Synthèse d’acides aminés modifiés avec des carbonyles réactifs in silico pour évaluer les effets structurels à l’aide de simulations de dynamique moléculaire

Résumé

Ici, nous décrivons un protocole pour l’optimisation et la paramétrisation des résidus d’acides aminés modifiés avec des espèces carbonyles réactives, adaptables aux systèmes protéiques. Les étapes du protocole comprennent la conception et l’optimisation de la structure, l’attribution des charges, la construction des paramètres et la préparation des systèmes protéiques.

Résumé

La carbonylation des protéines par les aldéhydes réactifs dérivés de la peroxydation lipidique entraîne la réticulation, l’oligomérisation et l’agrégation des protéines, causant des dommages intracellulaires, une altération des fonctions cellulaires et, finalement, la mort cellulaire. Il a été décrit dans le vieillissement et plusieurs maladies chroniques liées à l’âge. Cependant, la base des changements structurels liés à la perte de fonction dans les cibles protéiques n’est pas encore bien comprise. Ainsi, une voie vers la construction in silico de nouveaux paramètres pour les acides aminés carbonylés avec des espèces carbonylées réactives dérivées de l’oxydation des acides gras est décrite. Les adduits de Michael pour Cys, His et Lys avec 4-hydroxy-2-nonénal (HNE), 4-hydroxy-2-hexénal (HHE) et une forme de cycle furane pour 4-Oxo-2-nonénal (ONE) ont été construits, tandis que le malondialdéhyde (MDA) était directement attaché à chaque résidu. Le protocole décrit les détails de la construction, l’optimisation de la géométrie, l’attribution des charges, les liaisons manquantes, les angles, les angles dièdres, les paramètres et sa validation pour chaque structure de résidu modifiée. En conséquence, les effets structurels induits par la carbonylation avec ces dérivés lipidiques ont été mesurés par des simulations de dynamique moléculaire sur différents systèmes protéiques tels que l’enzyme thiorédoxine, l’albumine sérique bovine et le domaine membranaire Zu-5-ankyrine en utilisant l’écart quadratique moyen (RMSD), la fluctuation quadratique moyenne (RMSF), la prédiction secondaire structurelle (DSSP) et l’analyse de surface accessible au solvant (SASA), entre autres.

Introduction

Dans la poursuite constante de la compréhension du comportement moléculaire des protéines présentant des modifications oxydatives, la chimie computationnelle est devenue un pilier fondamental dans le vaste domaine de la recherche scientifique. Cela repose sur l’utilisation de modèles théoriques capables d’interpréter des phénomènes physiques dans les systèmes électroniques, en utilisant des équations mathématiques pour décrire le comportement atomique des molécules. Dans ce paysage, les simulations informatiques de protéines se distinguent comme des outils cruciaux pour analyser le comportement atomique des systèmes moléculaires. Basées sur l’évaluation du comportement structurel, des calculs énergétiques et des états conformationnels¹, ces méthodes deviennent des alliés stratégiques pour prédire le comportement des systèmes biomoléculaires.

Ces simulations sont spécialisées dans l’étude des changements structurels et l’évaluation de la perte ou du gain de fonctions biologiques dans les systèmes protéiques. Cependant, les approches computationnelles ont montré des limites significatives lorsqu’elles sont appliquées à des systèmes protéiques contenant des résidus modifiés formés par des modifications post-traductionnelles covalentes dans la séquence. En effet, de nombreuses méthodes disponibles manquent de ressources avec des paramètres adaptables aux champs de force compatibles avec les packages de programmes les plus courants pour les simulations de dynamique moléculaire des protéines 2,3,4,5,6. Par conséquent, la normalisation des paramètres adaptatifs du champ de force compatibles avec les logiciels de calcul est essentielle pour faciliter le couplage précis des topologies et des coordonnées atomiques avec l’équation régissant l’énergie potentielle du système⁷.

En réponse à ces défis, un protocole adaptable aux nouveaux résidus d’acides aminés modifiés avec des aldéhydes dérivés de la peroxydation lipidique a été développé en utilisant des méthodes ab initio . En ce sens, l’optimisation de la géométrie structurelle des nouveaux résidus permet d’attribuer des charges adaptatives à de nouveaux paramètres de liaison, d’angle et de dièdre qui peuvent être exécutés dans des champs de force généraux tels que AMBER. La validation ultérieure de ces paramètres permet de déterminer la cohérence et la robustesse de la méthode applicable aux simulations de dynamique moléculaire.

L’un des points forts notables de cette méthode réside dans sa capacité à s’adapter à diverses modifications post-traductionnelles, de la carbonylation à la phosphorylation, en passant par l’acétylation et la méthylation, entre autres. Cette polyvalence ne se limite pas aux systèmes protéiques, mais s’étend aux structures macromoléculaires, permettant le couplage avec des topologies et des coordonnées atomiques. En revanche, des études antérieures révèlent que la paramétrisation standard des modifications post-traductionnelles n’est adaptée qu’à un type spécifique de modification et ne peut être obtenue qu’à partir de référentiels publiés, sans capacité à créer de nouvelles structures⁸.

À l’heure actuelle, les défis de la prédiction et de la conception de la structure des protéines deviennent de plus en plus évidents lors de la modélisation de structures avec des modifications post-traductionnelles. La rareté des paramètres décrivant les altérations à des sites spécifiques d’acides aminés souligne le besoin urgent de développer et d’appliquer des méthodes de calcul qui peuvent être ajustées aux paramétrisations standard. L’objectif de ce protocole est de fournir une voie pour la construction in silico de nouveaux paramètres pour les acides aminés modifiés de manière covalente avec des espèces carbonyles réactives dérivées de l’oxydation des acides gras. Ces acides aminés modifiés sont reconnus par le champ de force ambré général (GAFF) et peuvent donc être utilisés pour évaluer in silico les effets structurels et fonctionnels que ce type de carbonylation a sur leurs protéines cibles.

Protocole

1. Conception et optimisation du nouvel acide aminé modifié

NOTE : Cette étape consiste à dessiner les structures des résidus modifiés et à optimiser leur énergie.

1. Conception des structures modifiées et optimisation de leur structure.
   1. À l’aide d’un progiciel de chimie computationnelle, on peut dessiner les molécules d’acides aminés liées aux aldéhydes réactifs issus de la peroxydation lipidique, c’est-à-dire avec HNE, HHE, MDA et ONE. Une fois modifié, à l’extrémité du groupe carboxyle de l’acide aminé, dessinez la forme du groupe méthylamine. À l’extrémité de l’amino, dessinez un groupe acétyle pour émuler les liaisons peptidiques de l’acide aminé modifié, comme le montre la figure 1.
   2. Cliquez sur l’icône de nettoyage pour nettoyer la structure. Pour l’optimisation de la structure, cliquez sur Calculer > configuration du calcul gaussien... ou Ctrl+G, puis cliquez sur Général et décochez Écrire la connectivité. Cliquez sur Type de tâche > Optimisation, comme illustré à la figure 2. Dans les mots-clés supplémentaires, tapez la ligne suivante :
      SCF=test serré Pop=MK iop(6/33=2) iop(6/42=6) opt
      REMARQUE : Ici, GaussView définit automatiquement Hartree Fock (HF) comme fonctionnel et la base définie sur 3-21. HF est couramment utilisé comme fonction dans diverses applications, bien que d’autres fonctions, telles que M062X, aient également été utilisées, en fonction du système spécifique et des objectifs du chercheur. N’oubliez pas que, puisqu’il s’agit d’une molécule de charge neutre, la charge et la multiplicité doivent être respectivement de 0 et 1.
   3. Pour modifier le jeu de bases, cliquez sur Méthode > 6-31G pour le jeu de bases.
   4. Pour exécuter l’optimisation sur le même ordinateur, cliquez sur Soumettre. Pour optimiser à partir d’un terminal gaussien, écrivez la commande suivante :
      G16 name_of_the_file.com &
   5. Cliquez sur Fichier > Enregistrer. Enregistrez le fichier sous .com pour Linux ou. gjf pour Windows. Une fois l’optimisation terminée, ouvrez le fichier de sortie (.out sous Windows et .log sous Linux) et vérifiez que tout s’est bien passé. Il ne doit pas y avoir de messages d’erreur à la fin du document.
      REMARQUE : S’il n’y a pas de messages d’erreur à la fin du fichier de sortie, cela signifie que l’optimisation a été effectuée correctement.

Figure 1 : Cystéine modifiée avec des carbonyles réactifs. Représentation de la structure chimique de la cystéine (ligne noire) modifiée avec HNE, HHE, MDA et ONE (ligne verte), et liée aux groupes substituants acétylamide (ligne bleue) et méthylamide (ligne rouge). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Menu permettant d’optimiser les résidus modifiés synthétisés. Image de référence illustrant l’étape 1.1 du protocole, qui montre l’étape d’optimisation de la structure modifiée dans le programme gaussien. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Paramétrisation des résidus d’acides aminés modifiés

1. Créez le fichier de pré-broche à l’aide du programme antichambre du package AmberTools 16 ou de la version disponible. Reportez-vous à la figure 3 pour une image de l’apparence du fichier de pré-épingle.
   antichambre -i init-gau.log -fi goutte -o U00.prepin -fo prepi -c resp -s 2 -rn U00 -at gaff2 -nc 0
   REMARQUE : Ci-après, le texte en italique correspond au nom du fichier et varie selon les critères du chercheur. Dans ce cas, init-gau.log correspond au fichier obtenu après optimisation.
2. Pour créer le fichier de paramètres, tapez la commande suivante :
   parmchk -i u00.prepin -f prepi -o u00.frcmod
   À ce stade, vérifiez que le. frcmod a été créé. Reportez-vous à la figure 3 pour un exemple de ce à quoi peut ressembler le fichier .frcmod.
3. Création du fichier de bibliothèque
   1. Ouvrez XLEaP, éditeur d’univers avec la commande xleap. Une fenêtre ressemblant à celle de la figure 4 s’ouvre. Ensuite, suivez les étapes ci-dessous pour générer le fichier de bibliothèque qui contient les données pertinentes. Tapez les commandes suivantes :
      Source : leaprc.gaff2
      loadamberparams u00.frcmod
      loadamberprep u00.prepin
      liste
      REMARQUE : Vérifiez que le fichier U00 a été créé à l’aide de la commande list.
   2. Modifiez les extrémités des structures modifiées et ajustez les charges résultantes en tapant les commandes suivantes :
      modifier U00
      Une interface graphique s’affiche (voir Figure 4).
   3. Sélectionnez l’option Effacer . Cliquez sur les atomes des extrémités acétyle et méthylamine qui ont été ajoutés à l’étape 1.1 pour les supprimer (voir la figure 4 pour une référence de ce à quoi devraient ressembler les extrémités carboxyle et aminé du résidu modifié).
   4. Neutralisation des charges
      1. À ce stade, la charge de la molécule n’est plus neutre en raison de l’élimination des atomes à l’étape 2.3.3. La charge provient à la fois de l’extrémité carboxyle et de l’extrémité aminé. Pour neutraliser à la fois la charge de l’extrémité aminée et de l’extrémité carboxyle, suivez les étapes ci-dessous.
      2. Pour obtenir la valeur totale des frais (voir Figure 5), tapez :
         charge U00
         Divisez par deux la charge obtenue. Utilisez la valeur absolue pour la valeur totale des frais.
      3. Dans l’interface graphique, sélectionnez la molécule entière. Cliquez sur Afficher > noms. Cliquez sur Modifier > Modifier les atomes sélectionnés. À ce stade, une fenêtre avec une table devrait apparaître.
      4. Vérifiez le nom des atomes terminaux N et C. Dans le tableau, additionnez la valeur obtenue pour la répartition de la charge totale (valeur absolue ; voir figure 5). Ensuite, enregistrez et quittez en cliquant sur Tableau > Enregistrer et quitter.
      5. Assurez-vous que le niveau de charge est nul (voir Figure 5) :
         charge U00
      6. Pour quitter le programme et enregistrer le fichier de bibliothèque, tapez :
         desc U00
         saveoff U00 u00.lib
         démissionner
      7. Vérifiez que le fichier de bibliothèque (.lib) a été créé correctement (voir la figure 6 pour référence).
4. Construisez le fichier pdb du résidu modifié avec les nouveaux paramètres comme décrit ci-dessous.
   tleap
   Source : leaprc.gaff2
   loadamberparams u00.frcmod
   loadoff u00.lib
   x = U00
   savepdb U00 from-lib.pdb
   démissionner
5. Préparation de la protéine
   1. Téléchargez le fichier PDB de la protéine à modifier. La thiorédoxine a été sélectionnée comme système protéique modèle (ID PDB : 2IFQ). Utilisez un visualiseur de protéines approprié pour effacer les molécules d’eau, les dimères (si nécessaire), les ligands, etc.
      REMARQUE : Cette étape peut être effectuée dans des visionneuses telles que UCSF Chimera ou Discovery
   2. Ajoutez le fichier from-lib.pdb (fichier obtenu à l’étape 2.4) et superposez-le sur le résidu d’acide aminé à modifier (comme le montre la figure 7). Assurez-vous que les extrémités terminales amino et carbonyle du fichier from-lib.pdb correspondent à l’acide aminé à modifier.
   3. Supprimez la protéine, seul le fichier from-lib.pdb doit rester dans l’espace tridimensionnel occupé par le résidu à modifier. Retirez H des atomes N-terminaux et C-terminaux.
   4. Enregistrez le fichier from-lib.pdb sous le nom u00-moved.pdb avec les nouvelles coordonnées.
   5. Une fois que les coordonnées du résidu modifié ont été enregistrées, avec un éditeur de texte, ouvrez le fichier u00-moved.pdb et le fichier PDB de protéine qui a été nettoyé précédemment. Ici, nous utilisons l’éditeur de texte Notepad++ v8.4.8.
   6. Copiez les coordonnées de u00-moved.pdb comme indiqué sur la figure 8 et collez-les dans le fichier pdb de la protéine, en remplaçant le résidu à modifier. Ceci est destiné à adapter la liaison entre le résidu modifié et le système protéique.
   7. Ajustez la typologie pour qu’elle soit compatible avec le format PDB de la protéine, en changeant HEATATM en ATOM et en changeant la numérotation 1 en celle correspondant au résidu à modifier. Enregistrez le nouveau fichier en tant que fichier complexe.pdb.
6. Génération de liaisons protéine-résidu modifiées
   1. Dans le programme de visualisation de protéines, ouvrez le fichier from-lib.pdb. Sélectionnez la structure entière. Cliquez sur Structurer > Étiquettes > Ajouter... > OK.
   2. Vérifiez la nomenclature attribuée aux atomes N-terminaux et C-terminals. Dans une autre fenêtre, ouvrez le fichier u00.lib dans l’éditeur de texte.
   3. Dans la liste qui apparaît, vérifiez la position des terminaux N et C, en tenant compte de la nomenclature attribuée.
   4. Dans le fichier u00.lib, localisez la ligne : !entry. U00.unit.connect array int. En dessous de cette ligne, deux chiffres apparaîtront. Remplacez le premier chiffre par la position de la borne N et remplacez le deuxième numéro par la position de la borne C et enregistrez.
7. Créez la liste des paramètres en tapant les lignes suivantes :
   tleap
   Source : leaprc.gaff2
   source leaprc.protein.ff14SB
   loadoff u00.lib
   loadamberparams u00.frcmod
   x = loadpdb complexe.pdb
   Cochez X
   REMARQUE : À ce stade, tleap fournira une liste de liaisons, d’angles et d’angles dièdres à paramétrer.
8. Identification de la typologie
   1. Ouvrez le fichier complex.pdb dans le visualiseur de protéines. Sélectionnez le résidu modifié et les résidus adjacents de chaque côté.
      REMARQUE : Dans la structure tertiaire de la protéine, il est fréquent qu’un espace se produise au site du résidu modifié.
   2. Affichez la structure de la balle et du bâton pour les résidus sélectionnés. N’affiche la nomenclature que pour le résidu modifié, comme indiqué à l’étape 2.6.1 Ouvrir le fichier de bibliothèque (.lib) dans l’éditeur de texte choisi.
   3. Sur la base de la nomenclature observée, identifiez dans le fichier de bibliothèque (.lib) la topologie attribuée (trouvée entre guillemets à côté de la nomenclature) qui correspond à celle utilisée dans la liste des liaisons, angles et angles dièdres à paramétrer, créée à l’étape 2.7.
      REMARQUE : Dans la liste des liaisons, angles et angles dièdres fournie par tleap, les lettres majuscules représentent les atomes des acides aminés adjacents au résidu modifié.
9. Paramétrage des liaisons, des angles et des angles dièdres avec parmcal (un programme en ambre)
   REMARQUE : Pour cette étape, il sera nécessaire d’utiliser le programme parmcal du package Amber. Il sera également indispensable d’avoir le fichier frcmod (u00.frcmod) et le fichier de bibliothèque ouverts dans l’éditeur de texte. Le visualiseur de protéines doit être utilisé pour visualiser les angles et les distances de liaison. Dans le visualiseur de protéines, les résidus d’acides aminés liés à celui modifié seront sélectionnés afin de générer les distances de liaison, les angles et les dièdres (voir l’étape 2.7 de la liste). Ces données seront implémentées pour calculer les constantes dans parmcal et les ajouter dans le fichier frcmod pour la création du paramètre.
   1. Génération de distances de liaison et d’angles dans le visualiseur
      1. Dans le visualiseur, sélectionnez les atomes impliqués dans la liaison ou l’angle. Cliquez sur Structure > surveiller > Distance ou Angle.
      2. Effectuez la procédure suivante pour chaque nouveau paramètre à ajouter. Les données à saisir en pourcentage sont indiquées en gras. Vous trouverez ci-dessous un exemple de la façon de créer le paramètre de liaison entre la N-terminale de l’acide aminé modifié et le C adjacent de l’autre acide aminé.
         Parmcal
         Veuillez sélectionner :
         0. Définir le paramètre SE (GAFFE)
         1. Calculez le paramètre de longueur de liaison : A-B
         2. Calculez le paramètre de l’angle de liaison : A-B-C
         3. Sortie
         0
         Veuillez sélectionner le jeu de paramètres à utiliser : 1-gaff (par défaut) ou 2-gaff2
         2
         Les paramètres de champ de force définis ont été définis sur gaff2
         Veuillez sélectionner :
         0. Définir le paramètre SE (GAFFE)
         1. Calculez le paramètre de longueur de liaison : A-B
         2. Calculez le paramètre de l’angle de liaison : A-B-C
         3. Sortie
         1
         Veuillez saisir le nom de l’élément de l’atome A dans A-B
         C
         Veuillez saisir le nom de l’élément de l’atome B dans A-B
         Ns
         Veuillez saisir la longueur de la liaison en nombre non positif
         c’est-à-dire de le calculer selon des règles empiriques
         1.455
         BOND C-ns 270.256 1.455
         REMARQUE : Le double soulignement est copié et ajouté dans le fichier frcmod. Pour cet exemple, il est ajouté sous la dernière ligne de la section BOND. Les angles dièdres sont ajoutés en fonction des valeurs rapportées par Alviz-Amador et ^al.9.
      3. Après avoir créé tous les paramètres de liaison, d’angle et de dièdre et les avoir ajoutés au fichier frcmod, enregistrez le fichier frcmod en vous assurant que les nouveaux paramètres sont inclus.
10. Pour la génération de fichiers de topologie et de coordonnées, tapez les commandes suivantes :
    tleap
    Source : leaprc.gaff2
    source leaprc.protein.ff14SB
    loadoff u00.lib
    loadamberparams u00.frcmod
    x = loadpdb complejo.pdb
    Source : leaprc.water.tip3p
    Charge x
    1. Ajoutez le nombre d’ions Na ou Cl nécessaires pour neutraliser la charge en tapant :
       addions x Na+ 5
       SolvateOct X TIP3PBOX 10.0
       Saveamberparm x Prot.topo Prot.coords
       REMARQUE : Si vous souhaitez ajouter des ions Cl au lieu de Na, remplacez Na+ par Cl-. Le 5 correspond au nombre d’ions à ajouter et est ajusté afin de neutraliser la charge.
11. Pour le type de calcul de molarité :
    queue -f prot.coords
    1. Copiez la dernière ligne produite, en la remplaçant par le contenu en gras dans l’instruction suivante. 0,15 correspond à la molarité cible.
       usr/bin/perl molarity.perl 0.15 101.3356150 101.3356150 101.3356150 109.4712190 109.4712190 109.4712190 Kconts
       Cela générera la quantité d’ions Cl- et Na+ à ajouter, comme décrit à l’étape 2.10. À ce stade, la génération de la topologie et des fichiers de coordonnées du résidu d’acide aminé modifié avec les nouveaux paramètres a lieu.

Figure 3 : Préparation du fichier de paramètres. (A) Image de référence illustrant l’apparence attendue du fichier de pré-épingle généré à l’étape 2.1. La visualisation du fichier a été réalisée à l’aide de l’éditeur de texte GNU nano v2.3.1. (B) Image de référence illustrant l’apparence attendue du fichier frcmod généré à l’étape 2.1. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Image de référence de la fenêtre XLEaP. (A) Affiche la réponse attendue lors de la saisie des commandes mentionnées. (B) Affiche les atomes qui doivent être supprimés (jaune) et l’option qui doit être sélectionnée pour le faire (rouge). (C) Montre une image de référence de ce à quoi devraient ressembler les extrémités terminales amino et carbonyle du résidu modifié après la suppression des groupes acétyle et méthylamine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Procédure de neutralisation de la charge. (A) Calcul de la charge totale après élimination des groupes acétyle et méthylamine. (B) Détermination de la nomenclature attribuée aux atomes du résidu. Faites attention à la nomenclature attribuée pour le N de la terminaison amino-terminale et le C de la terminaison carboxyle. (C) Identification des charges assignées pour ces deux atomes (N1 et C3) dans le tableau. Prenez la valeur de charge des atomes (divisée par 2) et ajoutez la valeur absolue de la charge obtenue. (D) Substitution des valeurs de charge de N1 et C3 par les valeurs obtenues. (E) Vérification que les frais qui en résultent sont maintenant nuls. (Toutes les données fournies sont fournies à titre indicatif seulement et peuvent varier en fonction du résidu modifié). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Image de référence de la structure souhaitée du fichier de bibliothèque (.lib). Il est important de noter que l’image fournie n’affiche qu’une représentation condensée du fichier complet. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Image de référence illustrant le positionnement correct du fichier from-lib.pdb. Il est important de noter que l’image affichée comprend les hydrogènes sur les terminaisons N et C, qui doivent être exclus avant d’enregistrer le fichier. L’image a été prise dans le logiciel Visualizer. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8 : mise à jour du fichier PDB. Image de référence de la procédure de remplacement des coordonnées du résidu (dans ce cas, Cys32) par le résidu modifié. Le fichier PDB résiduel modifié fait référence au fichier u00-moved.pdb. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Résultats

Afin d’illustrer la mise en œuvre du protocole et d’évaluer les résultats, les analyses suivantes seront considérées. L’ensemble de données généré par l’attribution de nouveaux paramètres aux résidus d’acides aminés modifiés a été construit sur la base de l’optimisation des structures électroniques, qui ont été prises en charge pour les chargements partiels de REEE. La figure 9 montre la conformation structurelle de l’un des résidus d’acides aminés optimisés avec l’affectation des paramètres.

Figure 9 : Résidu Cys-HHE synthétisé in silico. Représentation de l’acide aminé cystéine modifié par HHE avec la topologie et les paramètres de coordonnées attribués. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les structures obtenues à partir de niveaux DFT théoriques avec M062X/6-31G ont été comparées aux structures mécaniques classiques par des simulations de dynamique moléculaire dans AMBER. Chacun des paramètres obtenus à partir des simulations a montré une bonne corrélation avec les données théoriques de la mécanique quantique. Les erreurs moyennes de distance de liaison ont montré des valeurs d’environ 0,001 - 0,002 Å, tandis que les angles étaient de ~ 8,2°. La typologie, les distances et les constantes des liaisons et des angles sont énumérées dans le tableau 1. Ces données étaient similaires à celles rapportées dans l’article de données par Alviz-Amador et ^al.9. Les fichiers de paramètres sont disponibles à l’adresse http://research.bmh.manchester.ac.uk/bryce/amber/.

Cys-HHE
Méthode	Obligation			Angle
	(Å, ± Stdev)			(°, ± Stdev)
QM	S1 à C4	C6 à C8	C8 et C9	S1-C4-C5	O2-C6-C8	C6-C8-C9
(M062X/631G(D)	1.82	1.52	1.53	115.9	109.25	112.21
MM (AMBRE) aa seul	1,85 ±	1,55±	1,54 ±	111,66 ±	109,77 ±	113.16±
	0.002	0.002	0.002	0.152	0.14	0.148

Tableau 1 : Comparaison des paramètres de distance et d’angle de liaison. Les valeurs des distances de liaison et de l’angle obtenues par les méthodes quantiques (QM) et classiques n’ont montré aucune différence significative.

Une fois que chacun des paramètres des résidus d’acides aminés modifiés a été généré et validé, les comportements dynamiques ont été examinés par des simulations de dynamique moléculaire avec des trajectoires de 1 μs afin d’évaluer l’effet sur la stabilité de chaque résidu par rapport à son homologue natif (Figure 10). Les valeurs RMSD obtenues pour chacun des acides aminés modifiés n’ont pas montré de différences significatives par rapport à leur homologue natif, et ils ont maintenu leur stabilité conformationnelle tout au long de la trajectoire.

Figure 10 : Graphique RMSD des résidus synthétisés in silico. RMSD représentatif des résidus de cystéine non modifiés et modifiés avec HHE, HNE, MDA et ONE. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les fichiers résultant de la paramétrisation des résidus d’acides aminés modifiés ont été utilisés pour substituer des acides aminés structurels naturels dans des protéines qui présentent des preuves expérimentales de carbonylation. Cette substitution a été entreprise afin d’évaluer les impacts structurels et fonctionnels qui peuvent se produire dans la protéine à la suite de ces modifications. Il avait été rapporté par des études in silico de la carbonylation par des espèces carbonylées réactives sur des systèmes protéiques comme l’ankyrine et la thiorédoxine^10,11.

Discussion

L’une des étapes critiques dans le développement du protocole de paramétrage AMBER a été l’optimisation quantique des nouveaux résidus d’acides aminés modifiés avec les dérivés de peroxydation lipidique, en raison de la variabilité énergétique liée à la minimisation et à la manière d’attribuer les charges RESP dans l’antichambre AMBER. Pour cela, des méthodes d’optimisation ab initio avec Hartree-Fock (HF/6-31G) et la théorie fonctionnelle de la densité semi-empirique (DFT ; B3LYP/6-31G et M062X/6-31G) ont été établis pour évaluer la réponse à l’attribution de la charge. En conséquence, la fonction HF présentait un meilleur rapport performance/coût de calcul, en tenant compte de cela comme une étape précédente du protocole. Cela a également été démontré dans l’étude de Zhou et ^al.12.

Lors de l’application du protocole, il peut y avoir plusieurs sources d’erreurs. Les éventuelles entraves stériques générées par les structures supplémentaires de la modification conduisent souvent à des erreurs qui sont souvent résolues par les étapes de minimisation du système moléculaire. D’autre part, les paramètres des angles dièdres sont généralement ajustés à la fin du processus de paramétrage et, par conséquent, ils ont parfois tendance à apparaître comme une erreur possible, dans ce cas particulier, il est suggéré d’ajuster les paramètres par homologie, comme rapporté par Alviz-Amador⁹ et de l’ajouter dans le nouveau format pour éliminer l’erreur.

L’une des limites de la méthode est l’effort requis pour le développement étape par étape des paramétrisations. La génération de nouveaux paramètres à partir des nouvelles structures électroniques, puis l’adaptation de ces paramètres aux systèmes protéiques, nécessitent beaucoup de dévouement pour leur bonne exécution. Par conséquent, une bonne stratégie lors de la mise en œuvre de notre protocole est de suivre les instructions étape par étape et de lire attentivement le guide.

Dans le paysage des simulations de dynamique moléculaire, l’importance du protocole AMBER devient évidente. Sa nature adaptative et sa polyvalence en font un outil précieux pour les chercheurs qui explorent divers domaines de recherche. Au-delà de son application dans les systèmes protéiques, son extension aux structures macromoléculaires ouvre la porte à de nouvelles possibilités. Cette adaptabilité comble non seulement les lacunes existantes dans les méthodes de paramétrisation standard, mais offre également une voie pour la création de nouvelles structures, élargissant ainsi les horizons de la recherche en dynamique moléculaire. Au contraire, d’autres recherches démontrent que la paramétrisation conventionnelle des modifications post-traductionnelles est limitée à un type de modification particulier et est exclusivement dérivée de dépôts accessibles au public⁸, sans capacité de générer de nouvelles structures.

Les modifications résultant de la présence d’espèces carbonyles réactives sont fréquemment associées à une gamme de pathologies, notamment le cancer, les troubles métaboliques et les maladies dégénératives suivant différents mécanismes^13,14 . Le soutien fourni par ce protocole est utile pour évaluer diverses propriétés cruciales, telles que la stabilité conformationnelle, la flexibilité atomique, la perte de structures secondaires, l’accessibilité aux solvants et l’énergie d’interaction protéine-protéine, entre autres. Par conséquent, la mesure de ces propriétés pourrait s’avérer bénéfique dans des situations où les protéines carbonylées peuvent induire des altérations irréversibles dans les systèmes biologiques, conduisant à une instabilité conformationnelle, à une augmentation ou à une diminution de la flexibilité atomique et à la perte de structure secondaire^10,11.

En conclusion, le protocole de paramétrage AMBER, avec ses étapes critiques, son adaptabilité et sa polyvalence, est une méthode pionnière dans le domaine des simulations de dynamique moléculaire. Tout en reconnaissant ses limites, son importance est soulignée par sa capacité à combler les lacunes des méthodes existantes, fournissant aux chercheurs un outil puissant pour explorer les subtilités des structures moléculaires et des comportements à travers un éventail de systèmes biologiques et chimiques.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
AmberTools16 ou supérieur	Le projet		Amber est une suite de programmes de simulation biomoléculaire
Gaussian 09 ou Upper	Gaussian Inc		Dessinez et optimisez les structures
Linux Ubuntu	GNU/Linux		Plate-forme pour AmberTools
GPU NVIDIA GTX 1080 ou Upper	Nvidia		Compatible avec PMEMD

Amber