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Article de méthode

Une approche visuelle pour induire la dolichoectasie chez la souris afin de modéliser le dysfonctionnement cérébrovasculaire médié par les grands vaisseaux

1.5K vues

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DOI :

10.3791/66792

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17 mai 2024

 ,  ,  ,  , 
1Brain Health Imaging Centre, Centre for Addiction and Mental Health, 2Department of Pharmacology and Toxicology, University of Toronto, 3Department of Neurology, Columbia University

Dans cet article

Résumé

Nous démontrons l’induction chimique de la dilatation des gros vaisseaux sanguins chez la souris comme modèle pour l’étude de la dysfonction cérébrovasculaire, qui peut être utilisé pour la modélisation de la démence vasculaire et de la maladie d’Alzheimer. Nous démontrons également la visualisation du système vasculaire en injectant un composé de caoutchouc de silicone et en fournissant un guidage visuel clair pour mesurer les changements dans la taille des vaisseaux sanguins.

Résumé

Le cerveau sanguin (BHE) est un système crucial qui régule la circulation cérébrale sélective avec la périphérie, par exemple, permettant aux nutriments nécessaires d’entrer et d’expulser les acides aminés ou les toxines excessifs du cerveau. Pour modéliser comment la BHE peut être compromise dans des maladies telles que la démence vasculaire (VaD) ou la maladie d’Alzheimer (MA), les chercheurs ont développé de nouvelles méthodes pour modéliser la dilatation des vaisseaux. Une BHE compromise dans ces états pathologiques peut être préjudiciable et entraîner une dérégulation de la BHE, entraînant des conséquences fâcheuses et pathologiques ayant un impact sur la fonction cérébrale. Nous avons pu modifier une technique existante qui nous permettait d’injecter directement dans la citerne magna (CM) pour induire la dilatation des vaisseaux sanguins à l’aide d’élastase, et perturber les jonctions serrées (TJ) de la BHE. Grâce à cette méthode, nous avons pu voir diverses mesures de succès par rapport aux techniques précédentes, notamment une dilatation constante des vaisseaux sanguins, une réduction de la mortalité ou une récupération améliorée, et l’amélioration de l’agent de remplissage/opacifiant, un composé de caoutchouc de silicone, l’administration pour l’étiquetage des vaisseaux sanguins pour l’analyse de la dilatation. Cette méthode mini-invasive modifiée a donné des résultats prometteurs, avec une augmentation de 19 % à 32 % de la dilatation soutenue des gros vaisseaux sanguins chez la souris de 2 semaines à 3 mois après l’injection. Cette amélioration contraste avec les études précédentes, qui n’ont montré une augmentation de la dilatation qu’au bout de 2 semaines. Des données supplémentaires suggèrent une expansion soutenue même après 9,5 mois. Cette augmentation a été confirmée en comparant le diamètre des vaisseaux sanguins de l’élastase et du groupe à injection de véhicule. Dans l’ensemble, cette technique est précieuse pour étudier les troubles pathologiques qui affectent le système nerveux central (SNC) à l’aide de modèles animaux.

Introduction

Les cellules endothéliales microvasculaires qui tapissent les capillaires cérébraux sont les principaux composants de la formation de la barrière hémato-encéphalique (BHE)1, qui joue un rôle crucial dans la régulation de ce qui entre ou sort de la circulation cérébrale avec la périphérie. Les nutriments essentiels nécessaires au tissu nerveux sont autorisés à pénétrer dans la BHE, tandis que certains acides aminés essentiels comme le glutamate sont expulsés du cerveau, car des concentrations élevées peuvent causer des dommages neuroexcitateurs permanents au tissu cérébral2. Dans des conditions physiologiques normales, la BHE limite la quantité de protéines plasmatiques comme l’albumine 3,4 et la prothrombine à pénétrer dans le cerveau, car celles-ci peuvent avoir des effets néfastes 5,6,7. Enfin, la BHE protège le cerveau des neurotoxines qui circulent en périphérie, comme les xénobiotiques issus des aliments ou de l’environnement1. Dans l’ensemble, les dommages aux tissus cérébraux sont irréversibles, et le vieillissement qui est corrélé à de faibles niveaux de neurogenèse8 souligne l’importance de la BHE dans la protection et la prévention de tout facteur d’accélération du processus neurodégénératif.

Dans la dolichoectasie (ou dilatation des gros vaisseaux sanguins), une diminution de l’élasticité des vaisseaux est observée, ce qui entraîne des changements morphologiques des vaisseaux, les rendant ainsi dysfonctionnels9 et entraînant une réduction du flux sanguin dans le cerveau. Cette réduction du flux sanguin diminue par la suite l’apport en oxygène et en glucose, déclenchant finalement des dommages à la BHE par l’activation des astrocytesréactifs 10. Lorsque la lame d’élastine interne des vaisseaux est endommagée par la dolichoectasie11, une stimulation répétée du facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF) est nécessaire pour l’angiogenèse. Cela peut conduire à la formation de vaisseaux qui fuient et, à terme, entraîner une angiogenèse pathologique, caractérisée par le développement de vaisseaux défectueux12. Au cours de l’angiogenèse pathologique, lorsque les vaisseaux sanguins deviennent défectueux, un mécanisme compensatoire semble restaurer l’intégrité des vaisseaux en régulant à la hausse les protéines de jonction serrée. Cependant, ce processus peut perturber par inadvertance la BHE lorsque l’intégrité structurelle d’un vaisseau sanguin est perdue13. Cela peut se produire en perturbant davantage la BHE et en favorisant la production de plaque amyloïde14. De plus, les fuites de la périphérie peuvent provoquer une neuroinflammation15, ce qui entraîne une dégénérescence neuronale et une perte de mémoire ultérieure.

Structurellement, la protection fournie par la BHE se fait par le biais de jonctions serrées qui empêchent les agents xénobiotiques du sang de pénétrer dans le cerveau. Lorsqu’elle permet à certaines substances de pénétrer dans le cerveau, la BHE le fait principalement par le biais de deux processus majeurs, la diffusion passive ou des canaux spécifiques (comme les canaux ioniques et les transporteurs)1. Dans la MA, la recherche a démontré qu’un système vasculaire dysfonctionnel joue un rôle important dans la progression de la maladie12,13. La formation de plaques bêta-amyloïdes (Aβ) et la neurodégénérescence peuvent résulter de la dégradation de la BHE12,13 et de perturbations du flux sanguin cérébral16. Une réduction du flux sanguin cérébral peut être observée chez les personnes âgées diagnostiquées avec une démence vasculaire et la MA17,18. Les dommages à la barrière hémato-encéphalique (BHE) ainsi qu’un débit sanguin cérébral dysfonctionnel (CBF) peuvent contribuer à l’augmentation de la production de concentration d’Aβ dans le cerveau, accompagnée de l’infiltration de corps étrangers de la circulation périphérique19.

Pour étudier la pathogenèse de maladies neurologiques comme la MA et la démence vasculaire (VAD), des modèles sont développés pour reproduire la maladie. Les modèles in vitro sont largement utilisés, mais ne disposent pas de l’environnement biologique nécessaire à la modélisation extensive de maladies telles que les populations cellulaires mixtes, d’où l’importance des modèles in vivo. Les souris sont couramment utilisées en raison de leur facilité de manipulation génétique dans la génération de propriétés similaires à celles de l’homme (par exemple, la pathologie) dans la maladie. Avec les progrès réalisés jusqu’à présent, il reste un besoin continu de modèles améliorés pour imiter les phénotypes de maladies comme la dilatation des gros vaisseaux et leur rôle dans la MA. À cette fin, nous avons vu une opportunité et modifié une technique qui impliquait l’injection d’élastase dans la citerne géante de souris20,21. L’élastase est une enzyme dont il a été démontré qu’elle décompose l’élastine dans le tissu conjonctif22 et dans les jonctions serrées environnantes23. La Cisterna magna a été choisie comme point d’injection car elle est située directement au-dessus du cercle de Willis, le plus grand vaisseau sanguin du cerveau. En injectant de l’élastase dans la Cisterna magna, nous pouvons compromettre la BHE et les vaisseaux sanguins en brisant les jonctions serrées et en induisant une dilatation des vaisseaux sanguins (cercle de Willis)24,25. La combinaison de cette technique avec l’utilisation d’un modèle murin de pathologie de la MA, pour une meilleure compréhension de la pathogenèse de la composante vasculaire de la MA, peut fournir des informations précieuses sur les interactions et les influences complexes entre ces deux pathologies distinctes.

Des études antérieures ont démontré des cas où les patients présentent à la fois les caractéristiques pathologiques de la MA et de la DAV, une condition généralement appelée démence mixte26,27. Ainsi, la compréhension des mécanismes interconnectés entre les deux affections peut offrir une perspective plus complète sur la progression et la manifestation de ces troubles neurodégénératifs, améliorer notre compréhension des mécanismes sous-jacents et des stratégies thérapeutiques potentielles. À cette fin, nous démontrons l’application de l’élastase dans un modèle murin de pathologie de la MA (AppNL-F) pour identifier les modifications vasculaires.

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Protocole

Des sourisNL-F(âgées de 3 mois) qui expriment la plaque amyloïde humaine à un niveau physiologique ont été utilisées pour cette étude, bien que ce système puisse être utilisé avec n’importe quel modèle de rongeur. Toutes les procédures pour les animaux ont été approuvées par le Comité de protection des animaux de CAMH (Protocole #843) et étaient conformes aux normes éthiques des lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux. Les souris ont été élevées à l’interne et maintenues sur un cycle lumière-obscurité de 12 heures avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.

1. Procédure d’injection de Cisterna magna (CM)

  1. Intervention chirurgicale
    1. Placez la souris (APPNL-F, deux sexes, 3 mois) dans une chambre d’induction d’anesthésie pendant 1 min.
      REMARQUE : Rincez la chambre avec 5% d’isoflurane mélangé à 1% d’oxygène pendant au moins 1 min.
    2. Une fois la souris anesthésiée, retirez l’animal de la chambre et placez-le sur un nouveau champ chirurgical et maintenez l’anesthésie (isoflurane, 2,5 % à 3 %) en plaçant un cône nasal sur le nez.
      REMARQUE : Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en pinçant l’orteil pour s’assurer qu’il n’y a pas de réflexes.
    3. Appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse. Ensuite, injectez par voie sous-cutanée 0,1 mL de bupivacaïne (anesthésique local ; 1-2 mg/kg 0,125 %, avec un rapport de dilution de 1:2) au site d’incision et Metacam (analgésique ; 5 mg/kg, avec un rapport de dilution de 1:10). Gardez l’animal hydraté en injectant 0,5 mL de solution saline par voie sous-cutanée avant d’effectuer l’intervention afin de compenser toute perte de sang potentielle pendant la chirurgie.
    4. Pour un site d’incision clair, rasez le cou à la base de l’os occipital, essuyez la surface avec du PBS stérile et transférez le sujet sur le cadre stéréotaxique en position couchée.
      REMARQUE : Assurez-vous que l’anesthésie est maintenue à travers le cône nasal stéréotaxique.
    5. Placez la barre nasale du cadre stéréotaxique sur le dessus de la souris pour assurer la stabilité et vous assurer que les dents supérieures sont fixées.
    6. Positionnez la tête de l’animal à un angle de 120° par rapport au corps pour élever et distendre la nuque afin d’exposer la zone chirurgicale d’intérêt.
    7. Nettoyez le site chirurgical avec un gommage à la bétadine 3x, de l’éthanol à 70% 3x et une solution de bétadine 1x avec de la gaze stérile de 2 pouces x 2 pouces.
    8. Pliez doucement la peau à l’aide d’une pince à épiler et faites une petite incision (1 cm) à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
      REMARQUE : Cela devrait révéler la ligne médiane de la nuque.
    9. Passez soigneusement le scalpel le long de la ligne médiane pour couper les muscles. Ensuite, à l’aide d’une pince à épiler, séparez doucement les muscles en les écartant vers la gauche et la droite.
      REMARQUE : Cela devrait révéler la Cisterna magna (triangle inversé) qui se trouve sous la base du crâne (Figure 1).
  2. Préparation de l’élastase
    REMARQUE : Le paquet d’élasthanne (sous forme de poudre) qui a été commandé contenait 250 unités (U). La quantité d’élastase à injecter dans chaque animal est de 2,5 μL. La quantité d’élastase qui est censée se trouver dans les 2,5 μL doit être de 15 milliUnits mU.
    1. Calculez d’abord la concentration de la solution à injecter.
      Concentration = masse/volume
      = 15 mU/2,5 μL
      = 6 mU/μL
      Par conséquent, la concentration requise est de 6 mU/μL.
    2. La quantité d’élastase est de 250 u et l’étude fonctionne avec des milliUnits, donc convertissez les unités en milliUnits ce qui donne 250000 mU.
    3. Après avoir une masse de 250000 mU et une concentration de 6 mU/uL, déterminez le volume (PBS) qui nécessiterait de diluer l’élastase et de maintenir une concentration de 6 mU/uL.
    4. En utilisant la même formule ci-dessus, réorganisez pour résoudre le volume :
      Volume = masse/Conc.
      = 250000 mU/ 6 mU/μL
      = 41666.67 μL
    5. Comme il est difficile de pipeter 41666,67 μL, il suffit de le convertir en millilitres en le divisant par 1000 pour obtenir 41,66667 mL pour obtenir une solution 1x.
      1. Pour rendre la solution plus concentrée, augmentez-la de 10 ou 100 fois.
      2. Créez une solution 10x car elle est plus simple à utiliser (voir ci-dessous).
        10x solution ---------- 4,166667 mL (conc.)
    6. Placez le 250 U dans un tube aliquote de 5 mL et ajoutez 4,167 mL de PBS stérile dans le tube aliquote pour obtenir la solution mère 10x.
    7. Pipeter 10 μL de solution mère et placer dans 100 tubes aliquotes pour obtenir 1000 μL de la solution mère de 4,167 mL. Stockez les tubes à -20 °C.
    8. Conserver le reste de la solution mère dans des tubes aliquotes à 100 μL par tube et conserver au congélateur à -20 °C.
      REMARQUE : Les solutions sont stables à -20 °C jusqu’à 6 mois sans perte d’activité significative. De plus, il est important de noter qu’une congélation et une décongélation excessives de l’élastase peuvent réduire la stabilité. Par conséquent, pour éviter que cela ne se produise, la solution mère peut être divisée avant la congélation, de sorte qu’un seul échantillon doit être décongelé à la fois pour l’injection.
    9. Après avoir décongelé l’un des tubes aliquotes qui contient 10 μL d’une solution 10x, ajoutez 90 μL de PBS stérile pour obtenir une solution 100 μL 1x.
    10. Si le tube aliquote qui contient 100 μL d’une solution 10x a été décongelé à la place, il suffit d’ajouter 900 μL de PBS pour obtenir 1000 μL, ce qui est une solution 1x. Conservez l’une ou l’autre solution à 4 °C pendant 1 semaine.
  3. Injection dans la Cisterna magna
    REMARQUE : Nettoyez la seringue Hamilton avant de la charger avec de l’élastase en chargeant et en aspirant avec de l’eau distillée 5x, puis de l’éthanol 5x, et enfin de l’eau distillée 5x.
    1. Chargez la seringue Hamilton avec 2,5 μL d’élastase (concentration de 15 mU) et assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air.
    2. Insérez lentement la seringue avec le biseau vers le haut au centre de la Cisterna magna.
      REMARQUE : Évitez de percer les vaisseaux sanguins qui traversent la Cisterna magna.
    3. Après la crevaison, retirez le biseau. Cela facilitera la libération d’une petite quantité de liquide céphalo-rachidien (LCR). Utilisez un coton-tige stérile pour absorber l’excès de LCR.
    4. Réinsérez le biseau dans le site de ponction, injectez lentement de l’élastase ou du véhicule pendant 1 min dans la citerne magna et laissez l’aiguille en place pendant 1 min pour éviter toute fuite d’élastase.
    5. Après avoir retiré le biseau, fermez le site d’incision avec une suture chirurgicale non résorbable (#4-0 avec une aiguille de 3/8") et éteignez l’anesthésique.
    6. Retirez l’animal du cadre stéréotaxique et placez-le sur un coussin chauffant chaud réglé à 37 °C jusqu’à ce que le sujet se rétablisse.
      REMARQUE : Une autre dose de Metacam est recommandée après la chirurgie pour aider à soulager la douleur pendant la récupération post-chirurgicale.

2. Injection de composé de caoutchouc de silicone et prélèvement de tissus

  1. Anesthésier l’animal avec une surdose d’avertin (1 mL, 125-250 mg/kg).
    REMARQUE : Pincez l’orteil pour vous assurer que les réflexes cessent.
  2. Placez l’animal sur une couche et fixez tous les membres avec du ruban chirurgical, la cavité thoracique vers le haut
  3. Ouvrez la cavité thoracique à l’aide d’une pince à épiler et de ciseaux pour exposer le cœur.
  4. Insérez une aiguille contondante de 23 G dans le ventricule gauche du cœur et perfuser avec du PBS infusé avec de l’héparine (100 U/mL) pendant 4 minutes pour dégager les vaisseaux sanguins à l’aide d’une pompe de micro-perfusion.
  5. Remplacez le flacon tampon par un contenant 4 % de paraformaldéhyde (PFA) (composé de PBS) et perfuser pendant 4 minutes supplémentaires.
  6. Préparez la solution de composé de caoutchouc de silicone (jaune) en combinant 5 ml de composé avec 5 ml de diluant dans un tube de 50 ml. Bien mélanger avant utilisation.
  7. Remplissez une seringue de 10 ml avec 10 ml de caoutchouc de silicone. Fixez la seringue au tuyau relié à une aiguille émoussée de 23 G et injectez soigneusement la solution manuellement dans le cœur.
    REMARQUE : En raison de la viscosité élevée du composé de caoutchouc de silicone, il est important d’utiliser une seringue à corps plus grand ou la pression sera trop grande pour pousser le piston.
  8. Retirez la tête de la souris après l’injection et conservez-la à 4 °C pendant la nuit, ce qui permet au composé de caoutchouc de silicone de durcir dans les vaisseaux.
  9. Le lendemain, retirez délicatement le crâne de la souris (de préférence à l’aide d’une pince à épiler fine), extrayez le cerveau et incubez dans 4% de PFA pendant la nuit à température ambiante (RT).
  10. Après une incubation de 24 h dans du PFA, laver le cerveau dans du PBS 3x, placer dans 30% de saccharose et stocker à 4 °C.

3. Analyse quantitative

  1. Pour capturer des images de haute qualité du cercle de Willis dans l’ensemble du cerveau (Figure 3) :
    1. Retirez le cerveau de la solution de saccharose. Séchez soigneusement le cerveau à l’aide d’une serviette en papier pour évacuer l’humidité de surface.
    2. Placez le cerveau dans une trancheuse de cerveau. Placez le trancheur de cerveau sous un microscope optique équipé d’une caméra.
    3. Concentrez le microscope sur une résolution claire et haute résolution du cercle de Willis.
  2. Utilisez un logiciel d’analyse d’images avec une référence de règle de 10 cm pour mesurer environ 1 cm et noter le nombre de pixels. Réglez l’échelle de 1 cm en fonction de cette mesure, puis mesurez l’épaisseur de l’artère basilaire horizontalement pour trouver son diamètre.
  3. Utilisez un logiciel de densitométrie de pixels standard pour analyser l’image. Mesurez (en centimètres) cinq lectures distinctes de l’artère basilaire à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images et calculez la moyenne pour obtenir une représentation précise du diamètre de l’artère basilaire.
  4. Utilisez une analyse de variance à 2 facteurs (ANOVA) pour comparer la variation moyenne du diamètre entre l’élastase et le groupe témoin.
    1. Calculez le pourcentage de variation de diamètre à l’aide de la formule ci-dessous 21 :
      figure-protocol-1
      C = variation relative
      X1 = Valeur initiale (véhicule)
      X2 = Valeur finale (élastase)
      Considérez les valeurs P inférieures à 0,05 comme statistiquement significatives. Effectuez toutes les analyses statistiques à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique.

4. Élimination du composé de caoutchouc de silicone par déshydratation à l’alcool

REMARQUE : Il est important de déshydrater le cerveau pour aider à éliminer l’excès de composé de caoutchouc de silicone du vaisseau sanguin, ce qui peut potentiellement améliorer la qualité de l’immunomarquage.

  1. Lavez la cervelle 3 fois avec du PBS pour éliminer le saccharose.
  2. Placez le cerveau dans 25%, 50%, 75%, 95% et de l’éthanol absolu pendant 24 h à chaque concentration, pour une durée totale de 5 jours.
  3. Après déshydratation du tissu, placez le tissu dans du salicylate de méthyle (conc. ≤100%) pendant 12 à 24 h. L’éthanol et le salicylate de méthyle permettront d’éliminer l’excès de silicone dans les tissus.
  4. Lavez le cerveau dans du PBS 3x pour éliminer les produits chimiques résiduels et laissez la nuit sur un rocker à 4 °C dans du PBS frais.
  5. Placez le cerveau dans du saccharose et conservez-le à 4 °C avant la section et l’immunomarquage.

5. Coloration immunohistochimique

  1. Section du cerveau
    1. Avant l’immunosection, laissez le cerveau se déposer au fond du tube rempli de saccharose.
    2. Congelez le cerveau sur la plate-forme du microtome à l’aide d’un composé à température de coupe optimale (OCT) entouré de glace sèche. Coupez le cerveau en sections de 40 μm à l’aide de la lame du microtome.
    3. Transférez chaque section dans une plaque de 96 puits contenant un cryoprotecteur pour éviter le gel à l’aide d’un pinceau à pointe fine.
    4. Scellez solidement la plaque à 96 puits avec une pellicule plastique. Conservez la plaque scellée dans un congélateur à -20 °C.
  2. Coloration par immunofluorescence (en utilisant NeuN comme exemple)
    1. Placez les sections dans une plaque de 24 puits. Effectuez trois lavages avec du PBS pour éliminer le cryoprotecteur.
    2. Pour éviter une liaison non spécifique, incuber pendant 1 h à l’aide d’une solution bloquante contenant 2 % de sérum de chèvre, 0,1 % de Triton-X 100 et 1 % de BSA.
    3. Préparez tous les composants dans PBS.
      REMARQUE : L’anticorps primaire utilisé comprenait un anti-NeuN de souris monoclonale avec une dilution de 1:500. L’anticorps secondaire utilisé comprenait un polyclonal de chèvre anti-souris 568 avec une dilution de 1:200.
    4. Diluer l’anti-NeuN de souris monoclonale dans la solution bloquante mentionnée ci-dessus.
    5. Ajoutez l’anticorps dilué dans chaque puits. Incuber toute la nuit à 4 °C, à l’abri de la lumière par du papier d’aluminium.
    6. Après l’incubation primaire, laver les sections 3 fois avec du PBS. Diluez l’anti-souris polyclonale chèvre 568 dans la même solution de blocage.
    7. Ajoutez l’anticorps dilué dans chaque puits. Incuber pendant 2 h à température ambiante, à l’abri de la lumière par une feuille d’aluminium.
    8. Lavez les sections 3 fois avec du PBS après l’incubation secondaire.
    9. Préparez le montage en transférant lentement les sections sur les lames à l’aide de pinceaux fins. Laissez sécher toutes les sections.
    10. Appliquez 125 à 150 μL de produit de montage anti-décoloration une fois les sections sèches. Placez délicatement les lamelles.
    11. Laissez les lames sécher pendant 24 h à RT dans l’obscurité, en scellant les bords avec du vernis à ongles. Capturez des images fluorescentes à l’aide d’un logiciel d’imagerie.

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Résultats

Nous avons réussi à localiser la Cisterna magna sous la région occipitale du crâne après avoir soigneusement positionné la souris sur le cadre stéréotaxique et disséqué les muscles. Cette structure anatomique, ressemblant à un triangle inversé et soulignée en jaune, est située sous la base du crâne (Figure 1). Pour assurer la précision et éviter tout dommage au tissu cérébral, 1 à 2 mm du biseau de la seringue Hamilton ont été doucement insérés dans la Cisterna magna.

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Discussion

Cet article présente un protocole amélioré pour la dilatation cérébrovasculaire, fournissant une approche précise et simple pour l’injection d’élastase dans la citerne géante de souris. Ce point anatomique sert de porte d’entrée directe vers le liquide céphalo-rachidien, offrant une voie précieuse pour l’investigation de différentes maladies neurologiques. L’un des principaux avantages de cette technique modifiée est que l’injection d’une dose unique d’élastase dans la citerne géante de souris a permis de provoquer et de...

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Déclarations de divulgation

Il n’y a pas de conflit d’intérêts.

Remerciements

Cette étude a été rendue possible grâce aux contributions inestimables de Stephanie Tam, qui a fourni son soutien pour aider aux chirurgies. Nous lui exprimons notre sincère gratitude pour son aide. Les National Institutes of Health (AG066162) pour le soutien de cette recherche.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cathéter 23 GUniversity Medstore2546-CABD305145Nécessaire pour la perfusion  ; (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
Éthanol absoluUniversité Medstorehttps://www.uoftmedstore.com/index.szPour enlever le
microfil Bétadine gommage#https://www.pittsborofeed.com/products/betadine-surgical-scrubStérilisation
Solution de bétadineAmazonhttps://www.amazon.ca/Povidone-Iodine-10-Topical-Solution-100ml/dp/B09DTKJGHWStérilisation
BupivacaïneFourni par animalerieN/AAnalgesic
ClippersBrainTree Scientific IncCLP-41590Fourrure à raser
Coton Q-tipUniversity Medstore1962Pour la chirurgie (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
ElastaseSigma-aldrich  ; E7885Utilisé pour la dilatation des vaisseaux sanguins
EthanolUniversity Medstore39752-P016-EAANStérilisation (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
Anti-souris caprine 568InvitrogenA11004Pour la coloration des neurones matures
Prisme Graphpad 10Prisme Graphpad 10https://www.graphpad.com/Logiciel d’analyse statistique
Seringue HamiltonSigma-aldrich28614-UInjection elastase
Coussin chauffantAmazonhttps://www.amazon.ca/iPower-Temperature-Controller-Terrarium-Amphibians/dp/B08L4DBFFZMaintenir la température corporelle
LogicielImageJ Fiji Logiciel Imagejimagej.net (États-Unis)Logiciel d’analyse d’images
Chambre à inductionFourni par l’animalerieN/AAnesthésie induction
MetacamFourni par l’animalerieN/AAnalgésique
Salicylate de méthyleSigma-aldrichM6752Pour l’élimination du
microfil MicrofilFlow Tech, Carver, Massachusettshttps://www.flowtech-inc.com/order/  ; Colorant (jaune)
Souris monoclonale anti-NeuNMillipore SigmaMAB377Pour la coloration des neurones matures
Scanner de lames Olympus VS200 et logiciel VSI.Olympus Life Sciencehttps://www.olympus-lifescience.com/en/downloads/detail-iframe/?0[downloads][id]=847254104Logiciel d’imagerie
ParaformaldehydeUniversity MedstorePAR070.1Pour la fixation des protéines  ; (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
Pompe à perfusionVWR Internationalhttps://pr.vwr.com/store/product/4787969/vwr-variable-speed-peristaltic-pumpsNécessaire pour la perfusion
ScalpelUniversity Medstore2580-M90-10Pour la chirurgie (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
StéréotaxiqueFourni par l’animalerieN/AAlors sécurisez l’animal pour la chirurgie
Ciseaux chirurgicauxUniversity Medstore22751-A9-240Pour la chirurgie (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
Ruban chirurgicalUniversity Medstorehttps://www.amazon.ca/3M-Micropore-Tape-1530-2-Rolls/dp/B0082A9GS2Fixer l’animal sur la couche
SuturesUniversity Medstore2297-VS881Pour la chirurgie (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)
Pince à épiler X2University Medstore7731-A10-612Pour la chirurgie (https://www.uoftmedstore.com/index.sz)

Références

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