUE : Tous les composants doivent être conservés sur la glace. Ajouter le mélange d’acides aminés à la fin pour éviter l’épuisement des acides aminés28. La solution peut être aliquote dans des aliquotes de 330 μL et stockée à -20 °C jusqu’à son utilisation.
  2. Préparation du mélange lipides dans l’huile
    REMARQUE : cette étape doit être effectuée dans une hotte en suivant les consignes de sécurité pour travailler avec du chloroforme.
    1. Dans une hotte, mélanger 17,3 μL de solution mère de POPC à 25 mg/mL et 1,08 μL de copolymère de poly(butadiène)-b-poly(oxyde d’éthylène) (PEO-b-PBD) à 50 mg/mL dans un flacon en verre de 15 mL.
      REMARQUE : La solution finale de lipides dans l’huile contient 0,5 mM de lipides avec 95 % et 5 % de POPC et de PEO-b-PBD, respectivement. PEO-b-PBD a été utilisé pour améliorer la stabilité de la membrane pendant l’expression de la protéine, mais a été maintenu à un faible rapport molaire pour réduire la tendance du copolymère à s’agréger en micelles séparées des molécules lipidiques29,30.
    2. Soufflez doucement un léger jet d’argon dans le flacon en verre tout en tournant le flacon pour évaporer le chloroforme.
    3. Pipeter 1,2 mL d’huile minérale légère dans le flacon en verre de 15 mL contenant les lipides séchés.
    4. Mélangez les lipides et l’huile en tourbillonnant à vitesse maximale pendant 10-20 s. Le mélange lipide-copolymère dissous aura l’air trouble.
    5. Pour s’assurer que tous les agrégats lipidiques possibles dans l’huile sont complètement dissous et dispersés dans toute l’huile, placez le flacon en verre dans un four à environ 50 °C pendant 20 min avant de tourbillonner pendant 10 à 20 s supplémentaires à vitesse maximale.
  3. Assemblage et encapsulation de la réaction CFE (la figure 1 résume les étapes suivantes).
    1. Préparez 300 μL de la solution extérieure GUV dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL en mélangeant 270 μL de solution tampon externe CFE préparée à l’étape 2.1, 15 μL de 5 M de NaCl et 15 μL de 4,5 M KCl.
      REMARQUE : À cette étape, ajouter 0,45 μL de 1 M 1,4-dithiothréitol (DTT) à la solution extérieure GUV. Le but de l’ajout de NaCl et de KCl est d’ajuster l’osmolalité de la solution externe pour qu’elle corresponde à la solution CFE interne. Le volume exact de NaCl et de KCl dépend de l’ajustement souhaité de l’osmolalité. On peut ajouter soit du NaCl, soit du KCl, soit les deux pour ajuster l’osmolalité.
    2. Pipeter doucement 300 μL de mélange lipidique dans l’huile sur la solution extérieure GUV.
      REMARQUE : Lors de l’ajout du mélange lipide-huile, il est important que l’huile ne se mélange pas à la solution extérieure aqueuse. Après l’ajout, il doit y avoir une interface visible entre le mélange lipidique dans l’huile et la solution extérieure GUV.
    3. Incuber l’interface huile-eau à température ambiante pendant 2 h pour permettre à la monocouche lipidique de se former et de se stabiliser à l’interface.
    4. Pendant ce temps, suivez la section 1.2.1 pour assembler une réaction CFE contenant l’ADN plasmidique codant pour les variantes de protéines membranaires ou GFP soluble. Remplacez 4 μL de solution SUV 5 mM ou l’eau par 4 μL de saccharose 1 M. Cette réaction sera la solution interne GUV.
      REMARQUE : Un osmomètre a été utilisé pour mesurer l’osmolalité des solutions internes et externes. L’osmolalité de la solution externe a ensuite été ajustée en conséquence par l’ajout de NaCl ou d’eau. L’osmolalité de la réaction CFE est généralement d’environ 1600 mOsm/Kg. L’ajout de saccharose à la réaction augmente la densité de la solution interne, permettant ainsi aux vésicules de traverser l’interface huile-eau pendant l’étape de centrifugation. Une alternative au saccharose est la solution de gradient de densité Opti-Prep.
    5. Ajouter 600 μL de mélange lipide-huile dans le tube de microcentrifugation contenant la réaction CFE et pipeter vigoureusement de haut en bas pendant ~1 min pour émulsionner la réaction dans une solution lipidique dans l’huile et former la monocouche lipidique autour des cellules synthétiques.
      REMARQUE : La solution finale ne doit pas avoir de bulles et doit avoir l’air opaque.
    6. Pipetez doucement l’émulsion de solution interne sur la couche d’huile dans le tube de microcentrifugation de 1,5 mL où l’interface huile-eau a été mise en place.
      REMARQUE : Veillez à ne pas perturber ou déstabiliser l’interface.
    7. Centrifugeuse pendant 10 min à 2 000 x g à 4 °C.
      REMARQUE : La vitesse de centrifugation a été optimisée pour ce protocole. Adir et al.31 ont signalé une vitesse de centrifugation différente.
    8. Une fois la centrifugation terminée, retirez soigneusement l’excès d’huile et la solution extérieure du tube de microcentrifugation à l’aide d’une pipette. Retirer la solution extérieure jusqu’à ce que le volume restant soit d’environ 100 μL.
      REMARQUE : Une pastille de GUVs est généralement visible au fond du tube de la microcentrifugeuse. Cependant, l’absence d’un granulé visible ne signifie pas nécessairement qu’il n’y a pas de rendement GUV. Au lieu d’utiliser une pipette, l’excès d’huile sur le dessus de la solution externe peut être éliminé par aspiration. Il est essentiel de s’assurer que la solution lipidique dans l’huile est complètement éliminée. La contamination par l’huile dans la solution GUV peut entraîner des images de mauvaise qualité.
    9. Remettez la pastille GUV en suspension dans la solution restante de 100 μL en pipetant doucement de haut en bas. Ensuite, transférez la solution GUV sur une plaque à fond plat propre et claire à 96 puits pour l’incuber.

3. Incubation et imagerie de la réaction CFE encapsulée

  1. Recouvrez la plaque d’un film d’étanchéité pour éviter l’évaporation. Incuber la plaque à 37 °C pendant 5-6 h. On peut utiliser un lecteur de plaques et suivre l’étape 1.3.2 pour préparer le lecteur de plaques pour l’étape d’incubation.
  2. Une fois l’incubation terminée, placez la plaque à 96 puits sur la platine d’imagerie d’un microscope inversé équipé d’une caméra EMCCD (ou d’une caméra sCMOS), d’un laser contrôlé DAQ-MX (ou d’un système de combinaison laser intégré) et d’un disque rotatif confocal CSU-X1 (ou d’un confocal à balayage laser). Concentrez-vous sur n’importe quel retour sur investissement contenant des GUV et capturez des images à une longueur d’onde d’excitation de 488 nm à l’aide d’un objectif Plan-Apochromat 60 x/1,4 NA.
  3. Enregistrez des images de GUV au format .tiff.
  4. Ouvrez les images dans un logiciel de traitement d’images (par exemple, ImageJ ou Fiji). Ouvrez le panneau de réglage Luminosité/Contraste . Ajustez la luminosité et le contraste sur les paramètres appropriés qui rendent les protéines fluorescentes visibles.
  5. Si l’objectif est de comparer l’intensité du signal de différentes protéines exprimées, empilez d’abord des images individuelles de GUV contenant différentes protéines à l’aide du panneau Images à empiler situé sous le sous-menu Image > Stacks . Ensuite, ajustez la luminosité et le contraste de toutes les images à l’aide du panneau Luminosité/Contraste .

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Avant l’encapsulation des réactions CFE, deux variantes de GluR0-sfGFP hébergeant des peptides signaux natifs et protéorhodopsines (les séquences de peptides signaux sont présentées dans le tableau supplémentaire 1), et la sfGFP soluble ont été exprimées individuellement dans des réactions globales, et leur expression a été surveillée en détectant le signal sfGFP à l’aide d’un lecteur de plaques (Figure 2A). Les protéines membranaires ont été exprimées en l’...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Pratiquement tous les processus cellulaires qui dépendent du transfert de molécules ou d’informations à travers la membrane cellulaire, comme la signalisation cellulaire ou l’excitation cellulaire, nécessitent des protéines membranaires. Ainsi, la reconstitution des protéines membranaires est devenue le principal goulot d’étranglement dans la réalisation de diverses conceptions de cellules synthétiques pour différentes applications. La reconstitution traditionnelle des protéines membranaires dans les membranes biologique...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

L’APL remercie la National Science Foundation (EF1935265), les National Institutes of Health (R01-EB030031 et R21-AR080363) et le Bureau de recherche de l’armée (80523-BB)

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Filtre en polycarbonate 100 nmSTERLITECH1270193
96 Plaque inférieure bien transparenteThermoFisher Scientific165305
BioTek Synergy H1M Hybrid Multi-ModeReader Agilent11-120-533
Phosphate de créatineMillipore Sigma10621714001
CSU-X1 Scanner confocalYokogawaCSU-X1  ;
Milieu à gradient de densité (Optiprep)Millipore SigmaD1556Facultatif pour le remplacement avec du saccharose dans la solution interne
Supports de filtreAvanti610014
Microtubes Fisherbrand (1,5 mL)Fisher Scientific05-408-129  ;
Acide folinique calcium sel hydratéMillipore SigmaF7878
GlucoseMillipore Sigma158968
HEPESMillipore SigmaH3375
iXon X3 appareil photo  ;AndorDU-897E-CS0  ;
Acide L-glutamique sel de potassium monohydratéMillipore SigmaG1501
Huile minérale légèreMillipore SigmaM5904
Acétate de magnésium tétrahydraté.Millipore SigmaM5661
Mini-extrudeuse kit (y compris porte-seringue et support d’extrudeuse)Avanti610020
Olympus IX81 Microscope inversé  ;OlympusIX21
Olympus PlanApo N 60x Objectif de microscope à huile  ;Olympus1-U2B933°
PEO-b-PBDSource polymèreP41745-BdEO
pET28b-PRSP-GluR0-sfGFP ADN plasmidiqueFait maisonN/A
pET28b-sfGFP-sfCherry(1-10) ADN plasmidique Cherry(1-10)Fait maisonN/A
pET28b-WT-GluR0-sfGFP ADN plasmidiquePOPC N/Afait maison
dans le chloroforme  ;Avanti850457C
Chlorure de potassiumMillipore SigmaP9541
PUREfrex 2.0Cosmo Bio USAGFK-PF201
Ribonucléotide Solution SetNew England BioLabsN0450
Inhibiteur de RNase, MurineNew England BioLabsM0314S
RTS Échantillonneur d’acides aminésBiotechrabbitBR1401801
Chlorure de sodiumMillipore SigmaS9888
SpermidineMillipore SigmaS2626
SaccharoseMillipore SigmaS0389
Osmomètre de pression de vapeur VAPRO Modèle 5600ELITechGroupVAPRO 5600

Références

  1. Liu, A. P., Fletcher, D. A. Biology under construction: In vitro reconstitution of cellular function. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (9), 644-650 (2009).
  2. Lin, A. J., Sihorwala, A. Z., Belardi, B. Engineering tissue-scale properties with synthetic cells: Forging one from many. ACS Synth Biol. 12 (7), 1889-1907 (2023).
  3. Powers, J., Jang, Y. Advancing biomimetic functions of synthetic cells through compartmentalized cell-free protein synthesis. Biomacromolecules. 24 (12), 5539-5550 (2023).
  4. Jiang, W., et al. Artificial cells: Past, present and future. ACS Nano. 16 (10), 15705-15733 (2022).
  5. Groaz, A., et al. Engineering spatiotemporal organization and dynamics in synthetic cells. WIREs Nanomed Nanobiotech. 13 (3), 1685(2021).
  6. Sharma, B., Moghimianavval, H., Hwang, S. W., Liu, A. P. Synthetic cell as a platform for understanding membrane-membrane interactions. Membranes. 11 (12), 912(2021).
  7. Bashirzadeh, Y., et al. Actin crosslinker competition and sorting drive emergent GUV size-dependent actin network architecture. Commun Biol. 4 (1), 1-11 (2021).
  8. Bashirzadeh, Y., Moghimianavval, H., Liu, A. P. Encapsulated actomyosin patterns drive cell-like membrane shape changes. iScience. 25 (5), 104236(2021).
  9. Berhanu, S., Ueda, T., Kuruma, Y. Artificial photosynthetic cell producing energy for protein synthesis. Nat Commun. 10 (1), 1325(2019).
  10. Ji, Y., Chakraborty, T., Wegner, S. V. Self-regulated and bidirectional communication in synthetic cell communities. ACS Nano. 17 (10), 8992-9002 (2023).
  11. Moghimianavval, H., Loi, K. J., Hwang, S. W., Bashirzadeh, Y., Liu, A. P. Light-based juxtacrine signaling between synthetic cells. bioRxiv. , (2024).
  12. Boyd, M. A., Thavarajah, W., Lucks, J. B., Kamat, N. P. Robust and tunable performance of a cell-free biosensor encapsulated in lipid vesicles. Science Advances. 9 (1), 6605(2023).
  13. Schneider, B., et al. Membrane Protein expression in cell-free systems. Methods Mol Biol. 601, 165-186 (2010).
  14. Noireaux, V., Liu, A. P. The new age of cell-free biology. Annu Rev Biomed Eng. 22 (1), 51-77 (2020).
  15. Majumder, S., et al. Cell-sized mechanosensitive and biosensing compartment programmed with DNA. Chem. Commun. 53 (53), 7349-7352 (2017).
  16. Poddar, A., et al. Membrane stretching activates calcium permeability of a putative channel Pkd2 during fission yeast cytokinesis. MBoC. 33 (14), (2022).
  17. Sachse, R., Dondapati, S. K., Fenz, S. F., Schmidt, T., Kubick, S. Membrane protein synthesis in cell-free systems: From bio-mimetic systems to bio-membranes. FEBS Letters. 588 (17), 2774-2781 (2014).
  18. Dondapati, S. K., et al. Functional reconstitution of membrane proteins derived from eukaryotic cell-free systems. Front Pharmacol. 10, 917(2019).
  19. Majumder, S., et al. In vitro synthesis and reconstitution using mammalian cell-free lysates enables the systematic study of the regulation of LINC complex assembly. Biochemistry. 61 (14), 1495-1507 (2022).
  20. Niwa, T., et al. Comprehensive study of liposome-assisted synthesis of membrane proteins using a reconstituted cell-free translation system. Sci Rep. 5 (1), 18025(2015).
  21. Moghimianavval, H., Hsu, Y. Y., Groaz, A., Liu, A. P. In vitro reconstitution platforms of mammalian cell-free expressed membrane proteinsmembrane proteins. Methods Mol Biol. 2433, 105-120 (2022).
  22. Eaglesfield, R., Madsen, M. A., Sanyal, S., Reboud, J., Amtmann, A. Cotranslational recruitment of ribosomes in protocells recreates a translocon-independent mechanism of proteorhodopsin biogenesis. iScience. 24 (5), 102429(2021).
  23. Steinküher, J., et al. Improving cell-free expression of membrane proteins by tuning ribosome cotranslational membrane association and nascent chain aggregation. bioRxiv. , (2023).
  24. Chen, G. Q., Cui, C., Mayer, M. L., Gouaux, E. Functional characterization of a potassium-selective prokaryotic glutamate receptor. Nature. 402 (6763), 817-821 (1999).
  25. Pautot, S., Frisken, B. J., Weitz, D. A. Production of unilamellar vesicles using an inverted emulsion. Langmuir. 19 (7), 2870-2879 (2003).
  26. Hsu, Y. Y., et al. Calcium-triggered DNA-mediated membrane fusion in synthetic cells. Chemical Communications. 59 (57), 8806-8809 (2023).
  27. Moghimianavval, H., et al. Engineering functional membrane-membrane interfaces by interspy. Small. 19 (13), 2202104(2023).
  28. Sun, Z. Z., et al. Protocols for implementing an Escherichia coli based TX-TL cell-free expression system for synthetic biology. J Vis Exp. (79), e50762(2013).
  29. Jacobs, M. L., Boyd, M. A., Kamat, N. P. Diblock copolymers enhance folding of a mechanosensitive membrane protein during cell-free expression. PNAS. 116 (10), 4031-4036 (2019).
  30. Kostarelos, K., Tadros, T. F., Luckham, P. F. Physical conjugation of (tri-) block copolymers to liposomes toward the construction of sterically stabilized vesicle systems. Langmuir. 15 (2), 369-376 (1999).
  31. Adir, O., et al. Preparing protein producing synthetic cells using cell free bacterial extracts, liposomes and emulsion transfer. J Vis Exp. (158), e60829(2020).
  32. van de Cauter, L., van Buren, L., Koenderink, G. H., Ganzinger, K. A. Exploring giant unilamellar vesicle production for artificial cells - current challenges and future directions. Small Methods. 7 (12), 2300416(2023).
  33. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: Not just a soap opera. Biochim Biophys Acta Biomembr. 1666 (1), 105-117 (2004).
  34. Guo, Y. Detergent-free systems for structural studies of membrane proteins. Biochem Soc Trans. 49 (3), 1361-1374 (2021).
  35. Bashirzadeh, Y., Wubshet, N., Litschel, T., Schwille, P., Liu, A. P. Rapid encapsulation of reconstituted cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. J Vis Exp. (177), e63332(2021).
  36. Hwang, S. W., et al. Hybrid vesicles enable mechano-responsive hydrogel degradation. Angew Chemie Int Ed. 62 (41), e202308509(2023).
  37. Rideau, E., Dimova, R., Schwille, P., Wurm, F. R., Landfester, K. Liposomes and polymersomes: a comparative review towards cell mimicking. Chem Soc Rev. 47 (23), 8572-8610 (2018).
  38. Tsumoto, K., Hayashi, Y., Tabata, J., Tomita, M. A reverse-phase method revisited: Rapid high-yield preparation of giant unilamellar vesicles (GUVs) using emulsification followed by centrifugation. Colloids Surf A: Physicochem Eng Asp. 546, 74-82 (2018).
  39. Huang, Y. L., Walker, A. S., Miller, E. W. A photostable silicon rhodamine platform for optical voltage sensing. J Am Chem Soc. 137 (33), 10767-10776 (2015).
  40. Bailoni, E., et al. Minimal out-of-equilibrium metabolism for synthetic cells: A membrane perspective. ACS Synth Biol. 12 (4), 922-946 (2023).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Reconstitution de protéines membranairescellules synthétiquesvésicules unilamellaires géantesémulsion en gouttelettes inverséesbicouche lipidiquemicroscopie confocaleencapsulation de protéinessynthèse de canaux ioniques
Reconstitution du canal récepteur du glutamate bactérien par encapsulation d’un système d’expression acellulaire
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.