Article de méthode

Mesure de la teneur en carbone dans les macrophages des voies respiratoires exposés à des matières particulaires contenant du carbone

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DOI :

10.3791/66781

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12 juillet 2024

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1Department of Environmental and Occupational Health, School of Public Health, Qingdao University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un protocole expérimental détaillé pour mesurer la teneur en carbone des macrophages des voies respiratoires dans le but d’évaluer la dose d’exposition interne au niveau de l’exposition individuelle aux particules.

Résumé

Les macrophages pulmonaires présentent un schéma dose-dépendant chez les particules phagocytisantes. Après l’engloutissement, ces macrophages sont ensuite excrétés avec des expectorations, ce qui rend les macrophages et les particules visibles et quantifiables en microscopie optique. Notamment, le carbone élémentaire dans le corps des mammifères provient exclusivement de contaminants externes. Par conséquent, la teneur en carbone dans les macrophages des voies respiratoires (CCAM) sert de biomarqueur d’exposition valide, estimant avec précision l’exposition individuelle aux particules contenant du carbone (PM). Cet article décrit un protocole impliquant la collecte, la conservation, le traitement, la préparation et la coloration des lames, ainsi que l’acquisition et l’analyse de photos de macrophages. Après avoir retiré les noyaux des macrophages, la proportion de la surface du cytoplasme occupée par les particules de carbone (PCOC) a été calculée pour quantifier la teneur en carbone de chaque macrophage. Les résultats indiquent une élévation des concentrations de CCAM après exposition à des particules contenant du carbone. En résumé, cette méthode non invasive, précise, fiable et standardisée permet de mesurer directement les particules de carbone dans les cellules cibles et est utilisée pour la quantification à grande échelle de la CCAM individuelle par expectoration induite.

Introduction

La pollution de l’air ambiant est associée à des décès dus à des maladies respiratoires et cardiovasculaires, ce qui constitue une grave menace pour la santéhumaine1,2. Les données épidémiologiques indiquent que l’exposition chronique aux particules ambiantes d’un diamètre inférieur ou égal à 2,5 m (PM2,5) est responsable de la mort prématurée de 4 à 9 millions de personnes dans le monde. Les PM2,5 ont été classées comme le cinquième facteur de risque le plus important de mortalité mondiale dans l’étude de 2015 sur la charge mondiale de morbidité, les blessures et les facteurs de risque (GBD)3,4,5,6. Des études ont montré que le respect des directives de l’OMS en matière de pollution de l’air pourrait prévenir 51 213 décès par an dus à l’exposition aux PM2,53. À l’heure actuelle, la plupart des études n’évaluent pas l’exposition intraindividuelle et ne sont fondées que sur des évaluations sommaires effectuées dans des sites de surveillance régionaux plus vastes, qui sont loin des niveaux d’exposition individuels. Les biomarqueurs disponibles de l’exposition interne, tels que les HAP urinaires et le benzo(a)pyrène, ne reflètent pas les associations entre l’exposition aux particules et les effets sur la santé 7,8,9. Cela conduit à l’incapacité d’établir une relation précise avec les effets sur la santé. Par conséquent, la recherche de marqueurs qui reflètent le niveau d’exposition aux particules chez un individu est l’une des clés d’une évaluation précise de l’exposition des individus.

Les particules inhalées dans les bronches peuvent être excrétées avec les expectorations par les oscillations ciliaires dans les bronches. L’absence d’un système de transport du flux muqueux cilié dans les alvéoles signifie que la principale voie d’élimination des particules entrant dans les alvéoles est la phagocytose et la translocation par les macrophages10,11. Sur la base de la structure anatomique du poumon, son élimination des corps étrangers particulaires insolubles est lente. Cela permet aux particules d’interagir avec les cellules pulmonaires pendant de longues périodes et d’initier divers effets biologiques, causant des dommages aux tissus pulmonaires et à d’autres organes12,13. La stimulation par les particules entraîne l’activation des macrophages, déclenchant une cascade de facteurs inflammatoires dans les poumons qui peuvent provoquer une réponse inflammatoire systémique14. Compte tenu du rôle crucial de la cytophagie des macrophages dans l’induction de tempêtes de cytokines dans les poumons, il est théorisé que les particules de carbone des macrophages pulmonaires pourraient refléter la dose biologiquement efficace d’une exposition aux particules de carbone nucléées en suspension dans l’air15. De plus, étant donné qu’il n’y a pas d’agrégation de carbone élémentaire dans les cellules de mammifères et que les particules contenant du carbone peuvent être observées sous forme de particules noires au microscope optique, la collecte de macrophages alvéolaires et bronchiques et la mesure de leur teneur en carbone peuvent servir de marqueur pour évaluer l’exposition aux particules16.

Cette étude a identifié une méthode pour évaluer avec précision les niveaux d’exposition individuelle aux particules, connue sous le nom de contenu en carbone des macrophages des voies respiratoires (CCAM). Plus précisément, des échantillons d’expectorations de population ont été prélevés après que les participants aient inhalé une solution saline hypertonique générée par un nébuliseur à ultrasons. Ces échantillons ont ensuite été conservés à l’aide d’une solution fixative. Les macrophages des voies respiratoires ont été isolés, colorés et photographiés au microscope optique afin d’identifier les macrophages contenant des particules contenant du carbone, qui ont ensuite été quantifiés. Cette méthode fournit un marqueur biologique permettant d’évaluer avec précision les niveaux d’exposition individuelle aux particules. Il établit une base méthodologique pour étudier la relation entre l’exposition aux particules et les effets sur la santé, servant de base de recherche pour l’exploration des associations entre l’exposition aux particules et les effets sur la santé tels que les maladies pulmonaires.

Protocole

L’étude a reçu l’approbation du Comité d’éthique médicale de l’Institut de la santé au travail et du contrôle antipoison du Centre chinois de contrôle et de prévention des maladies (NIOHP201604), avec un consentement éclairé écrit obtenu de tous les sujets avant l’étude et le prélèvement d’échantillons biologiques. Pour cette étude, des emballeurs de noir de carbone qui travaillaient dans une usine de noir de carbone depuis plus d’un an et qui avaient été exposés à des aérosols de noir de carbone ont été sélectionnés. Les travailleurs d’une usine de distribution d’eau n’ayant pas été exposés de manière significative à des facteurs nocifs ont été recrutés dans la région en tant que population témoin pour établir l’étude. Les critères d’inclusion et d’exclusion suivants ont été retenus pour la population étudiée : Les critères d’inclusion pour les emballeurs de noir de carbone comprenaient un contact direct avec du noir de carbone pendant la plupart des quarts de travail et un minimum d’un an de travail dans la zone d’exposition au noir de carbone. Les travailleurs des réseaux d’eau ont été inclus s’ils n’avaient pas été exposés professionnellement au noir de carbone ou à d’autres polluants dans leur environnement de travail. Les critères d’exclusion englobaient les travailleurs atteints de maladies chroniques telles que le cancer, ceux qui avaient été exposés aux rayons X au cours des trois derniers mois, les personnes ayant des antécédents de tuberculose pulmonaire, de chirurgie pulmonaire, de myocardite virale, de cardiopathie congénitale, de fièvre ou d’inflammation récente et les travailleurs qui avaient récemment pris des antibiotiques. Les réactifs et l’équipement utilisés dans l’étude sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Conservation des expectorations

  1. Préparez la solution fixatrice en suivant les étapes ci-dessous :
    1. Faites fondre du polyéthylène glycol (PEG1500) à 2 % dans un bain-marie. Prendre 20 ml de PEG1500 fondu dans un tube à centrifuger. Ajoutez 20 ml d’éthanol à 50 % dans le tube à centrifuger et secouez soigneusement le mélange pour créer la liqueur mère.
    2. Versez graduellement 40 ml de la liqueur mère dans 960 ml d’éthanol à 50 %. Bien agiter la solution pour former la solution de fixation Saccomanno. Conservez la solution dans un endroit frais et sombre.
  2. Ajouter 20 à 30 ml de la solution fixatrice préparée dans un tube à centrifuger contenant environ 2 ml d’expectorations. Mélangez bien le contenu.
    REMARQUE : Assurez-vous que le volume total ne dépasse pas 40 ml.
  3. Scellez le tube de centrifugation avec un film d’étanchéité. Conservez-le dans un endroit frais et sombre. Transportez le tube au laboratoire pour un traitement ultérieur lorsqu’il est prêt.
    REMARQUE : Faites toujours fondre PEG1500 dans un bain-marie et utilisez-le selon la posologie prescrite.

2. Préparation de la suspension cellulaire dans les expectorations

  1. Préparez la solution digestive en dissolvant 0,1 g de dithiothréitol dans 100 ml de solution saline selon la posologie réelle. Conserver la solution préparée à 4 °C pendant 48 h au maximum.
  2. Centrifuger le tube contenant les expectorations à 1 998 x g pendant 30 min à 4 °C.
  3. Jetez le surnageant. Ajouter un volume égal de digestat d’expectoration au précipité. Agitez et secouez soigneusement le mélange.
    1. Placez le tube dans un bain-marie à 37 °C jusqu’à liquéfaction complète (10-15 min).
      REMARQUE : Secouez continuellement le tube pendant le processus de liquéfaction.
  4. Filtrez le mélange liquéfié à l’aide d’une membrane filtrante de 70 μm.
  5. Centrifuger la solution filtrée à 500 x g pendant 7 min à 4 °C.
  6. Jetez le surnageant en conservant le précipité cellulaire.
  7. Remettre en suspension le précipité cellulaire dans le tampon phosphate de Duchenne. Centrifuger la solution remise en suspension à 500 x g pendant 7 min à 4 °C pour obtenir un précipité cellulaire pur.

3. Préparation du frottis cellulaire

  1. Ajouter 200 à 600 μL de tampon phosphate au sédiment cellulaire. Mélangez soigneusement le contenu ; Ajustez le volume de la mémoire tampon en fonction des résultats du comptage des cellules (visez >1,0 × 105 cellules).
  2. Prélever 20 μL de suspension cellulaire et créer un frottis cellulaire à l’aide de la méthode de l’hématocrite17.
  3. Laissez le frottis sécher naturellement à l’air libre (dans les 48 heures). Fixez le frottis avec une solution de coloration disponible dans le commerce pendant 10 s.
  4. Immergez le frottis dans une solution de coloration pendant 8 s. Pendant la coloration, soulevez doucement la lame de haut en bas et rincez l’excès de tache à l’eau courante.
  5. Teindre le frottis dans une solution de coloration B pendant 8 s. Soulevez la lame pendant la coloration et rincez l’excès de tache à l’eau courante.
    REMARQUE : Les solutions de coloration A et B sont disponibles dans le kit de coloration disponible dans le commerce.
  6. Trempez la lame dans de l’éthanol anhydre deux fois, à chaque fois pendant 2-3 s.
  7. Une fois sec, appliquez une quantité appropriée de gomme neutre. Scellez la diapositive à l’aide de lamelles.

4. Analyse quantitative de la CCAM

  1. Utilisez un microscope optique avec un objectif à lentille d’huile 100x. Capturez des images de macrophages sélectionnés au hasard, bien colorés et morphologiquement intacts. Prenez 50 photos de macrophages au hasard pour chaque échantillon.
  2. Effectuez l’analyse d’image dans le logiciel Image J en suivant les étapes ci-dessous :
    1. Mesurez l’échelle et déterminez la longueur réelle et la conversion pixel par pixel (282 pixels = 10 μm). Définissez l’échelle dans l’image J (Analyser > Définir l’échelle), saisissez Distance en pixels, Longueur réelle, Unité de longueur (μm) et cochez Global.
    2. Utilisez une forme irrégulière pour délimiter les cellules. Supprimez l’arrière-plan (sélections à main levée, Modifier > Effacer l’extérieur). Mesurez la surface totale des cellules (Analyser > Mesurer).
    3. Découpez le noyau (Modifier > Couper). Convertissez l’image en niveaux de gris en noir et blanc (type > image > 8 bits).
    4. Ajustez la valeur en niveaux de gris spécifique à chaque coloration cellulaire pour un comptage précis des particules de carbone (Image > Ajuster > seuil > Appliquer, Analyser >> Mesurer).
    5. Calculez la teneur en carbone de 50 macrophages par échantillon sur la base de la surface mesurée et de l’analyse d’images dans le logiciel Image J.

Résultats

Les expectorations, conservées et traitées avec la solution fixatrice, ont montré la morphologie intacte des macrophages au microscope optique lors de l’examen morphologique. Les macrophages présentaient des noyaux cellulaires clairs, ronds ou en forme de rein, facilement colorables. Après la coloration, les noyaux cellulaires sont apparus bleu-violet, tandis que le cytoplasme était rose clair ou bleu clair. Le champ microscopique a montré des impuretés minimales, ce qui a facilité l’identification des cellules. À l’intérieur des cellules, les particules de carbone noir étaient clairement visibles en petits agrégats, ce qui a permis une analyse quantitative des particules de carbone.

Des images représentatives des macrophages d’expectoration sont présentées à la figure 1, représentant un nombre variable de particules de carbone dans différentes cellules. Par exemple, la figure 1A ne montre aucune particule de carbone, tandis que la figure 1D montre la concentration la plus élevée. Les valeurs de CCAM ont été mesurées à 0,00 %, 2,24 %, 6,64 % et 34,61 % pour les macrophages (A-D), respectivement. Au cours du processus de détermination des paramètres CCAM, une évaluation quantitative de la teneur en carbone de chaque macrophage a été réalisée afin d’atténuer les biais résultant des variations de la taille des macrophages et du chevauchement des particules de carbone avec les noyaux cellulaires. Le calcul et l’analyse de la CCAM ont été effectués pour 50 macrophages par sujet d’étude, comme le montre la figure 2.

L’étude a sélectionné des emballeurs de noir de carbone (CBP) d’une usine spécifique de noir de carbone acétylène comme groupe exposé et a recruté des travailleurs de pompes à eau provenant d’usines de traitement des eaux locales, qui n’avaient apparemment pas d’exposition professionnelle à des facteurs nocifs, comme groupe témoin (non-CBP). Les résultats présentés à la figure 2 indiquent un CCAM plus élevé chez les travailleurs de l’emballage de noir de carbone par rapport au groupe témoin.

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Figure 1 : Image microscopique optique montrant des particules de carbone dans les macrophages des voies respiratoires. La couleur noire du cytoplasme représente les particules de carbone. Les panneaux (A-D) représentent des images représentatives des macrophages des voies respiratoires, chacun présentant des niveaux variables de CCAM. Les valeurs CCAM pour les macrophages dans (A-D) étaient respectivement de 0,00 %, 2,24 %, 6,64 % et 34,61 %. Le niveau le plus élevé de CCAM a été observé en (D). Barres d’échelle : 10 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Niveaux quantitatifs de CCAM dans la population. Cinquante macrophages cytoplasmiquement intacts et bien colorés ont été sélectionnés au hasard pour l’analyse et la quantification par sujet d’étude. Les données ont été analysées à l’aide du test t de Student : *P < 0,05. CBP : emballeurs de noir de carbone ; Non-CBP : groupe témoin. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Cette étude présente un protocole expérimental détaillé pour l’utilisation du CCAM dérivé des expectorations induites comme marqueur biologique de l’exposition interne aux particules atmosphériques. La CCAM peut être détectée et quantifiée par microscopie optique, servant de biomarqueur d’exposition interne précis reflétant la relation avec les effets sur la santé. Par conséquent, il est nécessaire d’établir et d’optimiser une méthode pratique, fiable et efficace de conservation des expectorations induites et une méthode de quantification CCAM pour normaliser les procédures méthodologiques.

La détermination de la teneur en carbone des macrophages pulmonaires implique plusieurs étapes, notamment la collecte des macrophages pulmonaires, le étalement, la coloration, la photographie et l’analyse d’images. À l’heure actuelle, il existe deux méthodes de prélèvement des macrophages pulmonaires : les expectorations induites et le lavage pulmonaire, chacune ayant ses propres avantages et limites18,19. Le lavage pulmonaire peut produire de nombreux macrophages pulmonaires homogènes, mais il s’agit d’une méthode d’échantillonnage traumatique qui nécessite une anesthésie et d’autres conditions médicales. Par conséquent, il ne convient pas à l’échantillonnage à grande échelle de la population générale. En revanche, les expectorations induites sont faciles à réaliser, non invasives et adaptées à l’échantillonnage à grande échelle de la population générale. Il permet également d’obtenir des échantillons répétés. Le lavage pulmonaire permet d’obtenir des macrophages à partir d’alvéoles ou de bronchioles distales, tandis que les expectorations induites permettent d’obtenir des macrophages qui peuvent provenir des voies respiratoires. Dans cette étude, nous avons effectué des expectorations induites selon le protocole standard publié par l’European Respiratory Society20.

Le taux de réussite des expectorations induites est influencé par divers facteurs, notamment la concentration de solution saline inhalée par nébulisation et la présence de maladies respiratoires chez le patient 21,22,23. Les échantillons d’expectorations peuvent également contenir de la salive, ce qui peut interférer avec la mesure de la teneur en carbone des macrophages, réduisant potentiellement le nombre de macrophages des voies respiratoires dans l’échantillon24. Les procédures opérationnelles de cette étude ont été normalisées, les méthodes étaient simples et la reproductibilité était élevée. Il a été observé que des facteurs tels que la taille du débit d’inhalation nébulisé, l’adéquation du temps d’induction et la présence d’intervalles pendant l’induction affectaient le taux de réussite des expectorations induites. Ces considérations sont importantes pour assurer une mesure précise et fiable de la CCAM en tant que biomarqueur de l’exposition aux particules.

La solution fixatrice Saccomanno, composée de 50 % d’éthanol et de 2 % de polyéthylène glycol, est généralement utilisée comme fixateur pour préserver les échantillons biologiques comme le liquide de lavage broncho-alvéolaire. Dans cette étude, pour la première fois, cette solution fixatrice a été utilisée pour préserver les expectorations obtenues lors d’enquêtes épidémiologiques sur le terrain. Les résultats ont rencontré la quantification ultérieure du carbone dans les macrophages, semblable à la préservation des cellules expectoratives le matin pour obtenir des frottis de cellules cancéreuses clairs25. Les procédures opérationnelles étaient standardisées, les méthodes étaient simples et la reproductibilité était élevée. Les avantages de la conservation induite des expectorations dans cette étude comprennent (1) la configuration facile du fixateur, (2) aucune réfrigération n’est nécessaire pour la conservation, ce qui est pratique pour les enquêtes épidémiologiques à grande échelle, et (3) les échantillons peuvent être conservés dans un endroit frais à l’abri de la lumière. Vue claire au microscope après coloration, avec des noyaux identifiables, des impuretés minimales et une morphologie cellulaire complète. Ceci est supérieur au traitement direct des expectorations et à l’application de frottis en termes de morphologie26.

En ce qui concerne les méthodes expérimentales, les détails suivants ont été notés : Les expectorations ont été périodiquement agitées pendant la digestion dans un bain d’eau à 37 °C jusqu’à ce qu’elles soient complètement liquéfiées. Après liquéfaction, la filtration sur une membrane de 70 μm a été effectuée avant la centrifugation afin d’éliminer les impuretés pour un fond de coloration plus clair. Les précipités cellulaires ont été lavés à nouveau avec du DPBS avant d’être étalés sur des lames. L’excès de liquide a été éliminé lors de la coloration en lavant les lames à l’eau courante. Les supports de lames ont été changés entre la teinture I et la teinture II pour éviter les résidus. Pour la photographie, des macrophages avec une morphologie complète et une bonne coloration ont été sélectionnés au hasard, affectant la quantification de la CCAM27.

Les options logicielles d’analyse quantitative pour cette étude incluent Image SXM et Image J28. Image SXM nécessite une édition manuelle de l’image avant l’analyse pour améliorer la précision, ce qui prolonge considérablement le temps requis. Il est également limité au traitement d’un seul type de cellule. En revanche, le logiciel Image J utilisé dans cette étude offre une meilleure spécificité dans le traitement d’image et une compatibilité plus large. Dans d’autres disciplines, des méthodes de microscopie de criblage à haut contenu ont été utilisées pour la sélection et l’analyse ultérieure de cellules marquées par fluorescence, ce qui a permis d’obtenir des opérations automatisées à haut débit. L’orientation future de la recherche méthodologique pourrait impliquer le développement du marquage automatisé des macrophages dans les expectorations et des procédures de dépistage29. Pendant le traitement de l’image J, les facteurs influençant la mesure CCAM comprennent la connaissance par le mesureur des informations de l’échantillon et la détermination des seuils de valeur en niveaux de gris. L’adoption d’une approche à l’aveugle peut réduire le biais de l’observateur, et certains échantillons peuvent devoir être mesurés à plusieurs reprises pour évaluer la reproductibilité. La capture et l’analyse d’images indépendantes par deux personnes possédant une expertise de haut niveau peuvent améliorer la précision de l’identification des macrophages.

L’étude a utilisé des méthodes standard du National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH) pour évaluer l’exposition des sujets aux particules en milieu de travail. De multiples évaluations ont été effectuées sur les niveaux de particules fines (PM2,5) et la teneur en carbone élémentaire (CE) liée aux PM2,5 dans l’aire d’emballage du noir de carbone et les zones de travail des travailleurs de l’usine de traitement de l’eau du groupe témoin. Jusqu’à 99,6 % des particules de noir de carbone (CB) avaient un diamètre aérodynamique inférieur à 2,5 μm, et 96,7 % étaient inférieures à 1,0 μm. À l’automne 2012, la concentration moyenne de PM2,5 dans l’usine de conditionnement des CB était de 800 microgrammes par mètre cube, avec une concentration de CE liée aux PM2,5 de 657,0 microgrammes par mètre cube30,31. À l’automne 2018, la moyenne géométrique du CB était de 637,4 μg/m3, et le niveau de CE lié aux PM2,5 était de 364,6 μg/m3. Dans les deux observations, le rapport CE/CT dépassait 92,5 %, ce qui est cohérent avec le fait que le CB est presque pur de la CE. Ainsi, on peut déduire de cette étude que les particules de carbone dans les macrophages proviennent principalement de l’exposition au noir de carbone30,31. Par conséquent, la concentration de PM2,5 dans l’environnement de travail de la population exposée au noir de carbone dans cette étude était de 637,4 μg/m3, ce qui est significativement plus élevé que la concentration de PM2,5 dans l’environnement de travail de la population témoin (130,0 μg/m3) et environ cinq fois plus élevé que celui de la population témoin. Les concentrations de carbone élémentaire dans la population exposée au noir de carbone étaient de 364,6 μg/m3, ce qui est beaucoup plus élevé que les 2,0 μg/m3 de la population témoin.

En résumé, cette étude a utilisé des expectorations induites par une solution saline hypertonique pour collecter des échantillons, obtenu des macrophages pulmonaires, effectué des frottis cellulaires et quantifié la teneur en carbone dans 50 macrophages, en utilisant le nombre médian pour représenter le niveau de teneur en carbone des macrophages pour chaque individu. Cette méthodologie de recherche peut être adaptée à des échantillons de population à grande échelle et utilisée pour évaluer avec précision le niveau d’exposition interne d’un individu aux particules.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu financièrement par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82273669, 82241086, 42207488), le Programme de bourses d’études de Taishan de la province du Shandong (n° tsqn202211121), et le Programme d’innovation et de technologie pour les excellents jeunes chercheurs de l’enseignement supérieur de la province du Shandong (2022KJ295).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pailles stériles de 3 mLShanghai YEASEN Biotechnology Co., LTD84202ES03
Tube à centrifuger de 50 mLThermo Fisher Scientific, États-Unis339652
Alcool éthylique absoluSinopharm Group Chemical Reagent Co.LTD 64-17-5
Huile de cèdreShanghai McLean Biochemical Technology Co., LTDC805296
Coloration rapide solutionShanghai YEASEN Biotechnology Co., LTD40748ES76
DithiothreitolSolebo Bio Co., LTDD8220
Tampon phosphate de Duchenne (DPBS)Thermo Fisher Scientific, USA14190144
Caméra microscopeOlympus Corporation of JapanDP72
Gommier d’arbre neutreSolebo Bio Co., LTDG8590
Membrane filtrante en nylon 70umBD Falcon Bioscience, États-Unis211755
Microscope optiqueOlympus Corporation of JapanBX60
Polyéthylène glycolSinopharm Group Chemical Reagent Co. LTD25322-68-3
UltracentrifugeuseThermo Fisher Scientific, USASL40R
Lame visqueuseJiangsu SHitAI EXPERIMENTAL Equipment Co. LTD
188105

Références

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