Nous introduisons ici une procédure standardisée pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie suivie d’une thoracotomie chez le rat, visant à améliorer la précision et la reproductibilité des applications de non-survie nécessitant une ventilation invasive et l’exposition des organes thoraciques dans des modèles de rats in vivo .
Article de méthode
Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’intubation endotrachéale et la ventilation ultérieure sont souvent des exigences de base pour la recherche translationnelle sur des modèles de rats pour diverses interventions nécessitant des pressions de ventilation contrôlées ou élevées ou un accès à la cavité thoracique et aux organes. L’intubation endooro-trachéale conventionnelle utilisant la voie anatomique existante par la bouche est bien adaptée aux expériences de survie. Cependant, cette procédure pose certains défis, notamment des niveaux généralement plus élevés d’expérience et de compétences techniques requises, un équipement plus avancé et un effort de temps plus important avec des taux d’échec d’intubation pertinents et des complications telles que la perforation trachéale, l’hypooxygénation systémique temporaire et les fuites aériennes pertinentes.
Ce manuscrit présente donc un protocole détaillé, étape par étape, pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie dans des modèles de rats non survivants lorsque le succès de l’intubation est garanti, que des niveaux d’oxygénation constants, des pressions de ventilation élevées ou une thoracotomie ouverte sont nécessaires.
Le protocole souligne l’importance d’une technique chirurgicale méticuleuse pour assurer des résultats cohérents et fiables, en particulier pour les chercheurs qui sont inexpérimentés ou qui manquent de routine dans la technique de l’intubation endoorotrachéale par laryngoscopie directe. On s’attend donc à ce que cette procédure minimise la souffrance animale et les pertes inutiles d’animaux.
Introduction
En général, les rongeurs sont capables de compenser la détresse respiratoire beaucoup plus longtemps que les patients. Ils peuvent rester cardiocirculatoires stables et suffisants sous ventilation spontanée beaucoup plus longtemps et lors de procédures plus invasives, par exemple, même lors d’une transplantation hépatique, qui est connue pour être l’une des procédures les plus stressantes pour la circulation cardiopulmonaire 1,2,3.
Cependant, l’intubation endotrachéale est une exigence de base pour la recherche translationnelle sur des modèles de rats pour divers contextes et interventions provenant de divers domaines biomédicaux et est essentielle dans le paysage scientifique d’aujourd’hui 4,5,6,7,8,9,10,11 . Bien que la majorité des travaux expérimentaux sur des animaux de laboratoire effectués sur des rats en général ne nécessitent toujours pas de ventilation invasive12, certains montages expérimentaux nécessitent une intubation et une assistance ventilatoire contrôlée. Ces dispositifs expérimentaux comprennent toute expérience nécessitant des voies respiratoires sécurisées, des pressions de ventilation élevées et une laparoscopie ou un accès direct à la cavité thoracique et aux organes.
En particulier dans le cas d’un accès requis à la cavité thoracique et aux organes, l’intubation endotrachéale est impérative car l’affaissement du poumon entraînera une insuffisance respiratoire mortelle une fois que la pression négative dans l’espace intrapleural et le mécanisme d’inspiration par les muscles intercostaux et le diaphragme sont perdus13.
Bien qu’il existe de nombreuses publications sur les méthodes d’intubation endoorotrachéale non invasive chez les rongeurs 14,15,16,17, il semble y avoir un manque de protocoles de procédure pour l’intubation endotrachéale invasive par trachéotomie. Malgré le caractère invasif de ce dernier, qui ne permet une application que dans des modèles animaux non survivants, l’intubation par trachéotomie présente de grands avantages. Il s’agit notamment d’une courbe d’apprentissage plus raide, de taux de réussite plus élevés et plus persistants, d’un équipement technique moins nécessaire et de meilleures possibilités de suivi du succès18,19.
Le succès de l’intubation est essentiel pour le pronostic. Bien que diverses fausses intubations, ainsi que des tentatives d’intubation répétées chez les patients, soient clairement associées à des événements indésirables et à des complications aussi graves que la mort20,21, de tels événements sont également délétères chez les animaux de laboratoire. Dans le meilleur des cas, ils représentent une forte variable confondante dans l’expérience, mais ils peuvent également entraîner la perte inutile de l’animal. Par conséquent, il est logique d’augmenter les taux de réussite de l’intubation au détriment de la non-invasivité si le dispositif expérimental et la stratégie le permettent.
Ce protocole standardisé d’intubation par trachéotomie chirurgicale offre plusieurs avantages, notamment une variabilité réduite des taux de réussite de l’intubation, des effets minimisés sur les paramètres de la physiologie cardiorespiratoire et un contrôle et une manipulation complets des paramètres. Il aide à fournir des voies respiratoires sécurisées, en particulier pour les chercheurs inexpérimentés dans la procédure d’intubation endotrachéale par laryngoscopie directe, et permet aux chercheurs de mener des études de non-survie avec des conditions hautement contrôlées. Nous mettons en évidence les principaux points de repère anatomiques et fournissons des informations sur le dépannage des défis courants rencontrés pendant la procédure.
Protocole
Toutes les activités animales décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du conseil régional du Bade-Wurtemberg à Karlsruhe, en Allemagne. Les animaux d’expérimentation ont été gérés conformément aux normes institutionnelles et aux lois allemandes sur l’utilisation et le soin des animaux, ainsi qu’aux directives du Conseil de la Communauté européenne (2010/63/UE) ainsi qu’aux directives ARRIVE, et ont été menés dans des installations accréditées. Des rats mâles Spraque Dawley de Janvier Labs d’un poids de commande de 400 g ont été utilisés.
1. Préparation de la procédure (figure 1)
- Préparez les crochets de préparation chirurgicale en pliant les canules à un angle de 135° à 1 cm de l’extrémité, en les connectant à des tubes de perfusion en plastique via Luer-lock et en appliquant une tension à l’aide d’une pince anti-moustiques chirurgicale (Figure 1A,B).
- Préparez un appareil d’exposition chirurgicale pour rongeurs.
REMARQUE : Outre la disponibilité de plates-formes commerciales, celles-ci peuvent également être facilement auto-construites de manière rentable, comme dans cette étude.- Pour cela, utilisez une plaque d’acier de 40 cm x 50 cm d’une épaisseur de 4 mm. Créez plusieurs trous de 8 mm à l’aide d’une perceuse en acier à l’endroit souhaité pour les points de tension ultérieurs. Placez les tiges de fixation en forme de Y à ces endroits.
- Placez un coussin chauffant sur la plaque d’acier de l’appareil d’exposition chirurgicale afin de fournir un soutien thermique.
- Préparez les crochets de préparation chirurgicale avec les tubes en plastique attachés et les pinces anti-moustiques chirurgicales pour appliquer plus tard une tension sur le tissu pour l’exposition chirurgicale.
- Retirez le bouchon d’une seringue en plastique de 10 mL munie d’une extrémité Luer-lock mâle et coupez l’extrémité proximale de la seringue. Insérez la partie distale dans le sac de ventilation comme illustré et fermez-le hermétiquement en le recouvrant d’un tube thermorétractable et en appliquant une chaleur douce à l’aide d’une torche de laboratoire (figure 1D-F).
- Raccourcir et biseauter différentes tailles de cathéters intraveineux et insérer un fil-guide à partir d’un ensemble de cathéters artériels leaders avec l’extrémité du fil flexible à l’extrémité dans la taille du cathéter la plus appropriée pour la taille de l’animal respectif (probablement 14 G) pour la technique Seldinger ultérieure22,23 pendant l’intubation (Figure 1G,H).
Figure 1 : Dispositif expérimental. (A) Une canule pliée reliée à un tube de perfusion utilisé comme crochet de préparation chirurgicale. (B) Crochet de préparation avec pince positionnée dans une tige de fixation métallique. (C) Animal sous sédatif avant l’intervention. (D) Sac de ventilation de néonatologie. (E-F) Montage étanche à l’air d’une seringue Luer-lock sur le sac de ventilation à l’aide d’un tube thermorétractable. (G) Cathéters intraveineux raccourcis et biseautés de différentes tailles avec un fil-guide provenant d’un ensemble de cathéters artériels leaders pour la technique Seldinger. (H) Construction finale sur mesure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
2. Anesthésie et analgésie
- Anesthésie le rat avec le médicament de son choix.
REMARQUE : Ici, l’anesthésie et l’analgésie ont été établies à l’aide de kétamine à 10 % (100 mg/mL), de xylazine à 2 % (20 mg/mL), de carprofène à 50 mg/mL et d’isoflurane. Une dilution de 1:10 de xylazine et de carprofène a été utilisée comme solutions mères pour l’application.- Induire l’anesthésie en plaçant l’animal dans une boîte à induction inondée à 100 % d’oxygène à un débit d’entrée de 5 L/min complété par 4 % (v) d’isoflurane à l’aide d’un vaporisateur.
- Une fois l’inconscience atteinte, retirer l’animal de la boîte d’induction et lui injecter (i.p.) 100 mg/kg de kétamine et 4 mg/kg de xylazine en poids corporel.
REMARQUE : Cela correspond à 40 mg de kétamine (0,4 mL de la solution originale) et 1,6 mg de xylazine (0,08 mL de la solution originale ou 0,8 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg. - Replacez l’animal dans la boîte d’induction inondée d’isoflurane jusqu’à ce que l’effet de l’injection intraveineuse se fasse sentir.
- Garantissez une profondeur d’anesthésie appropriée en testant l’absence de réponse du rat à un pincement ferme de l’orteil.
- Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux.
- Évaluer et maintenir la profondeur de l’anesthésie pendant la chirurgie.
- Lorsque les effets narcotiques semblent diminuer avec le temps (environ toutes les heures), injectez (s.c) à l’animal 50 mg/kg de kétamine supplémentaire et 1 mg/kg de xylazine en poids corporel. Cela correspond à 20 mg de kétamine (0,2 mL de la solution originale) et 0,4 mg de xylazine (0,2 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg.
- Fournir une analgésie supplémentaire avant la thoracotomie avec une injection s.c. de 5 mg/kg de carprofène de poids corporel. Cela correspond à 2 mg de carprofène (0,04 mL de la solution originale ou 0,4 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg.
3. Préparation chirurgicale (figure 2)
- Saturer la circulation animale d’oxygène en proposant l’inhalation de 100 % d’oxygène via un masque néonatal transnasal (Figure 2A).
- Après 5 min, passer du masque néonatal transnasal à la construction d’un sac de ventilation néonatale avec un embout Luer-lock de seringue mâle en plastique comme décrit ci-dessus et offrir de l’oxygène en trop-plein avec l’embout de la seringue près de l’embout nasal de l’animal (Figure 2B).
- Effectuez une incision médiane de la peau thoracocervicale sur la longueur souhaitée et exposez le situs chirurgical à l’aide des crochets de préparation chirurgicale (Figure 2C, D).
- Avancez la préparation par dissection émoussée avec des ciseaux fins à travers le fascia cervical. Exposer le muscle sterno-cléido-mastoïdien et infra-hyoïdal et latéraliser le muscle infrahyoïdien médian vers la droite après dissection de la membrane latérale gauche (Figure 2E-G).
- Effectuer une dissection contondante vers la trachée et un tunneling de la trachée à l’aide de pinces de recouvrement (Figure 2H-I).
- Élaguer la trachée à l’aide d’une boucle vasculaire en silicone et doubler la trachée distale à l’aide d’une suture en polyfilament pour une fixation ultérieure de la canule endotrachéale (figure 2J-N).
Figure 2 : Préparation de la trachée. (A) Inhalation d’oxygène à l’aide d’un masque. (B) Passer du masque à la seringue Luer-lock mâle pour l’application d’oxygène. (C) Incision cutanée thoracocervicale. (D) Préparation par le fascia cervical. (E) l’exposition du muscle sterno-cléido-mastoïdien et du muscle infrahyoïdal. (F) Latéralisation du muscle infra-hyoïdal médian. (G) Dissection émoussée vers la trachée. (H) tunnellisation de la trachée à l’aide de pinces de surplomb. (I) Élingage de la trachée à l’aide d’une boucle vasculaire en silicone. (J-N) Double élingage caudal de la trachée à l’aide d’une suture en polyfilament pour une fixation ultérieure de la canule endotrachéale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
4. Procédure d’intubation (figure 3)
- Allonger la trachée caudale à l’aide d’une pince atraumatique (Figure 3A,B).
- Effectuez une incision partielle de la trachée de 180° de circonférence à l’aide de ciseaux (Figure 3C-F).
- Introduire dans la trachée un fil-guide de Seldinger avec l’extrémité flexible (figure 3G-H), puis introduire le cathéter intraveineux modifié de circonférence appropriée dans la trachée guidé par le fil de Seldinger (figure 3I-N).
- Retirez le fil de Seldinger (figure 3O), connectez l’extrémité Luer-lock du cathéter trachéal au sac de ventilation modifié et démarrez une ventilation manuelle douce de protection pulmonaire à haute fréquence et à faible volume courant (figure 3P). Effectuez une ventilation manuelle tant que la thoracotomie médiane n’a pas été effectuée et que le poumon n’est pas à la vue de tous.
- Attachez la suture de verrouillage précédemment placée avec un nœud coulissant pour éviter les fuites aériennes et le retrait accidentel du cathéter (Figure 3Q-T).
Figure 3 : Intubation endotrachéale par trachéotomie. (A) Situation initiale après préparation. (B) Allongement caudal de la trachée à l’aide d’une pince atraumatique. (C-F) Incision partielle de la trachée de 180° de circonférence. (G,H) Introduction d’un fil-guide Seldinger dans la trachée. (I-M) Introduction du cathéter intraveineux modifié dans la trachée guidé par le fil de Seldinger. (N-O) Retrait du fil Seldinger. (P) Connexion Luer-lock du cathéter trachéal au sac de ventilation modifié. (Q-T) Ligature de la suture de verrouillage précédemment placée pour éviter le retrait accidentel du cathéter. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
5. Ventilation manuelle et thoracotomie médiane (Figure 4)
- Commencer la thoracotomie médiane à partir du xiphoïde à l’aide de ciseaux à matériau émoussés et stables (Figure 4A, B) et continuer par voie crânienne à travers le sternum. Interrompez toujours la ventilation pendant quelques secondes lorsque vous avancez avec les ciseaux vers l’arrière et lorsque vous coupez afin d’éviter un traumatisme au poumon (Figure 4C-E).
- Obtenir l’exposition thoracique à l’aide de crochets de préparation chirurgicale et retirer les membranes séreuses médiastinales (Figure 4F-H).
- Poursuivre la ventilation manuelle à la fréquence et au volume courant souhaités et étendre la surveillance (p. ex., prise d’une mesure de la pression artérielle intra-artérielle, installation d’un cathéter artériel veineux ou pulmonaire central selon l’objectif ou la question de recherche respective) (Figure 4I-L).
Figure 4 : Ventilation manuelle et thoracotomie médiane. (A) situation initiale après intubation. (B-E) Thoracotomie médiane à partir de la xiphoïde. (F-I) Exposition thoracique à l’aide de crochets de préparation chirurgicale. (J) Configuration finale pendant la ventilation. (K-L) le processus de ventilation manuelle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
6. Euthanasie
- Obtenir l’euthanasie par cardiectomie brusque et aiguë à l’aide de ciseaux chez l’animal profondément anesthésié.
Résultats
Une intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente a été réalisée chez 10 rats mâles (poids moyen 405 ± 30 g) pour des applications non survivalistes. L’intervention a été effectuée par un résident en chirurgie de deuxième année. Le taux de réussite, défini par la survie au-delà de 20 minutes d’intubation et de ventilation, était de 100 %. La durée moyenne de la préparation et de la procédure d’intubation, de l’incision cutanée à la fixation du tube d’intubation, était de 6:55 ± 0:53 min (tableau 1).
| Nombre d’animaux utilisés | 10 |
| Poids corporel (moyenne et écart-type) | 405 ± 30 g |
| Taux de réussite de l’intubation | 100% |
| Durée de l’intervention (moyenne et écart-type) | 6:55 ± 0:53 min |
| Saturation moyenne en oxygène | 96% |
| Saturation minimale en oxygène | 92% |
Tableau 1 : Résultats représentatifs. Résultats représentatifs du protocole chez 10 animaux.
La saturation a été surveillée à l’aide d’une sonde d’oxymétrie de pouls auto-adhésive à usage unique sur la patte arrière et n’est jamais descendue en dessous de 92 %. La ventilation spontanée a été contenue jusqu’à l’incision du diaphragme. Tous les rats ont survécu aux 20 minutes nécessaires aux mesures expérimentales jusqu’à l’euthanasie intentionnelle par cardiectomie brusque et brutale (Figure 5).
Figure 5 : Saturation périphérique en oxygène. Saturation périphérique en oxygène mesurée sur toute la durée de cette procédure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Discussion
Rien qu’aux États-Unis, environ 110 millions de rats et de souris sont utilisés dans des expériences sur les animauxchaque année. Bien qu’il n’existe pas de statistiques fiables, un pourcentage pertinent d’entre eux bénéficieront d’une ventilation assistée, en particulier dans les domaines de la recherche pulmonaire et cardiaque ainsi que de l’anesthésiologie. La plupart de ces animaux reçoivent une intubation endoorotrachéale non invasive, ce qui comporte un certain nombre de défis. Il s’agit notamment de courbes d’apprentissage plus lentes, de taux d’échec d’intubation plus élevés, d’un plus grand nombre de réintubations et de complications respiratoires associées ainsi que de fuites respiratoires25. Par conséquent, l’intubation non invasive nécessitera généralement un personnel de recherche plus expérimenté, des technologies plus avancées telles que la fibre optique, la capnométrie et les ventilateurs mécaniques, ainsi que des ressources financières et matérielles plus importantes26. L’ensemble de l’aspect de l’intubation est donc un facteur de confusion significatif pertinent dans l’analyse statistique ultérieure et l’hétérogénéité interindividuelle des résultats. Cependant, l’intubation endoorotrachéale non invasive est souvent la seule option réalisable dans les plans d’expériences longitudinales.
Les alternatives sont la trachéotomie pour l’accès trachéal à long terme requis dans les expériences longitudinales ou la trachéotomie chirurgicale pour « à usage unique » dans les expériences de non-survie. Bien qu’il existe des protocoles sur la technique microchirurgicale de la trachéotomie chez le rat27, il n’existe actuellement aucun protocole pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie dans les modèles de rats non survivants.
La procédure normalisée décrite ici pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie et la thoracotomie subséquente chez le rat représente donc une méthode précieuse pour les chercheurs engagés dans des études de non-survie. Cette procédure ne nécessite ni personnel spécialisé ni formation approfondie. Il a un taux de réussite d’intubation beaucoup plus élevé que l’intubation endoorotrachéale et permet des étapes procédurales beaucoup plus contrôlées.
Les limites des techniques présentées comprennent principalement le caractère invasif de la procédure et, consécutivement, la compatibilité exclusive avec les expériences de non-survie. En raison des grands défauts de la peau et des tissus mous, ainsi que de la fistule trachéale incisionnelle, l’extubation et la récupération de cette procédure ne sont ni possibles ni recommandées, en particulier lorsqu’elles sont associées à une thoracotomie.
Lors du dépannage des problèmes courants rencontrés au cours de la procédure, nous aimerions attirer l’attention sur les points et recommandations suivants : il faut préparer l’équipement et les médicaments de manière aussi approfondie que possible. L’expérimentateur doit effectuer un contrôle hémostatique méticuleusement par une préparation fine et à l’aide de cotons-tiges non traumatiques. L’expérimentateur doit préparer la trachée sur une longueur d’au moins 0,5 cm afin de permettre une mobilité suffisante et utiliser la boucle vasculaire en silicone afin de ne pas perdre la trachée après l’incision, car cela peut entraîner une aspiration et une suffocation lorsque la trachée est perdue dans la profondeur des tissus en raison du phénomène de toile de fond. N’incisez que partiellement la trachée d’un seul coup de ciseaux. Idéalement, il faut inciser 180° de circonférence. En dessous, cela pourrait entraîner un échec de l’intubation. Au-dessus, cela peut entraîner la rupture de la trachée avec rétraction des deux extrémités dans la profondeur du tissu et la suffocation ultérieure. Lors de l’attache de la suture en polyfilament pour fixer le tube d’intubation, un nœud coulissant doit être utilisé afin d’assurer une étanchéité suffisante pour éviter les fuites d’air ou la luxation accidentelle du tube tout en évitant la fermeture involontaire du tube. Laisser le fil Seldinger en place pendant la suture peut éviter une fermeture involontaire. Lors de la réalisation d’une ventilation manuelle à l’aide du sac de ventilation, il faut strictement éviter le barotraumatisme du poumon par des volumes courants élevés. Au lieu de cela, il faut plutôt viser une ventilation protectrice des poumons, très fréquente et à marée basse, surtout tant qu’une thoracotomie n’a pas été réalisée et que les volumes pulmonaires ne peuvent pas être évalués visuellement.
En offrant une méthodologie détaillée et reproductible, ce protocole facilite la standardisation des procédures expérimentales, améliorant ainsi la fiabilité et la comparabilité des données entre les études. En conséquence, cette méthode contribue au raffinement des techniques scientifiques dans la recherche préclinique, améliorant ainsi la pertinence translationnelle des résultats dans les domaines de la physiologie, de la pharmacologie, des sciences chirurgicales et biomédicales.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Les auteurs remercient le service de stockage de données SDS@hd soutenu par le ministère des Sciences, de la Recherche et des Arts du Bade-Wurtemberg (MWK) et la Fondation allemande pour la recherche (DFG) par le biais des subventions INST 35/1314-1 FUGG et INST 35/1503-1 FUGG. De plus, les auteurs remercient le NCT (National Center for Tumor Diseases à Heidelberg, en Allemagne) pour son soutien par le biais de son programme postdoctoral structuré et du programme d’oncologie chirurgicale. Nous saluons également le soutien par le biais de fonds publics approuvés par le Parlement du Land de Bade-Wurtemberg à l’Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim dans le cadre du programme postdoctoral structuré d’Alexander Studier-Fischer : Intelligence artificielle dans la santé (AIH) - Une collaboration entre DKFZ, EMBL, Université de Heidelberg, Hôpital universitaire de Heidelberg, Hôpital universitaire de Mannheim, Institut central de santé mentale, et l’Institut Max Planck de recherche médicale. De plus, nous reconnaissons le soutien de l’Institut du cancer DKFZ Hector du Centre médical universitaire de Mannheim. Pour les frais de publication, nous reconnaissons le soutien financier de la Deutsche Forschungsgemeinschaft dans le cadre du programme d’encouragement « Open Access Publikationskoste » ainsi que de l’Université de Heidelberg.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Ambu Spur II Sac de ventilation à usage unique pour nouveau-nés | Meier Medizintechnik | 335 102 000 | Sac de ventilation |
| BD Microlance 3 canule 20 G | BD (Beckton, Dickinson) | 301300 | Canule |
| BD Microlance Discardit II 20 mL Seringue | BD (Beckton, Dickinson) | 300296 | Seringue en plastique |
| Tiges de fixation | Legefirm | &lrm ; 500343896 | Diapasons utilisés comme tiges de fixation métalliques en forme de Y |
| Tube thermorétractable | Sekesoer | RSG-400 | Tube thermorétractable |
| Cathéter intraveineux | BD (Beckton, Dickinson) | 393230 | BD Venflon Pro Safety Cathéter intraveineux 14 G ; raccourci à l’aide de ciseaux ; alternativement 16 G ou 18 G peut être utilisé |
| Tube perfuseur en plastique | M. Schilling GmbH | S702NC150 | Tube de raccordement COEX 150 cm |
| Suture polyfilament | COVIDIEN | CL331 | Suture chirurgicale en polyfilament recommandée avec une résistance de 1 à 2 ; l’aiguille peut être retirée |
| Gardineer Coussin chauffant Taille S, 20 Watt | Royal Gardineer | IP67 | Coussin chauffant |
| Fil de guidage Seldinger | VYGON | 115.798 | Fil de guidage en métal du kit de guidage artériel Leader Kit de boucle |
| silicone | SERAG WIESSNER | SL26 | Attache en silicone 2,5 mm rouge |
| Spraque Rats Dawley | Janvier Labs Rats mâles | pesant 400 grammes | |
| Plaque d’acier | Maschinenbau Feld GmbH | C010206 | Plaque en tôle galvanisée, 40 x 50 cm, épaisseur 4,0 mm |
Références
- Czigany, Z., et al. Limb remote ischemic conditioning of the recipient protects the liver in a rat model of arterialized orthotopic liver transplantation. PLoS One. 13 (4), e0195507(2018).
- Czigány, Z., et al. Improving research practice in rat orthotopic and partial orthotopic liver transplantation: A review, recommendation, and publication guide. Eur Surg Res. 55 (1-2), 119-138 (2015).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. 73, e4376(2013).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for assessment of laryngotracheal injury following transoral intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 113, 4-10 (2018).
- Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A rat model of ventricular fibrillation and resuscitation by conventional closed-chest technique. J Vis Exp. 98, 52413(2015).
- Wang, Z., et al. Autoinducer-2 of streptococcus mitis as a target molecule to inhibit pathogenic multi-species biofilm formation in vitro and in an endotracheal intubation rat model. Front Microbiol. 7, 88(2016).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for tracheal mucosal damage assessment of following long term intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 128, 109738(2020).
- Rivard, A. L., et al. Rat intubation and ventilation for surgical research. J Invest Surg. 19 (4), 267-274 (2006).
- Na, N., Zhao, D. Q., Huang, Z. Y., Hong, L. Q. An improved method for rat intubation and thymectomy. Chin Med J (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomed. 89 (3), 337-342 (2018).
- Fuentes, J. M., et al. Videoendoscopic endotracheal intubation in the rat: A comprehensive rodent model of laparoscopic surgery. J Surg Res. 122 (2), 240-248 (2004).
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Lazopoulos, A., et al. Open thoracotomy for pneumothorax. J Thorac Dis. 7 (S1), S50-S55 (2015).
- Rendell, V. R., Giamberardino, C., Li, J., Markert, M. L., Brennan, T. V. Complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation. J Vis Exp. 94, 52152(2014).
- Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. 86, 50269(2014).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. J Vis Exp. 157, 60844(2020).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. 73, e50318(2013).
- Massick, D. D., et al. Quantification of the learning curve for percutaneous dilatational tracheotomy. Laryngoscope. 110 (2 Pt 1), 222-228 (2000).
- Giugliano, G., et al. Learning curve for translaryngeal tracheotomy in head and neck surgery. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 628-633 (2001).
- Mort, T. C. Emergency tracheal intubation: Complications associated with repeated laryngoscopic attempts. Anesth Analg. 99 (2), 607-613 (2004).
- Hasegawa, K., et al. Association between repeated intubation attempts and adverse events in emergency departments: An analysis of a multicenter prospective observational study. Ann Emerg Med. 60 (6), 749-754.e742 (2012).
- Titu, I. M., Delaca, G. B., Teterea, F., Ciulic, S. A., Palade, E. Percutaneous tracheostomy using the Seldinger technique. Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, (2023).
- Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. J Cardiothorac Anesth. 2 (3), 403(1988).
- Carbone, L. Estimating mouse and rat use in American laboratories by extrapolation from animal welfare act-regulated species. Sci Rep. 11 (1), 493(2021).
- Su, C. S., et al. Efficacious and safe orotracheal intubation for laboratory mice using slim torqueable guidewire-based technique: Comparisons between a modified and a conventional method. BMC Anesthesiol. 16, 5(2016).
- Clary, E. M., O'halloran, E. K., De La Fuente, S. G., Eubanks, S. Videoendoscopic endotracheal intubation of the rat. Lab Anim. 38 (2), 158-161 (2004).
- Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
Réimpressions et autorisations
