Article de méthode

Conservation de biomodèles porcins pour l’étude de l’anatomie humaine comparée

555 vues

⸱

DOI :

10.3791/66646

⸱

30 mai 2025

 ,  ,  ,  , 
1Departamento de Ciencias Básicas Médicas, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 2Departamento de Salud Pública y Medicina Comunitaria, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 3Translational Research Laboratory in Critical Care Medicine (TransLab-CCM), Universidad Icesi

Dans cet article

Résumé

Cet article présente un protocole de préservation des biomodèles porcins. La méthode proposée consiste à utiliser une solution chilienne modifiée avec une concentration réduite de formol. Le processus de conservation consiste à administrer la solution à la fois par réplétion et immersion de l’échantillon, suivie d’une déformolisation et d’un adoucissement des tissus à l’aide de glycérine.

Résumé

L’enseignement de l’anatomie humaine dans l’enseignement médical est confronté à des défis, nécessitant des alternatives efficaces pour que les étudiants puissent explorer concrètement la complexité anatomique. Les biomodèles porcins, avec leurs similitudes anatomiques avec les humains, offrent une solution prometteuse. Cet article présente un protocole détaillé pour la préservation des biomodèles porcins, répondant au besoin de méthodes accessibles et efficaces dans les études d’anatomie comparative. Ce protocole propose l’utilisation d’une solution chilienne modifiée pour la préservation des biomodèles, en utilisant des techniques de formalisation par réplétion et immersion. Par la suite, la déformalisation est réalisée à l’aide de la solution chilienne modifiée sans formaldéhyde, suivie d’un processus d’adoucissement à la glycérine. Étant donné la rareté de la littérature sur les techniques de conservation et l’absence d’une procédure ou d’un test standardisé pour évaluer la conservation des tissus, nous suggérons d’évaluer la qualité des tissus en fonction des mesures de résistance et d’élasticité. Nos résultats indiquent un niveau qualitativement élevé de préservation des tissus dans nos échantillons. De plus, ces biomodèles sont actuellement utilisés avec succès pour les études morphologiques et dans l’enseignement de l’anatomie comparée humaine aux étudiants en médecine.

Introduction

L’enseignement de l’anatomie dans les facultés de médecine se heurte souvent à des obstacles, tels que des difficultés d’accès aux corps humains pour la dissection et le manque d’installations adaptées. Ces limites soulignent la nécessité de trouver des alternatives efficaces qui permettent aux étudiants d’explorer la complexité anatomique de manière pratique et réaliste. Dans ce contexte, les biomodèles porcins sont apparus comme une alternative prometteuse en raison de leurs similitudes anatomiques avec l’homme, offrant un moyen accessible et efficace d’apprendre et d’enseigner l’anatomie1.

Les techniques de préservation anatomique visent à maintenir l’intégrité des tissus biologiques tout en minimisant les dommages. Ces techniques ont été utilisées à des fins éducatives, académiques et de recherche dans l’étude de l’anatomie humaine et vétérinaire. De nombreuses substances ont été testées pour préserver le corps, les organes et les tissus dans leur état naturel le plus longtemps possible2. Cependant, la préservation et la conservation des échantillons anatomiques restent difficiles, en particulier pour ceux destinés aux études morphologiques, où une préservation élevée des tissus estrequise3.

Même si les solutions utilisées traditionnellement sont largement disponibles, les limites de la pratique quotidienne sont évidentes. Le formol, l’une des substances les plus couramment utilisées, présente plusieurs inconvénients documentés pour la préservation des tissus. Il s’agit notamment de son odeur irritante, de sa toxicité élevée, des risques associés de cancer et de mutagénicité pour les manipulateurs, et des changements organoleptiques qu’il induit dans les tissus, tels que la rigidité et la décoloration. Ces changements peuvent altérer la perception des propriétés physiologiques des tissus lorsqu’ils sont étudiés après fixation, ce qui peut entraver des études morphologiques précises et exactes4. Des études ont montré que la fixation avec de fortes concentrations de formol entraîne un plus grand degré de rigidité tissulaire5. Des alternatives, telles que la technique d’embaumement Thiel, ont démontré des résultats prometteurs avec une meilleure conservation de la coloration d’origine et une meilleure souplesse des tissus6. Cependant, cette technique est plus coûteuse par rapport à d’autres solutions7. Ces défis offrent l’occasion de concevoir et de tester de nouvelles techniques de préservation abordables qui permettent toujours un enseignement de l’anatomie de haute qualité.

L’objectif de ce protocole est de décrire la méthodologie employée au Laboratoire d’anatomie de l’Universidad Icesi de Cali, en Colombie, pour la préservation des biomodèles porcins utilisés comme outils pédagogiques pour l’étude comparative de l’anatomie humaine.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

La technique décrite a été développée dans le plein respect des directives du Comité d’éthique institutionnel pour le soin et l’utilisation des animaux en expérimentation (CIECUAE) de l’Universidad Icesi, conformément à la loi 84 de 1989 et à la résolution n° 847 du recteur (9 juillet 2012). Cela garantit à la fois l’intégrité scientifique et le bien-être des animaux utilisés, en minimisant leurs souffrances. Des porcs Landrace mâles, âgés de 3 mois et pesant de 15 à 20 kg, ont été utilisés pour cette étude. Les réactifs et l’équipement requis sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Biomodèle porcin

  1. Sacrifice de l’animal
    1. Procéder à une évaluation vétérinaire générale et mettre en quarantaine l’échantillon de porc sélectionné pendant 24 h. Si l’animal ne présente aucun symptôme pendant cette période, procédez à l’euthanasie.
  2. Anesthésie
    1. Administrer l’anesthésie par voie intramusculaire à l’aide de kétamine + xylazine + atropine à des doses de 10 mg/kg, 0,5 mg/kg et 0,04 mg/kg, respectivement (selon les protocoles approuvés par l’établissement).
      REMARQUE : Assurez-vous d’une anesthésie profonde. Évaluez la profondeur de l’anesthésie par l’examen physique. L’anesthésie profonde est indiquée par une pupille dilatée et centrée, l’absence de réflexe palpébral, une dépression du réflexe cornéen et une diminution de la fréquence respiratoire, de la fréquence cardiaque et de la pression artérielle.
  3. Euthanasie
    1. Administrer 5 mL de pentobarbital/diphénylhydantoïne de sodium (390/50 mg/mL) par voie intraveineuse. Après l’administration de l’agent d’euthanasie, auscultez les paramètres physiologiques de l’animal pour l’espèce Suis Scrofa : HR, 60-90 ; FR, 8-18 ; et T° 37-39°C8.
    2. Surveillez la fréquence cardiaque jusqu’à ce qu’elle diminue progressivement et s’arrête complètement. Observez les changements immédiats tels que le relâchement du sphincter, les membranes cyanosiques et l’absence de réponse aux stimuli corporels. Considérez l’euthanasie comme complète après 5 minutes d’auscultation cardiaque sans détecter de battement cardiaque.
  4. Stockage et transport
    1. Transporter le biomodèle porcin de la salle d’intervention au laboratoire d’anatomie dans la demi-heure suivant l’euthanasie afin d’éviter la décomposition et la prolifération microbienne, optimisant ainsi la conservation du biomodèle.

2. Solution de préservation à base de solution chilienne

  1. Préparation de la solution chilienne modifiée
    1. Utilisez une solution chilienne modifiée contenant de l’éthanol, de la glycérine, du formaldéhyde, du chlorure de benzalkonium, de l’essence aromatique de café et de l’eau distillée. Assurez-vous que la solution a un pH de 7,0.
    2. Préparez la solution de préservation dans un réservoir de 50 L. Tout d’abord, ajoutez 10,6 L d’eau distillée dans le réservoir. Ensuite, ajoutez 7,6 L d’éthanol à 96 %, 5 L de glycérine, 0,5 L de chlorure de benzalkonium à 50 % et 0,1 L d’essence aromatique de café.
      REMARQUE : Voir le tableau 1 pour connaître les concentrations et les volumes requis de chaque composant nécessaire à la préparation de 25 L de la solution chilienne modifiée.

3. Administration de la solution de préservation chilienne modifiée

REMARQUE : Une fois la solution de conservation préparée, administrez-la par réplétion et immersion.

  1. Administration par réplétion de la solution de préservation chilienne modifiée
    REMARQUE : Utilisez des vêtements de biosécurité pour cette procédure : un demi-masque réutilisable avec des filtres A1P2, des lunettes de biosécurité, une blouse chirurgicale jetable à manches longues, un bonnet chirurgical, des jambières et des gants en nitrile.
    1. Approche chirurgicale
      1. Faites une incision le long de la linea alba (à l’aide d’un manche de scalpel 4, lame 22) de l’apophyse xiphoïde à la région pubienne.
      2. Identifier le tissu cellulaire sous-cutané et les fibres musculaires du muscle droit de l’abdomen.
        REMARQUE : Au moment de l’incision, identifiez le peu de tissu adipeux adhérant à la peau, connu sous le nom de tissu cellulaire sous-cutané, et les fibres musculaires du muscle droit de l’abdomen situées plus profondément9.
      3. Soigneusement coupé pour accéder au péritoine, assurant son ouverture à la cavité abdominale sans blesser le foie et les intestins, qui seront exposés immédiatement.
      4. Rétractez les anses intestinales vers le côté droit de la cavité abdominale. Identifiez le péritoine pariétal recouvrant les vaisseaux rénaux et rénaux gauches. Utilisez ces structures vasculaires pour localiser l’aorte abdominale.
      5. Trouver l’émergence du pédicule rénal gauche. Retirez le péritoine qui recouvre l’aorte à 5 cm au-dessus de l’artère rénale.
      6. Lors de l’exposition du pédicule rénal gauche, mobiliser les anses intestinales et inciser le péritoine recouvrant le hile. Disséquer antéropostérieurement pour identifier d’abord la veine rénale, qui est plus grande et située antérieurement.
      7. Localiser l’artère rénale vers l’arrière, en suivant sa trajectoire jusqu’à son origine dans l’aorte abdominale. Enfin, identifiez le bassinet du rein, la structure la plus postérieure du hile9.
      8. Disséquez soigneusement la partie postérieure de l’aorte. Utilisez de la soie 0/0 pour ligaturer l’aorte avec un nœud au-dessus du niveau de l’artère rénale et un autre nœud à 5 cm au-dessus.
      9. Clampez immédiatement l’aorte à l’aide de deux pinces Kelly aux deux extrémités du segment aortique isolé.
      10. Incisez la paroi aortique avec la pointe des ciseaux Metzembaum, en faisant une incision d’environ 0,3 cm dans la paroi antérieure de l’aorte, en prenant soin de ne pas la perforer.
      11. Noeudez l’extrémité distale tout en retirant la pince Kelly pour insérer une aiguille émoussée en forme de L de 3,2 mm dans la lumière artérielle. Retirez la pince de Kelly proximale et commencez la perfusion de la solution conservante chilienne modifiée.
    2. Perfusion aortique de la solution conservatrice chilienne modifiée
    3. Procéder à la perfusion de la solution conservative chilienne modifiée.
      REMARQUE : Administrer 0,25 L/kg avec une pression de 10 livres à l’aide d’une pompe à perfusion.
    4. Fin de la perfusion
      1. Une fois la perfusion de la solution de conservation terminée, retirez la canule de perfusion et nouez le site d’insertion avec de la soie 0/0 pour éviter le reflux de la solution de conservation. Fermez l’abdomen en suturant l’incision au niveau de la linea alba avec de la soie 0/0.
        REMARQUE : Pour évaluer si une perfusion adéquate a été obtenue, vérifiez les indicateurs aigus de saturation : extension des membres supérieurs et inférieurs, pléthore cervicale et thoracique et écoulement de la solution par les narines. Le temps de perfusion approximatif est de 2 h.
  2. Administration par immersion
    REMARQUE : Utilisez des vêtements de biosécurité pour cette procédure : un demi-masque réutilisable avec des filtres A1P2, des lunettes de biosécurité, une blouse chirurgicale jetable à manches longues, un bonnet chirurgical, des jambières et des gants en nitrile.
    1. Administration par immersion de la solution conservative chilienne modifiée
      1. Conservez l’échantillon porcin dans un réservoir de 300 L rempli de la même solution de préservation que celle décrite à l’étape 2.
        REMARQUE : Assurez-vous que le biomodèle est complètement immergé en utilisant environ 150 L de solution. Après l’immersion, conservez le biomodèle à 20 °C pendant 6 mois. L’absence de signes de décomposition (par exemple, œdème corporel, gonflement, odeur nauséabonde, lividité et friabilité des tissus) est un indicateur d’une conservation adéquate.

4. Solution de déformolisation basée sur la solution chilienne

  1. Préparation de la solution de déformolisation
    1. Utilisez une solution chilienne modifiée contenant de l’éthanol, de la glycérine, du chlorure de benzalkonium, de l’essence aromatique de café et de l’eau distillée. Assurez-vous que la solution a un pH de 7,0.
  2. Préparez la solution de déformmolisation dans un réservoir de 50 L. Ajoutez d’abord 11,1 L d’eau distillée, puis 7,8 L d’éthanol à 96 %, 5 L de glycérine, 1 L de chlorure de benzalkonium à 50 % et 0,1 L d’essence aromatique de café.
    REMARQUE : Se reporter au tableau 2 pour connaître les concentrations et les volumes requis de chaque composant nécessaire à la préparation de 25 L de la solution chilienne modifiée sans formaldéhyde.

5. Déformolisation

REMARQUE : Utilisez des vêtements de biosécurité pour cette procédure : un demi-masque réutilisable avec des filtres A1P2, des lunettes de biosécurité, une blouse chirurgicale jetable à manches longues, un bonnet chirurgical, des jambières et des gants en nitrile.

  1. Administration par immersion de la solution conservatrice chilienne modifiée sans formaldéhyde
    1. À la fin de la période de conservation par immersion de 6 mois, transférez le biomodèle dans un réservoir de 300 L rempli d’une solution de conservation chilienne modifiée sans formaldéhyde. Conservez le biomodèle pendant 4 semaines.
      REMARQUE : Assurez-vous que le biomodèle est complètement immergé en utilisant environ 150 L de solution.

6. Adoucissant la glycérine

  1. Immédiatement après le processus de déformolisation, immergez le biomodèle dans des solutions avec des concentrations croissantes de glycérine diluée dans l’eau : 50 %, 70 % et 90 % de glycérine. Maintenez le biomodèle dans chaque concentration pendant une semaine.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L’objectif de ce protocole est de présenter une technique efficace et viable qui permet de préserver les biomodèles porcins pour l’enseignement de l’anatomie humaine comparée. Il n’existe actuellement aucune méthode ou test normalisé pour évaluer la préservation des modèles. Par conséquent, la préservation globale du modèle a été évaluée à l’aide d’indicateurs de réplétion de la solution et de signes de décomposition après l’achèvement du protocole sur les échantillons. De plus, afin d’évaluer objectivement la viabilité ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Traditionnellement, les études anatomiques se sont appuyées sur des cadavres humains ; Cependant, les difficultés rencontrées lors de l’acquisition de ces spécimens ont conduit à l’exploration de méthodes alternatives. Les biomodèles porcins se sont avérés être des outils précieux pour l’étude de l’anatomie humaine, offrant des similitudes anatomiques qui facilitent l’apprentissage et son extrapolation à des applications médicales chez l’homme 12,13,14,15.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Nous exprimons notre gratitude au Département des sciences médicales fondamentales et au Bureau de recherche de l’Universidad Icesi pour leur soutien dans cette recherche.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Chlorure de benzalkoniumProté ; cnica Ingenierí ; aPROQUAT BC 50/80Numéro CAS. 68424-85-1
ÉthanolSans objetSans objetÉthanol 96
FormaldéhydeAlbor quí ; micosSans objetFormaldéhyde
GlycérineSans objetNon applicableGlycérine
Pompe d’injectionDisá ; nchezSpecial Injector YA-02Pompe d’injection
Pince KellySans objetSansPince Kelly
Ciseps MetzembaumNon applicableNon applicable CiseauxMetzembaum
Aiguille Disá ; nchezL canuleL canule
ScalpelSans objetNon applicable Manchescalpel 4/ Lame de scalpel 22
Suture  ; SoieSans objet NonapplicableSuture Soie 0/0
 % objet de

Références

  1. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Porcine models of digestive disease: the future of large animal translational research. Transl Res. 166 (1), 12-27 (2015).
  2. Guerra, J. A. B. Historia de la preservación de cadáveres humanos. Morfolia. 1, 3(2009).
  3. Balta, J. Y., Cronin, M., Cryan, J. F., O'Mahony, S. M. Human preservation techniques in anatomy: A 21st century medical education perspective. Clin Anat. 28 (6), 725-734 (2015).
  4. Bernardini, L., Barbosa, E., Charão, M. F., Brucker, N. Formaldehyde toxicity reports from in vitro and in vivo studies: A review and updated data. Drug Chem Toxicol. 45 (3), 972-984 (2022).
  5. Theeuwes, H. P., van Riel, M., Lange, J. F., Kleinrensink, G. J. A new model for training on human specimens in surgical-anatomical skills labs. Anat Physiol Biochem Int J. 3 (1), 0013-0017 (2017).
  6. Rakuša, M., Šaherl, L. K. Thiel embalming method used for anatomy dissection as an educational tool in teaching human anatomy, in research, and in training in comparison of different methods for long term preservation. Folia Morphol. 82 (3), 449-456 (2023).
  7. Hammer, N., et al. Comparison of modified Thiel embalming and ethanol-glycerin fixation in an anatomy environment: Potentials and limitations of two complementary techniques. Anat Sci Educ. 8 (1), 74-85 (2015).
  8. Jackson, P. G. G., Cockcroft, P. D., Elmhurst, S. Clinical examination of farm animals: Wiley Online Library. , (2002).
  9. Delaney, C. P. Netter's surgical anatomy and approaches. E-Book: Netter's Surgical Anatomy and Approaches E-Book. , Elsevier Health Sciences. (2020).
  10. Agache, P. G., Monneur, C., Leveque, J. L., De Rigal, J. Mechanical properties and Young's modulus of human skin in vivo. Arch Dermatol Res. 269, 221-232 (1980).
  11. McKee, C. T., Last, J. A., Russell, P., Murphy, C. J. Indentation versus tensile measurements of Young's modulus for soft biological tissues. Tissue Eng Part B Rev. 17 (3), 155-164 (2011).
  12. Echarte, O. Z. Evaluación del nuevo dispositivo Surgicric para cricotiroidotomía de emergencia en un modelo porcino. Rev Electr AnestesiaR. 8 (12), 2(2016).
  13. Vargas, D., et al. Caracterización de las arterias coronarias en corazón de porcino como modelo anatómico didáctico en estudiantes del área de la salud. Morfolia. 12 (1), 56-74 (2020).
  14. Fernández-Trujillo, L., et al. El biomodelo porcino en la investigación médica traslacional: del biomodelo al humano en trasplante pulmonar. Biomédica. 39 (2), 300-313 (2019).
  15. Villate, M. A. M., Méndez, J. D. B., Echeverry, J. E. P. Anatomía quirúrgica del ojo: Revisión anatómica del ojo humano y comparación con el ojo porcino. Morfolia. 8 (3), 21-44 (2016).
  16. Kocbek, L., Rakuša, M. Thiel's embalming method: Review of the literature and our institute's experience. Acta Med Biotechnol. 10 (2), 34-42 (2017).
  17. Guerrero Guzmán, C. C., et al. Restoration and conservation of anatomic pieces. Anat Cell Biol. 52 (3), 255-261 (2019).
  18. Balta, J. Y., Lamb, C., Soames, R. W. A pilot study comparing the use of Thiel- and formalin-embalmed cadavers in the teaching of human anatomy. Anat Sci Educ. 8 (1), 86-91 (2015).
  19. Hayashi, S., et al. History and future of human cadaver preservation for surgical training: From formalin to saturated salt solution method. Anat Sci Int. 91, 1-7 (2016).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Anatomie compar ePr servation de biomod lesTechniques de formalinisationSolution chilienne modifi eConservation des tissusAssouplissement la glyc rinetudes morphologiquesducation m dicale
Vidéo bientôt disponible

Articles connexes