Article de méthode

Un modèle d’anévrisme de l’aorte abdominale chez la souris par infiltration péri-adventice de chlorure de calcium et d’élastase

DOI :

10.3791/66674

⸱

2 août 2024

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1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 2Key Laboratory of Birth Defects and Related Diseases of Women and Children of MOE, State Key Laboratory of Biotherapy, West China Second University Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce manuscrit présente un protocole permettant d’établir un modèle d’anévrisme de l’aorte abdominale chez la souris à l’aide de chlorure de calcium et d’élastase, combinant les avantages des méthodes de modélisation précédentes. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes physiopathologiques sous-jacents aux anévrismes de l’aorte abdominale.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’anévrisme de l’aorte abdominale (AAA) est une maladie potentiellement mortelle associée à des taux de mortalité élevés. Elle se caractérise par la dilatation permanente de l’aorte abdominale avec une augmentation d’au moins 50% du diamètre artériel. Divers modèles animaux d’AAA ont été introduits pour imiter les changements physiopathologiques et étudier les mécanismes sous-jacents de l’AAA. Parmi ces modèles, les modèles AAA induits par le chlorure de calcium (CaCl2) et l’élastase sont couramment utilisés chez la souris. Cependant, ces méthodes ont certaines limites. La perfusion intraluminale traditionnelle d’élastase pancréatique pancréatique porcine (EPI) est associée à une difficulté technique élevée et à un taux de rupture élevé, tandis que l’administration péri-adventice d’EPI donne des résultats incohérents. De plus, le modèle AAA induit par CaCl2 ne présente pas de caractéristiques AAA humaines, telles que l’athérothrombose et la rupture d’anévrisme. Par conséquent, l’application combinée de CaCl2 et d’EPI a été proposée comme approche pour améliorer les taux de réussite et induire de plus grandes augmentations de diamètre dans les modèles animaux AAA. Ce manuscrit présente un protocole complet pour l’établissement d’un modèle d’AAA chez la souris par infiltration périaortique d’EPI et de CaCl2 dans le segment infrarénal de l’aorte abdominale. En suivant ce protocole, nous pouvons atteindre un taux de formation AAA d’environ 90% avec une simplicité technique et une reproductibilité. D’autres expériences échographiques et histologiques confirment que ce modèle reproduit efficacement les changements morphologiques et pathologiques observés dans l’AAA humain.

Introduction

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L’anévrisme de l’aorte abdominale (AAA) est défini comme une augmentation du diamètre de plus de 50 % ou un diamètre aortique maximal supérieur à 3 cm dans l’aorte abdominale. Cette condition représente une menace importante pour la vie, avec un taux de mortalité d’environ 90% lors de la rupture d’un anévrisme 1,2,3. À l’heure actuelle, la réparation chirurgicale ouverte et la réparation endovasculaire de l’aorte (EVAR) sont les seules interventions disponibles pour les patients atteints d’AAA 4,5,6. Cependant, il n’y a pas suffisamment de preuves pour soutenir l’efficacité des traitements médicaux dans l’inhibition de la formation d’anévrisme ou le ralentissement du taux de croissance de l’aorte abdominale chez les patients qui n’ont pas d’indications chirurgicales7. Néanmoins, des traitements non spécifiques, y compris la surveillance persistante du diamètre maximal de l’anévrisme, le contrôle de la pression artérielle, le traitement antiplaquettaire et les statines, sont utilisés pour réduire autant que possible le risque de rupture soudaine de l’anévrisme et d’événements cardiovasculaires et neurologiques potentiels. Malgré cela, le rôle des médicaments antiplaquettaires et des statines dans la prévention de la rupture d’anévrisme reste controversé et nécessite des études plusapprofondies 5,7,8,9,10.

Un modèle animal stable d’AAA est essentiel pour étudier la pathogenèse de l’AAA, et de nombreuses méthodes ont été introduites pour établir un tel modèle 11,12,13. Actuellement, le chlorure de calcium (CaCl2), l’élastase, l’angiotensine II (Ang II), les xénogreffes et les modèles transgéniques sont utilisés pour établir des modèles AAA de rongeurs 11,12,13. Parmi ceux-ci, l’Ang II est le plus couramment utilisé chez la souris, tandis que le CaCl2 et l’élastase sont également largement utilisés chez la souris et le rat 11,12,13,14. Le modèle AAA induit par l’Ang II est le seul modèle animal capable d’induire une athérosclérose qui ressemble étroitement à la pathologie AAA humaine, qui est simple et reproductible et évite la nécessité d’une laparotomie 11,12,13. Cependant, contrairement aux modèles induits par CaCl2 ou l’élastase, le site des anévrismes induits par l’Ang II est incertain et fréquemment observé dans l’aorte descendante ou l’aorte abdominale surrénale, avec un risque accru de rupture 11,12,13,14. Le taux d’incidence des anévrismes du modèle AAA induit par l’Ang II chez les souris déficientes en gènes peut atteindre 100%, alors que seulement 39% des souris C57BL/6 ont développé des anévrismes, et le temps et le coût économique d’obtention de souris déficientes en gènes sont élevés13,15.

Initialement introduit par Gertz et al., CaCl2 a été utilisé pour induire la formation d’anévrisme dans l’artère carotide et plus tard modifié par Chiou et al. pour établir un modèle AAA chez la souris16,17. Cependant, malgré sa capacité à induire la dégradation des fibres élastiques, l’inflammation des vaisseaux et la dégradation de la matrice extracellulaire, le CaCl2 manque de plusieurs caractéristiques AAA humaines, notamment l’athérothrombose, le thrombus intraluminal (ILT) et la rupture de l’anévrisme12,18. De plus, le taux de formation et le pourcentage d’augmentation du diamètre de l’application périaortique de CaCl2 restent instables13,19. Le modèle initial de perfusion d’élastase pancréatique porcine (EPI) intraluminale pour induire l’AAA a été développé par Anidjar et al. en 1990, suivi par le rapport de Bhamidipati et al. sur l’infiltration péri-adventice de l’EPI dans un modèle murin20,21. De nos jours, la majorité des modèles animaux d’AAA induits par l’élastase utilisent le protocole de Bhamidipati en raison de sa faisabilité et de sa nature peu invasive. Cependant, il est important de noter que le taux d’incidence et le diamètre maximal de l’AAA peuvent varier et sont généralement inférieurs à la perfusion intra-aortique de l’EPI. De plus, les anévrismes induits par l’application périaortique d’élastase présentent une tendance à cicatriser spontanément 11,12,20,21,22,23.

Pour remédier à ces limites, Tanaka et al. ont proposé une approche combinée impliquant la perfusion intraluminale d’EPI et l’infiltration de CaCl2 pour établir un modèle AAA chez le rat, qui a donné des résultats satisfaisants24. De plus, Zhu et al. ont démontré que le modèle PPE + CaCl2 offre des avantages tels que des taux de survie plus élevés et des taux de formation d’anévrisme plus élevés par rapport au groupe PPE unique et au groupe PPE + BAPN25. Cette approche combinée présente également une bonne stabilité et reproductibilité. De plus, Bi et al. ont réussi à établir un modèle AAA de lapin via la combinaison du CaCl2 périaortique et de l’incubation de l’élastase. Le taux de dilatation moyen était de 65,3 % ± 8,9 % le jour 5, qui a encore augmenté à 86,5 % ± 28,7 % le jour 15 et a considérablement augmenté à 203,6 % ± 39,1 % le jour 3026. Cependant, il n’existe actuellement aucune littérature faisant état de l’induction de l’AAA chez les rongeurs en combinant l’application périaortique de CaCl2 et d’élastase.

Ce manuscrit présente un protocole standard pour l’établissement d’un modèle murin d’AAA par l’utilisation combinée du CaCl2 péri-adventice et de l’infiltration d’élastase. Les sections suivantes fournissent des procédures chirurgicales détaillées et présentent des résultats représentatifs du modèle murin AAA.

Protocole

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Le protocole d’expérimentation animale était conforme au Guide du National Institute of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (NIH Pub No. 86/23, 1985) et a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Hôpital de Chine occidentale de l’Université du Sichuan (numéro d’approbation 202311300012). Des souris mâles C57/B6J âgées de huit à dix semaines ont été utilisées pour cette étude. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés sont répertoriés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation préopératoire

  1. Prélevez les animaux et nourrissez-les avec de l’eau propre dans des conditions standard (température 24 °C, humidité 40 % à 50 %, cycle lumière-obscurité de 12 h).
  2. Coupez un coton en bandes de 40 mm x 4 mm et stérilisez-le avec des ciseaux, des pinces et d’autres équipements chirurgicaux.
  3. Placez l’animal dans la chambre d’induction de l’appareil d’anesthésie et utilisez de l’isoflurane à 3 % à 3,5 % pour induire rapidement l’anesthésie (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement). De plus, prescrire du butorphanol (1 mg/kg, injection intramusculaire) comme analgésie préventive.
    1. Retirez la souris de la chambre lorsqu’elle ne répond plus à la stimulation de la douleur, puis placez un masque sur la souris et maintenez la profondeur de l’anesthésie avec 1 % à 1,5 % d’isoflurane. Surveillez la fréquence respiratoire et la profondeur toutes les 5 à 10 minutes.
  4. Placez la souris en position couchée sur le coussin chauffant, utilisez du ruban adhésif pour immobiliser les membres et appliquez une pommade pour les yeux pour éviter la sécheresse.
  5. Utilisez un rasoir électrique ou une lotion dépilatoire pour éliminer complètement les poils de la région abdominale, puis désinfectez cette zone avec des cotons-tiges imbibés de povidone iodé et d’éthanol dans un mouvement circulaire au moins trois fois.

2. Intervention chirurgicale

  1. Placez la souris sous un stéréomicroscope. À l’aide de ciseaux, faites une incision longitudinale d’environ 2 à 2,5 cm le long de la ligne médiane de l’abdomen.
  2. Entrez dans la cavité péritonéale par la ligne blanche (approche transabdominale), placez un écarteur pour exposer la cavité péritonéale et emballez les intestins et le côlon dans la moitié droite de l’abdomen à l’aide d’une gaze normale imbibée de solution saline.
  3. Effectuez une séparation brutale du tissu conjonctif et adipeux adjacent à l’aorte abdominale infrarénale et à la veine cave inférieure (VC) à l’aide de pinces et de cotons-tiges. Disséquez doucement l’aorte abdominale et exposez l’espace entre l’aorte abdominale et le grand psoas sus-jacent, comme indiqué précédemment25.
    1. Insérez les bandes de coton stérilisées dans cet espace, en faisant extrêmement attention de ne pas endommager l’artère lombaire ou la veine. Il n’est pas nécessaire d’isoler l’aorte abdominale de la VC.
  4. Imbibez la boule de coton avec 0,9 M de CaCl2 et placez-la sur l’adventice de l’aorte abdominale pendant 15 min. Utilisez de la gaze stérilisée pour couvrir la cavité abdominale pendant le processus d’infiltration.
  5. Retirez délicatement la boule de coton imbibée de CaCl2 et lavez le segment infiltré avec une solution saline à 0,9 %.
  6. Diluez l’élastase à 2 mg/mL (8 U/mL) avec du jjH2O. À l’aide d’une seringue à insuline, appliquez 50 μL d’élastase diluée sur le segment infrarénal de l’aorte abdominale et enroulez les bandes de coton pour couvrir l’aorte abdominale et la VCI. Utilisez de la gaze stérilisée pour couvrir la cavité abdominale pendant le processus d’infiltration. Dans le groupe placebo, utilisez une solution saline normale à 0,9 % pour remplacer le CaCl2 et l’EPI.
  7. 15 min plus tard, retirez délicatement la gaze et les bandes de coton. Remettez les intestins et le côlon dans leur position d’origine, couvrez l’aorte traitée avec le mésentère et humidifiez les intestins pour éviter l’adhérence.
  8. Fermez la couche musculaire et la peau séparément à l’aide d’une suture en polypropylène non résorbable 6-0. Désinfectez la zone chirurgicale avec de la povidone iodée et de l’éthanol.
  9. Placez la souris sur un coussin chauffant et surveillez son état respiratoire jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience. Noter la durée de l’opération et le nombre d’animaux de laboratoire. Prescrire du carprofène (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) comme analgésie postopératoire pendant au moins 3 jours après l’opération, selon les recommandations vétérinaires.

3. Examen échographique

  1. 21 jours après la chirurgie, effectuez une échographie pour évaluer le taux d’incidence de l’AAA.
  2. Anesthésie la souris (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement) et enlève les poils abdominaux comme décrit précédemment.
  3. Placez la souris sur le coussin chauffant de l’appareil à ultrasons pour rongeurs. Appliquez du couplant à ultrasons sur l’abdomen et mesurez le diamètre maximal de l’anévrisme et le diamètre du segment normal de l’aorte abdominale.
    1. Calculez le pourcentage accru de l’aorte abdominale infrarénale. Le critère de réussite de la formation de l’AAA est que le diamètre maximal de l’AAA a augmenté de 50 % ou plus par rapport au diamètre du segment normal de l’aorte abdominale infrarénale.
  4. Utilisez une serviette pour essuyer le couplant à ultrasons restant après l’examen et placez la souris sur le coussin chauffant jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie.

4. Prélèvement de l’aorte abdominale et expériences pathologiques

  1. Sacrifier la souris par surdosage d’isoflurane le jour suivant l’échographie (selon les protocoles approuvés par l’établissement).
  2. Ouvrez les cavités thoracique et abdominale et effectuez une perfusion avec 1x PBS à travers le ventricule gauche jusqu’à ce que les poumons et le foie deviennent blancs, en suivant la procédure décrite dans la littérature précédente27.
  3. Utilisez un pied à coulisse numérique pour mesurer le diamètre externe de l’aorte infrarénale. Prélever l’aorte abdominale infrarénale au microscope et stocker le récipient dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 à 48 h.
  4. Retirez le tissu conjonctif et adipeux entourant l’aorte abdominale. Incorporez l’aorte dans de la paraffine pour préparer des sections, en coupant les sections en tranches de 3 à 5 μm comme décrit précédemment18,28.
  5. Effectuer la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E), au trichrome de Masson et à l’élastique de Van Gieson (EVG) sur les tranches déparaffinisées à l’aide des kits de coloration respectifs selon les instructions du fabricant.
    1. Analysez la structure des vaisseaux et l’inflammation avec la coloration H&E, observez la dégradation de la matrice extracellulaire (ECM) et les fibres de collagène avec la coloration trichrome de Masson, et examinez les fibres élastiques avec la coloration EVG.

Résultats

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Dans cette étude, un total de 24 souris ont été incluses et assignées au hasard : 12 dans le groupe Sham et 12 dans le groupe PPE + CaCl2 , respectivement. Toutes les données sont présentées sous forme de moyennes ± d’écarts-types, sauf indication contraire. La durée moyenne de l’opération était de 55,67 min ± 4,08 min. Il n’y a pas eu de décès peropératoires ni de ruptures d’anévrisme, et le taux de survie dans les 21 jours suivant la chirurgie était de 100 %. Aucune adhérence intestinale sévère ou complication liée à la dissection de l’aorte abdominale n’a été observée.

Dans le groupe PPE + CaCl2 , 11 souris sur 12 (91,67 %) ont développé un AAA 21 jours après la chirurgie, tandis qu’aucune formation d’anévrisme n’a été observée dans le groupe Sham. Le diamètre interne maximal moyen de l’aorte abdominale infrarénale était de 1,29 mm ± 0,18 mm dans le groupe PPE + CaCl2 , contre 0,50 mm ± 0,04 mm dans le groupe placebo. Le pourcentage moyen d’augmentation du diamètre interne de l’aorte abdominale infrarénale dans le groupe PPE + CaCl2 était de 99,50 % ± 25,42 %. Le diamètre maximal moyen de l’aorte infrarénale externe était de 1,49 mm ± 0,19 mm dans le groupe PPE + CaCl2 , contre 0,61 mm ± 0,04 mm dans le groupe Sham.

Des images représentatives de l’aorte abdominale dans les groupes Sham et PPE + CaCl2 au stéréomicroscope et à l’échographie ont été présentées dans les figures 1A, B. Les résultats de l’analyse statistique du diamètre interne et externe maximal moyen de l’aorte abdominale infrarénale dans les groupes PPE + CaCl2 et Sham ont été présentés dans les figures 1C et D. Un examen histologique plus approfondi avec coloration H&E a révélé un épaississement de la paroi aortique et une infiltration de cellules inflammatoires dans le groupe PPE + CaCl2, tandis que la coloration trichrome de Masson a montré une dégradation de la matrice extracellulaire et un dépôt de fibres de collagène dans la paroi de l’aorte. La coloration EVG a démontré une dégradation des fibres élastiques (Figure 1E).

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Figure 1 : Résultats du modèle AAA de souris établi par l’infiltration péri-adventice de CaCl2 et d’élastase. (A) Images représentatives de l’aorte abdominale normale et de l’AAA au stéréomicroscope. (B) Images échographiques transversales et longitudinales de l’aorte abdominale dans le groupe Sham et PPE + CaCl2. (C) Analyse statistique du diamètre interne maximal de l’aorte abdominale infrarénale dans le groupe Sham et PPE + CaCl2, ****p < 0,0001. (D) Comparaison du diamètre de l’aorte infrarénale externe du groupe Sham et PPE + CaCl2, ****p < 0,0001. (E) Images de coloration H&E, Masson et EVG de l’aorte abdominale. Barres d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

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La recherche sur les mécanismes moléculaires de l’AAA nécessite un modèle animal stable. Par conséquent, de nombreux modèles animaux AAA ont été établis depuis son développement initial par Economou et al. dans les années 196029. Parmi ces modèles, le CaCl2 est fréquemment utilisé chez les rongeurs en raison de sa rentabilité, de sa simplicité technique et de sa reproductibilité fiable. Cependant, l’infiltration périvasculaire de CaCl2 s’est avérée instable dans l’établissement de l’AAA. Bi et al. et Freestone et al. ont rapporté que seulement environ 60 % des rats ont développé une AAA, même lorsque le critère de formation de l’AAA a été défini comme une augmentation de 20 % par rapport au segment normal de l’aorte abdominale. Les deux études ont noté qu’aucune formation d’anévrisme n’a été observée après une seule incubation périaortique de 0,5 mol/L de CaCl2 pendant 20 min 13,19,26,30.

De plus, il n’existe actuellement aucun consensus dans la littérature existante concernant la concentration optimale de l’infiltration de CaCl2, le temps d’exposition et la durée du suivi11. En tant que tel, le modèle AAA induit par l’élastase est le deuxième modèle de rongeur le plus couramment utilisé pour l’étude de l’AAA. Cependant, la perfusion intra-aortique d’EPI est associée à des taux de mortalité périopératoire et postopératoire élevés, jusqu’à 40 %. De plus, des écarts notables entre les sexes ont été observés dans le modèle AAA induit par l’EPI, les souris femelles présentant un pourcentage d’augmentation du diamètre aortique beaucoup plus faible par rapport à leurs homologues mâles 11,20,25,31,32,33.

Pour remédier à ces limites, une version modifiée du modèle AAA induit par l’élastase impliquant l’infiltration périvasculaire de l’élastase a été introduite comme une alternative réalisable et moins invasive. Cependant, il convient de noter que le taux de formation et le diamètre de l’anévrisme en utilisant cette approche étaient moins stables qu’avec la perfusion EPI intraluminale 11,12,21,22. Par conséquent, les chercheurs ont proposé une combinaison de CaCl2 péri-adventice et d’incubation d’élastase pour établir l’AAA chez les lapins, qui s’est avérée simple, efficace et reproductible26.

Entre-temps, une autre étude a établi un modèle AAA chez le rat en combinant la perfusion d’EPI et l’incubation de CaCl2 , démontrant que le modèle PPE + CaCl2 présente des taux de survie élevés, des taux de formation d’anévrisme élevés et une bonne reproductibilité25. Cependant, il n’existe actuellement aucune littérature sur la façon d’utiliser l’EPI péri-aortique + l’infiltration de CaCl2 pour établir l’AAA chez la souris et ses résultats.

Cet article indique que le taux d’incidence de l’AAA et l’augmentation du pourcentage de diamètre de l’aorte en utilisant ce protocole sont restés stables sans décès périopératoires, comme le confirment les examens échographiques et histologiques. De plus, ce protocole induit efficacement des changements morphologiques et pathologiques similaires à ceux observés dans l’AAA humaine. De plus, le temps moyen d’intervention de ce protocole a été limité à moins de 1 h, dont 15 min d’infiltration de CaCl2 et 15 min d’incubation d’EPI. Ce protocole chirurgical est robuste et facile à mettre en œuvre, en utilisant des matériaux facilement disponibles. Ces avantages suggèrent son application potentielle dans de futurs efforts de recherche fondamentale.

Il existe des écarts dans le taux de développement d’anévrisme dans les modèles animaux d’AAA induits par EPI ou CaCl2, et les modèles actuels induits chimiquement ne peuvent garantir un taux de réussite de 100 % dans l’établissement de AAA 11,12,13. Bien que des changements pathologiques associés à l’AAA, tels que l’inflammation chronique, l’épaisseur de l’intima/média, la dégradation élastique, la calcification et le thrombus intraluminal, puissent être observés après une infiltration d’EPI ou de CaCl2, la dilatation de l’aorte ou la formation d’un anévrisme peut avoir tendance à guérir spontanément car la période d’application du produit chimique est limitée et ne fournit pas d’activité continue une fois que le stimulus s’arrête12, 23. Épisode 23 De plus, la procédure chirurgicale pour établir l’AAA ne peut pas être complètement normalisée, ce qui entraîne des variations potentielles dans l’étendue de l’exposition de l’aorte abdominale, ce qui peut avoir un impact sur la formation d’anévrisme. Cependant, même chez les souris où la modélisation n’a pas abouti, le diamètre de l’aorte abdominale présentait toujours une expansion significative de 44%, ce qui indique que cette méthode peut induire une augmentation considérable de l’aorte abdominale, bien qu’elle ne réponde pas toujours aux critères de diagnostic de l’anévrisme de l’aorte abdominale.

Il est particulièrement important de noter que plusieurs étapes cruciales sont impliquées dans ce protocole. Tout d’abord, il est impératif d’exposer adéquatement l’aorte abdominale infrarénale lors de l’établissement du modèle AAA de souris. La maximisation de la séparation du tissu conjonctif et adipeux entourant l’aorte abdominale facilite une meilleure infiltration du CaCl2 et de l’élastase dans la couche intermédiaire de l’aorte abdominale infrarénale, augmentant ainsi le taux de formation d’anévrisme22. De plus, il peut être plus facile de séparer le tissu conjonctif et le tissu adipeux après une infiltration de CaCl2. Par conséquent, si la dissection initiale des tissus environnants n’est pas satisfaisante, il est conseillé de continuer à séparer le tissu conjonctif adjacent à l’aorte abdominale après l’infiltration de CaCl2. Cependant, l’exposition de l’aorte abdominale comporte des risques inhérents d’endommager l’artère lombaire et la veine, ce qui peut entraîner de graves saignements et des résultats mortels pendant ou après la chirurgie. Par conséquent, la plus grande prudence doit être exercée lors de l’ablation du tissu conjonctif et adipeux autour de l’aorte abdominale. Une autre étape importante de ce protocole implique la séparation de l’aorte abdominale de la veine cave inférieure (VCI). Des études antérieures et des résultats expérimentaux indiquent systématiquement que le fait de disséquer ou non la VCI de l’aorte abdominale n’a aucun impact sur la formation de l’anévrisme, ce qui la rend inutile pour cette procédure18,22.

Cette étude présente plusieurs limites. Tout d’abord, il manque des données de base sur le taux d’incidence des anévrismes et des changements pathologiques dans l’aorte abdominale à divers moments. De plus, il n’a pas évalué les niveaux de biomarqueurs importants impliqués dans le développement de l’AAA, tels que MMP2, MMP9, TIMP1 et SMA. Deuxièmement, cette méthode n’a jamais été utilisée auparavant chez la souris et ne comporte pas de comparaisons transversales avec d’autres modèles couramment utilisés, en particulier ceux impliquant PPE ou CaCl2 seuls, pour évaluer la formation d’anévrisme et les caractéristiques pathologiques. Troisièmement, l’AAA induite par cette méthode manque de plusieurs caractéristiques de l’AAA humain, notamment l’athérosclérose et la thrombose intra-muros. De plus, les concentrations de CaCl2 et d’élastase utilisées dans cette méthode, ainsi que le temps d’infiltration, diffèrent légèrement de ceux utilisés dans les études précédentes. Les auteurs visent à répondre à ces questions par le biais d’investigations expérimentales dans de futures études.

Une autre limite de ce protocole est son applicabilité à des modèles d’animaux plus grands, tels que le porc ou le canin. À l’heure actuelle, les agents chimiques individuels comme l’élastase, la collagénase ou le CaCl2 n’ont pas démontré leur capacité à induire une dilatation de 50 % de l’aorte abdominale chez les non-rongeurs, à l’exception des lapins. Seules des combinaisons de produits chimiques et d’angioplastie ou d’autres interventions chirurgicales ont montré un potentiel d’induction de la formation d’anévrisme chez les chiens et les porcs11,34. Des recherches antérieures ont également indiqué que les anévrismes présentaient des signes de régénération au cours d’un suivi de 5 mois dans un modèle AAA de lapin induit par l’élastase35. Bien que Bi et al. aient démontré l’induction de l’AAA chez les lapins à l’aide de ce protocole, d’autres études sont nécessaires pour déterminer sa validité et ses résultats à long terme chez les porcs ou les chiens26.

La dernière limitation concerne l’inclusion uniquement des souris mâles, car l’induction de l’AAA chez les souris femelles à l’aide d’élastase a été associée à des taux plus faibles de formation d’anévrisme et à un pourcentage de dilatation de l’aorte plus faibles 11,13,33,36. Cependant, des études menées par Xue et al. ont démontré que l’application périvasculaire d’élastase seule entraînait un taux d’incidence de 90 % de l’AAA chez les souris femelles. Cela suggère que ce protocole pourrait également être efficace chez les souris femelles22, bien que d’autres études soient nécessaires pour confirmer son efficacité. Il est également important de noter que les dommages à la structure des vaisseaux et aux fibres élastiques ne se produisent que du côté infiltré par le CaCl2 et l’élastase, et qu’aucun changement pathologique n’apparaît du côté adjacent à la veine cave inférieure (VCI) en raison de leur proximité. Cependant, comme mentionné précédemment, ces facteurs n’ont pas d’impact sur le taux d’incidence de l’AAA ou sur le pourcentage d’augmentation de la taille de l’aorte abdominale au cours du développement de l’AAA.

En conclusion, ce manuscrit présente un nouveau modèle d’AAA chez la souris, sûr, stable et reproductible, démontrant un taux d’incidence élevé d’AAA, une dilatation significative de l’aorte abdominale et des changements physiopathologiques ressemblant à ceux observés dans l’AAA humain. Malgré ses limites, ce modèle murin AAA présente un grand potentiel pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents à l’AAA et pour développer des approches thérapeutiques efficaces pour les patients atteints de cette maladie.

Déclarations de divulgation

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Les auteurs déclarent que la recherche a été menée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par les Fondations nationales des sciences naturelles de Chine (n° 82300542, 81770471), le Programme des sciences et technologies du Sichuan (n° 2022YFS0359, 2019JDRC0104) et le Projet de recherche postdoctorale, Hôpital de Chine occidentale, Université du Sichuan (n° 2023HXBH108). Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte, l’analyse et l’interprétation des données, ni dans la rédaction du manuscrit.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Machine d’anesthésieRWDR550
ButorphanolJiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd220608BP1ml : 1mg
C57BL / 6JGpt Souris mâlesGemPharmatechN000013
Chlorure de calciumSigma AldrichC4901100 g
CarprofèneMCEHY-B1227100 mg
Chow DietDossy Animaux Expérimentaux Co.Ltd
Pied à Coulisse NumériquePlus VertIP54
ÉthanolJinhe Pharmaceutique Co.Ltd53968275 %/500 mL
EVG Kit de colorationSolarbioG1597
GraphPad PrismGraphpadVer 9.0.0
H& E Kit de colorationServicebioG1076
Seringue à insulineBD2143420
IsofluraneRWDR510-22-4100 mL
Kit de coloration MassonServicebioG1006
Saline normaleServicebioG4702500 mL
ParaformaldéhydeBiosharpBL539A4 %/500 mL
PBS, 1xServicebioG4202500 mL
Élastase pancréatique porcineSigma AldrichE1250100 mg
Povidine IodeYongan Pharmaceutique Co.Ltd5 %/100 mg
Prolene Polypropylène SutureEthicon LLC8709H
Rongeurs Système d’échographieFujifilmVevo 3100LT
StéréomicroscopeOlympusSZ61
de couplant à ultrasonsKepplerKL-250250 g
Huile

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaikof, E. L., et al. The Society for Vascular Surgery practices guidelines on the care of patients with an abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 67 (1), 2-77 (2018).
  2. Johnston, K. W., et al. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on reporting standards for arterial aneurysms, ad hoc committee on reporting standards, society for vascular surgery and north American chapter, international society for cardiovascular surgery. J Vasc Surg. 13 (3), 452-458 (1991).
  3. Bown, M. J., Sutton, A. J., Bell, P. R. F., Sayers, R. D. A meta-analysis of 50 years of ruptured abdominal aortic aneurysm repair. Br J Surg. 89 (6), 714-730 (2002).
  4. Erbel, R., et al. Esc guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases: Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. The task force for the diagnosis and treatment of aortic diseases of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  5. Wanhainen, A., et al. Editor's choice - European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2019 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  6. Veith, F. J., Ohki, T., Lipsitz, E. C., Suggs, W. D., Cynamon, J. Treatment of ruptured abdominal aneurysms with stent grafts: A new gold standard. Semin Vasc Surg. 16 (2), 171-175 (2003).
  7. Golledge, J., Thanigaimani, S., Powell, J. T., Tsao, P. S. Pathogenesis and management of abdominal aortic aneurysm. Eur Heart J. 44 (29), 2682-2697 (2023).
  8. Wanhainen, A., et al. Editor's choice -- European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2024 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 67 (2), 192-331 (2024).
  9. Golledge, J., et al. Lack of an effective drug therapy for abdominal aortic aneurysm. J Intern Med. 288 (1), 6-22 (2020).
  10. Li, R., Liu, Y., Jiang, J. Research advances in drug therapy for abdominal aortic aneurysms over the past five years: An updated narrative review. Int J Cardiol. 372, 93-100 (2023).
  11. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. Eur J Vasc Endovasc Surg. 52 (4), 487-499 (2016).
  12. Sénémaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (3), 401-410 (2017).
  13. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysm development. Physiol Res. 66 (6), 899-915 (2017).
  14. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 179 (5), 792-810 (2022).
  15. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  16. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium chloride in vivo. J Clin Invest. 81 (3), 649-656 (1988).
  17. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  18. Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A calcium phosphate-induced mouse abdominal aortic aneurysm model. J Vis Exp. (189), e64173(2022).
  19. Isenburg, J. C., Simionescu, D. T., Starcher, B. C., Vyavahare, N. R. Elastin stabilization for treatment of abdominal aortic aneurysms. Circulation. 115 (13), 1729-1737 (2007).
  20. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  21. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  22. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608(2022).
  23. Origuchi, N., et al. Aneurysm induced by periarterial application of elastase heals spontaneously. Int Angiol. 17 (2), 113-119 (1998).
  24. Tanaka, A., Hasegawa, T., Zhi, C., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  25. Zhu, J. X., et al. Establishment of a new abdominal aortic aneurysm model in rats by a retroperitoneal approach. Front Cardiovasc Med. 9, 808732(2022).
  26. Bi, Y., et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 8 (7), e68476(2013).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564(2012).
  28. Ishida, Y., et al. Prevention of CaCl2-induced aortic inflammation and subsequent aneurysm formation by the CCL3-CCR5 axis. Nat Commun. 11 (1), 5994(2020).
  29. Economou, S. G., Taylor, C. B., Beattie, E. J., Davis, C. B. Persistent experimental aortic aneurysms in dogs. Surgery. 47, 21-28 (1960).
  30. Freestone, T., Turner, R. J., Higman, D. J., Lever, M. J., Powell, J. T. Influence of hypercholesterolemia and adventitial inflammation on the development of aortic aneurysm in rabbits. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17 (1), 10-17 (1997).
  31. Carsten, C. G., et al. Elastase is not sufficient to induce experimental abdominal aortic aneurysms. J Vasc Surg. 33 (6), 1255-1262 (2001).
  32. Yue, J., Yin, L., Shen, J., Liu, Z. A modified murine abdominal aortic aneurysm rupture model using elastase perfusion and angiotensin II infusion. Ann Vasc Surg. 67, 474-481 (2020).
  33. Ailawadi, G., et al. Gender differences in experimental aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (11), 2116-2122 (2004).
  34. Furubayashi, K., et al. The significance of chymase in the progression of abdominal aortic aneurysms in dogs. Hypertens Res. 30 (4), 349-357 (2007).
  35. Bi, Y., et al. Performance of a modified rabbit model of abdominal aortic aneurysm induced by topical application of porcine elastase: 5-month follow-up study. Eur J Vasc Endovasc Surg. 45 (2), 145-152 (2013).
  36. Wu, X. F., Zhang, J., Paskauskas, S., Xin, S. J., Duan, Z. Q. The role of estrogen in the formation of experimental abdominal aortic aneurysm. Am J Surg. 197 (1), 49-54 (2009).

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Mod le murin d AAAinfiltration de chlorure de calciumapplication p riadventitielleaorte abdominale infrar nalepaississement de la paroi aortiqued gradation de la matrice extracellulairemesure par ultrasonsexamen histologique

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