Article de méthode

Électropénétrographie AC-DC pour l’étude des comportements de sonde et d’ingestion des moustiques Culex tarsalis sur les mains humaines

DOI :

10.3791/66877

⸱

29 novembre 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Entomology, Kansas State University, 2Department of Pathobiology, Auburn University, 3National Bio and Agro-Defense Facility, USDA Agricultural Research Service

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Des procédures sont décrites pour étudier les comportements de sondage et d’ingestion des moustiques Culex tarsalis sur des mains humaines à l’aide de l’électropénétrographie AC-DC.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les moustiques transmettent des agents pathogènes qui affectent négativement la santé humaine et animale. Une meilleure compréhension de la biologie de leur alimentation sanguine et de leurs interactions avec les hôtes et les agents pathogènes pourrait être exploitée pour développer de nouvelles cibles pour lutter contre les maladies transmises par les moustiques. Malheureusement, les comportements de sonde (c’est-à-dire de piquer) des moustiques sont mal compris car ils se produisent à l’intérieur des tissus de l’hôte. Ici, une procédure non invasive est décrite pour utiliser l’électropénétrographie AC-DC (EPG) pour visualiser et quantifier indirectement les comportements alimentaires des moustiques en enregistrant les changements de signaux électriques générés lors de l’exploration et de l’ingestion sur des mains humaines. De minces fils d’or sont attachés aux moustiques à l’aide d’une colle d’argent conductrice et reliés à l’instrument EPG. L’hôte humain tient une sonde de tension de substrat dans sa main. Le sondage de l’hôte par le moustique câblé complète le circuit électrique, et les signaux électriques sont enregistrés sur un ordinateur sous forme de « formes d’onde » qui peuvent ensuite être mesurées et énumérées pour analyse. Cette méthodologie a été utilisée pour caractériser les comportements de sonde et d’ingestion des moustiques Aedes aegypti et Culex tarsalis et peut être appliquée à d’autres espèces de moustiques. L’EPG peut être utilisé pour étudier les effets des agents pathogènes, des insecticides et d’autres facteurs sur les comportements alimentaires des moustiques.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les moustiques causent des souffrances et des pertes économiques dans le monde entier en raison de leur rôle de vecteurs de maladies et de nuisibles1. Les moustiques anophèles transmettent le paludisme, qui cause chaque année environ 219 millions de cas dans le monde, plus de 400 000 décès2, et 12 milliards de dollars américains en coûts directs3. Les moustiques Aedes sont les vecteurs les plus importants pour la santé publique car ils ont une présence presque mondiale et transmettent des agents du chikungunya, de la dengue, de la filariose lymphatique, de la fièvre de la vallée du Rift, de la fièvre jaune et du Zika, qui font des victimes, submergent les systèmes de santé et entraînent des souffrances chroniques, une morbidité à vie et une invalidité4,5. De plus, les moustiques Culex transmettent des agents de l’encéphalite équine, de l’encéphalite japonaise, de la filariose lymphatique, de l’encéphalite de Saint-Louis et de la fièvre du Nil occidental, qui ont un impact sur la santé humaine et animale3,4.

La lutte antivectorielle à l’aide d’approches basées sur des insecticides est la principale méthode de lutte contre les maladies à transmission vectorielle à l’échelle mondiale6,7. Cependant, le nombre d’insecticides disponibles pour la lutte contre les moustiques est limité. De plus, la résistance aux insecticides évolue chez de nombreuses espèces, en particulier chez les moustiques Aedes, ce qui a un impact sur notre capacité à lutter contre les maladies à transmission vectorielle et entraîne la nécessité de nouvelles stratégies de lutte 6,8. Une meilleure compréhension de la biologie des moustiques, des interactions moustique-hôte-pathogène et des processus qui régulent la transmission des agents pathogènes peut faciliter le développement de nouveaux outils de lutte antivectorielle 6.

Les comportements de sonde et d’ingestion dans les tissus de l’hôte peuvent affecter la transmission des agents pathogènes et la pathologie des maladies9,10,11,12. Par exemple, un plus grand nombre de microfilaires ont été ingérées lorsque Aedes aegypti se nourrissait directement à partir de capillaires plutôt que de stocker du sang à l’extérieur des vaisseaux rompus13. Ainsi, la recherche fondamentale et appliquée sur ce sujet peut aider à développer, affiner et évaluer les stratégies de contrôle des moustiques et d’autres contre-mesures de transmission des agents pathogènes. Cependant, il existe d'importantes lacunes dans les connaissances sur les comportements cryptiques d'alimentation par le sang qui se produisent sous la surface de la peau de l'hôte, car ces comportements nécessitent souvent des procédures invasives sur des modèles d'animaux vivants ou utilisent des substrats artificiels transparents ou des régimes liquides9,11,14,15. Les techniques d’électropénitrographie non invasive (EPG ; également appelée graphique de pénétration électrique) ont été utilisées pour étudier les comportements alimentaires des insectes herbivores liés à la transmission des agents pathogènes des plantes, à la résistance des plantes hôtes et aux modes d’action des insecticides, car elles permettent aux chercheurs d’observer, d’enregistrer et de quantifier indirectement les mouvements et les comportements des pièces buccales qui se produisent à l’intérieur des tissus de l’hôte10,12.

Depuis les années 1950, des techniques de surveillance électronique de la pénétration ont été appliquées aux arthropodes hématophages, y compris les moustiques16,17,18,19,20. Cependant, l’EPG n’a jamais été largement adopté pour les arthropodes hématophages car les activités biologiques correspondant aux formes d’onde n’ont jamais été vérifiées21. De plus, la conception et l’électronique des premiers instruments ont entraîné une suraccentuation de certains signaux électriques, des rapports bruit/signal élevés, une faible résolution et une distorsion des formes d’onde, et une irritation des hôtes vertébrés12,22. Un instrument plus récent, le moniteur EPG AC-DC<)sup class="xref">23, dispose de paramètres variables et d’un traitement du signal amélioré, ce qui le rend mieux adapté à l’enregistrement des arthropodes hématophages et au déchiffrage des origines biologiques des formes d’onde dans les études de corrélation expérimentales10,12.

Pour l’EPG, un signal électrique est appliqué à l’hôte par l’intermédiaire d’une sonde de tension de substrat (c’est-à-dire une électrode de référence). L’arthropode est attaché à une électrode enregistreuse et placé sur l’hôte. Lorsque l’arthropode insère ses pièces buccales (c’est-à-dire ses stylets) dans l’hôte, le signal électrique est transmis au moniteur EPG AC-DC pour le traitement du signal. Les signaux électriques sont ensuite affichés sur un ordinateur sous forme de « formes d’onde » correspondant à des comportements spécifiques tels que les mouvements des pièces buccales, l’ingestion, la salivation et l’acquisition/inoculation d’agents pathogènes10,12. Les variables de réponse séquentielles et non séquentielles liées à la durée et au nombre des formes d’onde24,25 à différents niveaux hiérarchiques (familles, types et sous-types) peuvent ensuite être calculées en fonction de la fréquence et de la durée des formes d’onde afin de mieux comprendre les comportements alimentaires qui se produisent au sein des espèces et entre elles, et en réponse à des facteurs biotiques et abiotiques, tels que les hôtes, les agents pathogènes, les pesticides et les conditions environnementales10,12.

Jusqu’à présent, le moniteur EPG AC-DC a été utilisé pour caractériser les comportements de sondage et d’ingestion des moustiques Ae. aegypti26 et Culex tarsalis27 se nourrissant des mains humaines, et des tiques Dermacentor variabilis et Amblyomma americanum se nourrissant des veaux bovins28. De plus, un modèle murin pour EPG29 a récemment été développé pour faciliter les études d’agents pathogènes à l’aide de cet instrument. Les mains humaines sont idéales pour la caractérisation initiale de la forme d’onde du moustique, car les hôtes humains peuvent signaler quand ils sentent le moustique sonder ainsi que d’autres comportements, ce qui facilite la corrélation des formes d’onde avec les comportements (Tableau 1). De plus, une meilleure compréhension de la plasticité des comportements alimentaires des moustiques dans différentes populations humaines pourrait contribuer au développement d’interventions de gestion plus spécialisées pour les moustiques et les agents pathogènes qu’ils transmettent.

Tableau 1 : Description des familles de formes d’onde utilisées pour classer les signaux électriques enregistrés à partir de Culex tarsalis sur des mains humaines à l’aide d’EPG AC-DC. La phase de sondage et les activités biologiques correspondant à chaque famille de formes d’onde. Voir Cooper et al.27 pour plus d’informations. Abréviation : AC = courant alternatif, DC = courant continu, EPG = électropénétrographe. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Pour faciliter l’utilisation de l’EPG pour étudier la biologie des moustiques et les interactions hôte-vecteur, la méthodologie de quantification des comportements alimentaires des moustiques Cx. tarsalis sur les mains humaines à l’aide du moniteur EPG AC-DC est présentée ici. Ces protocoles s’appuient sur les procédures fondamentales EPG AC-DC décrites dans les ressources en ligne 30 et supposent que les utilisateurs ont une connaissance pratique de base de l’EPG AC-DC et des logiciels associés31. Les procédures décrites peuvent être modifiées pour d’autres espèces de moustiques et d’hôtes et fournissent une base pour faciliter la recherche fondée sur des hypothèses sur les comportements alimentaires des moustiques.

Tableau 2 : Définitions de la terminologie courante EPG AC-DC. Les définitions sont basées sur celles données dans les ressources en ligne 30,31 et la littérature scientifique32. Abréviation : AC = courant alternatif, DC = courant continu, EPG = électropénétrographe. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole (IRB-10729) a été approuvé par l’Institutional Review Board (IRB) pour la recherche humaine de l’Université d’État du Kansas27 et est destiné à être utilisé uniquement avec des moustiques exempts d’agents pathogènes. Des volontaires humains ont donné leur consentement éclairé pour participer à l’étude et publier leurs données. Avant d’entreprendre tout travail avec des animaux, des humains ou des risques biologiques, assurez-vous que toutes les procédures ont été examinées et approuvées par les comités de réglementation institutionnels appropriés ou les personnes chargées de la surveillance. Voir le Tableau des matériaux pour plus de détails sur tout l’équipement et les matériaux utilisés dans ce protocole.

1. Préparation et configuration initiales

  1. Configurez le moniteur EPG AC-DC (Figure 1A), la cage de Faraday (Figure 1B,C) et le logiciel comme décrit précédemment30,31 en utilisant les modifications décrites ci-dessous (étapes 1.1.1 à 1.1.5). Reportez-vous aux ressources en ligne30 pour obtenir des tutoriels étape par étape sur la configuration et l’utilisation de l’équipement et du logiciel. Enregistrez la configuration souhaitée par défaut dans le logiciel de gestion du matériel et de révision des formes d’onde. Reportez-vous au tableau 2 pour une liste de la terminologie courante de l’EPG AC-DC et de leurs définitions.
    1. Connectez un amplificateur d’étage de tête (ampli de tête) et une sonde de tension de substrat au canal 1 du boîtier de commande.
      REMARQUE : L’enregistrement à partir d’un seul canal est présenté même si le moniteur AC-DC peut accueillir simultanément quatre insectes et hôtes.
    2. Assurez-vous que le canal 1 du boîtier de commande est activé et que les canaux Pre-1 et Post-1 correspondants sur le boîtier d’interface de commutation sont activés.
      REMARQUE : Les canaux non utilisés doivent rester éteints.
    3. Utilisez le logiciel de gestion du matériel pour activer les canaux 1 et 3 de la carte A/N DI-710 (mais pas les autres) afin d’enregistrer les signaux pré et post redressés.
    4. Formatez le logiciel de gestion du matériel de manière à ce qu’il visualise/chevauche les formes d’onde pré- et post-rectifiées (par exemple, 1 = 1 pour le pré-signal et 2 = 3 pour le post-signal).
    5. Réglez la fréquence d’échantillonnage sur le logiciel de gestion du matériel sur 100 échantillons par seconde et par voie (c’est-à-dire S/s/CHAN : 100).
  2. Construire des souches d’insectes26,27,29,30 :
    1. Préchauffez le fer à souder à la température recommandée pour la soudure à noyau de colophane spécifique.
    2. Utilisez un outil de coupe-fil pour dénuder le revêtement plastique à ~6 cm de l’extrémité d’un rouleau de fil de cuivre de 20 AWG, mais évitez de sectionner ou de marquer le faisceau de fil de cuivre à l’intérieur (Figure 2A). Ensuite, coupez le faisceau de fils de cuivre exposé et démêlez-le en brins individuels (Figure 2B).
    3. À l’aide d’une pince à bec effilé, enroulez un brin du fil de cuivre autour de l’arbre d’une goupille d’écusson appropriée sous la tête (c.-à-d. à dessus plat) de sorte que la majeure partie du fil de cuivre dépasse de la tête de la goupille. Repliez la queue du fil sur la tête de la goupille pour fixer le fil en place (Figure 2C).
      REMARQUE : Ajustez les broches de l’écusson pour identifier celles qui s’insèrent parfaitement dans le port de l’ampli principal (lorsqu’il est éteint, débranché et réglé sur 106 Ohms (Ω)).
    4. Fixez l’arbre de la goupille de l’écusson dans l’aide à l’aide de l’aide à la soudure de sorte que le fil de cuivre pointe vers le haut. Ensuite, appliquez une petite noisette (boule de ~0,2 cm) de flux soluble dans l’eau à la jonction de la broche de l’écusson et du fil de cuivre (Figure 2D).
      ATTENTION : Le flux est toxique et doit être manipulé avec soin.
    5. Déroulez ~10 cm de soudure et redressez-la. Tenez le fer à souder chaud contre la tête de la goupille pendant quelques secondes jusqu’à ce que le flux fonde et que le métal soit chaud. Ensuite, appuyez la pointe de la soudure sur la tête de la goupille à côté du fer à souder jusqu’à ce que la soudure fonde et recouvre complètement la jonction, fusionnant la goupille et le fil en un bout d’insecte.
    6. Pendant que le bout d’insecte refroidit, nettoyez la pointe du fer à souder avec de la laine d’acier et une éponge humide.
    7. Une fois refroidi, retirez le bout d’insecte des mains qui vous aident. Rincez le mégot d’insecte avec de l’éthanol à 70 %, puis de l’eau pour éliminer le flux résiduel. Coupez le fil de cuivre à la longueur souhaitée (~3 cm, Figure 2E).
    8. Répétez les étapes 1.2.3 à 1.2.7 jusqu’à ce que 20 à 30 souches d’insectes soient construites.
  3. Assembler un aspirateur d’insectes26,27 :
    1. Passez l’extrémité d’une pipette Pasteur en verre dans une flamme en tournant légèrement la pipette. Répétez l'opération jusqu'à ce que l'extrémité de la pipette soit de la taille appropriée pour s'adapter parfaitement à l'abdomen de l'insecte.
    2. Couvrez la grande extrémité de la pipette Pasteur modifiée avec une moustiquaire, puis insérez-la directement dans le tube en silicone relié à un aspirateur de laboratoire et fixez la jonction avec du ruban électrique pour former un aspirateur d’insectes (Figure 2H).
      REMARQUE : La pipette et le filet Pasteur peuvent être insérés dans un petit morceau de tube en plastique équipé d’un déconnecteur rapide pour faciliter le passage d’une taille à l’autre (Figure 2H).

figure-protocol-1Figure 1 : Configuration de l’équipement de surveillance EPG AC-DC pour l’enregistrement sur des mains humaines. (A) Composants de l’EPG, y compris (1) le boîtier de commande, (2) le boîtier d’interface de commutation, (3) l’alimentation, (4) la carte DI-710 A/D, (5) l’ordinateur, (6) le régulateur de puissance et (B) la cage de Faraday contenant (C) un microscope numérique (7) sur un support à col de cygne, (8) du papier bulle et des coussins d’air, (9) une sonde de tension de substrat et (10) un amplificateur d’étage supérieur sur un support de laboratoire. Abréviations : AC = courant alternatif, DC = courant continu, EPG = électropénétrographe. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-protocol-2Figure 2 : Électrodes d’enregistrement pour le câblage des moustiques et un aspirateur d’insectes pour manipuler les moustiques pendant le câblage. (A) Fil de cuivre de 20 AWG avec 6 cm de revêtement plastique enlevé pour exposer le faisceau de fils de cuivre à l’intérieur. (B) Torons individuels du faisceau de fils de cuivre. (C) Un brin de fil de cuivre enroulé autour de la tête d'une broche d'écusson en laiton avec la queue du fil repliée sur la tête de la goupille. (D) Une tache de flux sur la jonction de la broche de l’écusson en laiton et du fil de cuivre tenu par une aide à la soudure en préparation de la soudure. (E) Un bout d’insecte terminé construit à partir d’un clou en laiton soudé à un fil de cuivre. (F) Une électrode d’enregistrement construite à partir d’un fil d’or enroulé autour de l’extrémité du fil de cuivre d’un bout d’insecte et fixé en place avec de la colle d’argent. (G) Un gros plan de la boucle dorée à l’extrémité de l’électrode d’enregistrement. (H) Un aspirateur d’insectes assemblé (en haut) et démonté (en bas) fabriqué à partir de pipettes Pasteur modifiées, de moustiquaires, de tubes en plastique, de ruban électrique et de sectionneurs rapides mâles, à côté du tube d’aspirateur de laboratoire équipé du sectionneur rapide femelle (en haut à droite). Barres d’échelle = 1 cm (A-F), 200 μm (G). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Câblage des moustiques

  1. Préparez les moustiques et la colle à argent (l’après-midi/la soirée avant l’EPG) :
    1. Élever et entretenir les moustiques de la souche KNWR de Cx. tarsalis comme décrit précédemment 27.
    2. Moustiques femelles adultes rapides, 5 à 17 jours après l’éclosion, pendant 8 à 12 h pour améliorer les taux de sondage, mais permettre l’accès à l’eau pour éviter la mortalité.
    3. Préparez de la colle argentée fraîche26,27,28,29,30 :
      1. Ajouter 510 mg de flocons d’argent de 4 à 8 μm dans un bécher de 20 mL. Tarez l’équilibre et ajoutez 1 100 mg de colle d’école non toxique dans le bécher sur le dessus de l’éclat d’argent.
      2. Tarez la balance, ajoutez 510 mg de flocons d’argent de 8 à 10 μm dans le bécher sur la colle, puis ajoutez 1 000 μL d’eau à l’aide d’une pipette.
      3. Ajoutez délicatement une barre d’agitation dans le bécher et placez-la sur la plaque d’agitation. Commencez à remuer lentement, augmentez progressivement jusqu'au réglage « rapide » et remuez pendant 4 min. Assurez-vous que tout le contenu est intégré.
      4. À l’aide d’une pipette de transfert (avec l’embout coupé) pour transférer la colle argentée dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 ml.
      5. Enveloppez le haut des tubes de colle argentée avec du Parafilm et rangez-le sur la paillasse jusqu’à utilisation.
        REMARQUE : La colle argentée a la consistance correcte jusqu’à 2 jours, mais il est recommandé de faire de la colle fraîche la veille de l’utilisation30.
  2. Préparez les électrodes d’enregistrement26,27,29,30 :
    1. Agitez vigoureusement la colle à argent avant utilisation.
    2. Enveloppez un bloc de mousse avec une pellicule plastique fraîche pour contenir les mégots d’insectes préparés et les moustiques câblés.
      REMARQUE : La mousse doit être suffisamment grande pour permettre aux moustiques câblés de se tenir à la surface sans se toucher, mais suffisamment petite pour tenir dans une boîte de rangement. ATTENTION : Les gouttelettes excrétrices libérées après l’alimentation sanguine peuvent contenir des agents pathogènes. Jetez la pellicule plastique/le bloc de mousse de manière appropriée après utilisation.
    3. Enlevez le ternissement (et la vieille colle à argent si vous réutilisez des souches d’insectes) de la pointe du fil de cuivre en grattant le 1 cm supérieur du fil de cuivre avec une lame de rasoir jusqu’à ce qu’il soit brillant de tous les côtés. Préparez un bout d’insecte pour chaque moustique, plus quelques extras.
    4. Coupez du fil d’or de 0,025 mm de diamètre en morceaux de 4 à 5 cm de long. Tenez toujours le fil à l’aide d’une pince à fermeture automatique masquée par du ruban adhésif pour éviter de bosseler le fil.
      REMARQUE : Le fil d’or est beaucoup plus facile à voir sur un fond noir.
    5. Placez l’extrémité du fil d’or le long de la pointe propre du fil de cuivre de l’insecte et enroulez doucement le fil d’or 3x autour du fil de cuivre.
    6. Utilisez une sonde de dissection pour appliquer de la colle argentée afin de maintenir le fil d’or en place. Assurez-vous qu’il n’y a pas de queue ou d’extrémité libre. Placez le bout d’insecte dans la mousse jusqu’à ce que la colle sèche.
    7. Caressez doucement le fil d’or attaché à l’embout de l’insecte pour le lisser et le façonner en un arc long et doux (Figure 2F). Coupez le fil à la longueur souhaitée (~2,5-3 cm).
    8. À l’aide d’un microscope de dissection, à l’aide d’une pince à pointe fine, faire une boucle d’or à l’extrémité du fil d’or et plier la boucle à un angle de 90° comme décrit ci-dessous (étapes 2.2.8.1 à 2.2.8.4 ; Figure 2E,F). Assurez-vous que la boucle dorée est complètement fermée. Remettez le bout d’insecte dans le bloc de mousse.
      1. À l’aide de la main non dominante, tenez le bout de l’insecte par le clou en laiton, la pointe du fil d’or touchant la platine du microscope. À l’aide de la main dominante, saisissez l’extrémité du fil d’or à l’aide d’une pince à pointe fine.
      2. À l’aide de la pince à pointe fine, croisez la pointe du fil d’or sur le fil de cuivre de l’embout d’insecte près de l’endroit où le fil d’or est collé. Touchez l’extrémité de la pince à pointe fine et du fil d’or contre la platine du microscope.
      3. Tirez doucement sur le bout de l’insecte jusqu’à ce que le fil d’or forme une petite boucle d’or autour de la pointe de la pince à pointe fine (ne tirez pas trop fort). Relâchez le fil d’or et retirez délicatement la pince.
      4. Tout en tenant toujours le bout d’insecte dans la main non dominante, saisissez la boucle dorée avec la pince à pointe fine de sorte que la pince soit à un angle perpendiculaire au col du fil et que la pointe de la pince s’étende au milieu de la boucle dorée, saisissant ainsi les deux côtés de la boucle. Tirez doucement sur le bout de l’insecte tout en tournant légèrement la pince pour l’éloigner du bout de l’insecte jusqu’à ce que la boucle soit pliée à un angle de 90° par rapport au col du fil (Figure 2G).
  3. Fixez des électrodes d’enregistrement aux moustiques26,27,29,30 (le matin de l’EPG) :
    1. Anesthésez les moustiques à jeun avec du gazCO2 jusqu’à ce que tout mouvement cesse. Placez les moustiques sur le dos sur le coussin d’anesthésie, l’abdomen face au chercheur.
    2. Placez un morceau de ruban adhésif de laboratoire de ~2 cm sous un microscope de dissection, côté collant vers le bas. Placez une goutte de 0,5 cm (~ 10 μL) de colle argentée sur le ruban.
    3. Aspirez l’abdomen d’un moustique anesthésié dans la pipette Pasteur modifiée en utilisant l’aspiration juste assez longue pour asseoir l’abdomen en place. Tenez le moustique sous la lunette de dissection au-dessus de la colle argentée à l’aide de l’aspirateur.
      REMARQUE : Les ailes peuvent être à l’intérieur ou à l’extérieur de l’extrémité de la pipette Pasteur modifiée, mais les avoir à l’intérieur aidera à empêcher le moustique de tomber. Évitez de plier ou d’endommager les ailes.
    4. En travaillant rapidement, trempez une épingle minutien dans la colle à argent et appliquez une fine couche sur le pronotum du moustique (c'est-à-dire la surface dorsale du thorax). Passez immédiatement à l’étape suivante si possible (ou anesthésiez à nouveau le moustique si nécessaire).
      REMARQUE : Il est recommandé d’enlever les écailles sur le pronotum en frottant l’épingle d’avant en arrière pour aider à assurer la pénétration de la colle des pores dans la cuticule. Évitez de mettre de la colle sur toute autre partie du moustique.
    5. Trempez rapidement la boucle d'or à l'extrémité de l'électrode d'enregistrement dans la colle argentée et placez-la sur le point de colle argentée sur le pronotum du moustique. Balancez la boucle d’avant en arrière pour vous assurer qu’elle affleure le pronotum. Tenez le fil jusqu’à ce que la colle sèche (~20-25 s).
    6. Replacez le talon d’insecte dans la mousse à un angle qui permet au moustique câblé de se tenir confortablement au réveil. Procédez au câblage du prochain mosquito.
      REMARQUE : Il est conseillé de prendre des notes sur la qualité de chaque travail de câblage.
    7. Une fois que le nombre souhaité de moustiques est câblé, placez le bloc de mousse dans une boîte de rangement. Maintenez les moustiques dans des conditions d’élevage normales jusqu’à leur utilisation.

3. Installation et préparation de l’EPG (le matin avant l’EPG)

  1. Allumez le moniteur EPG AC-DC (en basculant l’interrupteur de l’alimentation) au moins 30 minutes avant l’enregistrement pour permettre l’équilibrage de l’instrument et tout dépannage.
    REMARQUE : Les canaux utilisés sur le boîtier de commande et le boîtier d’interface de commutation peuvent être laissés allumés.
  2. Mettez l’ordinateur sous tension et ouvrez le logiciel de gestion du matériel.
    REMARQUE : Si les signaux n’apparaissent pas sous forme de lignes fines et plates, un dépannage est nécessaire (voir la section de discussion).
  3. Effectuez le test tactile27,30 pour vérifier le fonctionnement de l’équipement :
    1. Lorsque vous êtes à la terre (c’est-à-dire que vous touchez la cage de Faraday avec la peau nue), tournez le cadran de l’ampli de tête sur 106 Ω et insérez l’arbre d’un bout d’insecte dans le port.
      REMARQUE : Effectuer le test tactile à un niveau de résistance d’entrée (Ri) plus élevé peut endommager l’ampli principal.
    2. Pendant la mise à la terre, allumez l’ampli de tête et saisissez fermement le fil de cuivre du bout d’insecte entre l’index et le pouce trois fois. Si l’EPG fonctionne correctement, trois grands pics apparaîtront à la fois dans les pré et post-signaux à l’écran. Si ce n’est pas le cas, un dépannage est nécessaire (voir la section discussion).
  4. Ajustez les paramètres de l’instrument à 150 mV courant alternatif (AC) avec un Ri de 107 Ω, un gain matériel de 20-40x, un décalage négatif, une ligne de base native et un gain logiciel de 8-16x27,30, comme décrit ci-dessous (étapes 3.4.1-3.4.3).
    1. Réglez la tension, le type de courant, le gain matériel (plage, gain et multiplicateur), le décalage et la ligne de base (zéro) à l’aide des commutateurs et des cadrans sur le canal 1 du boîtier de commande.
      REMARQUE : Le réglage de gain matériel approprié dépend de la qualité du travail de câblage et de la colle argentée, de sorte que des variations dans les paramètres de gain optimaux d’un moustique à l’autre et au jour le jour sont attendues. Il peut être nécessaire d’ajuster le gain matériel en cours d’enregistrement si le signal atteint un pic (défini dans le Tableau 2 et indiqué dans Figure 3A,C) ou s’il est trop petit pour être visualisé. Toute modification du gain matériel affectera de façon permanente l’enregistrement (illustré dans Figure 3A,C).
    2. Réglez le niveau Ri à l’aide de la molette de l’ampli de tête.
    3. Réglez et ajustez le gain logiciel à l’aide du logiciel de gestion matérielle (par exemple, sélectionnez le signal pré ou post, puis cliquez avec le bouton gauche pour augmenter le gain logiciel ou cliquez avec le bouton droit pour le réduire).
      REMARQUE : Toute modification de gain effectuée dans le logiciel n’affectera PAS de manière permanente l’enregistrement.
  5. Configurez un nouvel enregistrement dans le logiciel de gestion du matériel, mais ne démarrez l’enregistrement qu’à l’étape 4.3 de la section suivante.

4. EPG sur les mains humaines26,27 :

  1. Une fois le consentement éclairé obtenu (tel que spécifié par l'IRB de l'établissement d'origine), demandez à l'hôte de s'asseoir à côté de la cage de Faraday avec un bras à l'intérieur tout en saisissant la sonde de tension du substrat et en la tenant sous la tête amp.
    REMARQUE : Le bras doit reposer confortablement sur du papier bulle ou un substrat non conducteur similaire. La sonde de tension manuelle et secondaire ne doit pas entrer en contact avec la cage de Faraday ou l’ampli principal pendant l’enregistrement. Pour éviter tout dommage, il est impératif que le volontaire ne touche pas l’ampli de tête une fois qu’il est allumé. Si l’ampli de tête est touché accidentellement, effectuez le test tactile décrit ci-dessus pour évaluer sa fonctionnalité.
  2. Une fois l’hôte en place, tournez l’ampli de tête sur le côté. Retirez un moustique filaire de la boîte de rangement et connectez-le à l’instrument en insérant la goupille en laiton du bout de l’insecte dans le port de l’ampli principal. Laissez le moustique pendre.
    REMARQUE : Gardez un vaporisateur d’éthanol à 70 % à proximité pour contrôler les moustiques qui se détachent du fil.
  3. Démarrez l’enregistrement à l’aide du logiciel de gestion du matériel. Positionnez l’ampli de tête au-dessus de la main afin que le moustique puisse se tenir confortablement debout et sonder.
  4. Allumez l’ampli principal lorsqu’il est mis à la terre. Démarrez une minuterie de 10 minutes. Ajustez la position de la main de l’hôte au besoin pour aider à sonder le succès.
    REMARQUE : Lorsque vous utilisez des moustiques enclins à sonder immédiatement, allumez l’amplificateur de tête avant de positionner le moustique sur la main. Un mince goujon en bois ou un manche de pinceau non conducteur peut être utilisé pour plier le fil de cuivre de l’insecte afin d’ajuster davantage la position du moustique. Une loupe ou un microscope numérique sur un support à col de cygne peut aider à observer le moustique pendant l’EPG, en particulier pour les études de corrélation comportementale.
  5. Utilisez le logiciel de gestion du matériel pour effectuer des observations horodatées (par exemple, des marqueurs d’événements) pendant l’enregistrement concernant les réponses de l’hôte, les comportements des moustiques, les changements de gain, etc.). Ajustez la position des signaux à l’écran et le gain logiciel si nécessaire pour que les deux signaux restent clairement visibles à l’écran. Ajustez le gain matériel si le(s) signal(s) culmine(nt) (Figure 3A,C et Tableau 2) ou si les ondes semblent trop petites lorsque le gain logiciel est au maximum. Ajustez le décalage si le repli du redresseur est observé (Figure 3C,C'et Tableau 2). Reportez-vous au manuel du logiciel31 et aux ressources en ligne30 pour des instructions détaillées sur la façon d’effectuer ces ajustements.
    1. Pour ajuster la position des signaux à l’écran, sélectionnez le signal avant ou après (par exemple, en cliquant sur
      1 = 1       ou 2 = 3), puis faites glisser le signal à la position souhaitée sur l’écran (idéalement près du milieu de l’écran mais sans chevauchement).
    2. Pour régler le gain logiciel, utilisez le logiciel de gestion matérielle décrit à l’étape 3.4.3.
    3. Pour régler le gain matériel, commencez par tourner la molette de gain du canal 1 vers la droite ou la gauche pour augmenter ou diminuer le gain, respectivement. Si ce réglage n’est pas suffisant pour éliminer le peaking out (gain trop élevé ; Figure 3A,C) ou permettre aux détails du signal d’être clairement visualisés (gain trop faible), inverser la plage du canal 1 et les commutateurs multiplicateurs pour ajuster davantage le gain.
      REMARQUE : L’utilisation de marqueurs d’événement pour enregistrer le moment où le gain matériel a été ajusté est recommandée pour faciliter l’interprétation des données de forme d’onde.
    4. Pour régler le décalage, basculez le commutateur de décalage du canal 1 sur le boîtier de commande sur neg, puis tournez le cadran de décalage du canal 1 jusqu’à ce que les pics des signaux pré et post se produisent dans la même direction sur l’écran de l’ordinateur. Si le cadran de décalage est tourné trop loin, le post-signal se retournera à nouveau.
  6. Si le moustique ne sonde pas dans les 10 minutes (ou à un autre point de temps défini), éteignez l’ampli de tête. Si le moustique est à mi-chemin de la sonde au moment de la marque, laissez-le terminer le sondage avant d’éteindre l’ampli de tête. Demandez à l’hôte de retirer soigneusement sa main, puis retirez le moustique avec le bout d’insecte attaché. Replacez le moustique dans la boîte de rangement.
  7. Arrêtez/fermez l’enregistrement à l’aide du logiciel de gestion du matériel. Procédez à l’EPG sur le moustique suivant (étape 4.2).
    REMARQUE : N’oubliez pas de changer le nom du fichier après chaque moustique.
  8. Éteignez l’ampli principal et la source d’alimentation à la fin de la session et fermez le logiciel.
  9. Passez en revue la déclaration de débriefing du participant ou un document similaire avec le bénévole, tel que spécifié dans le CEE approuvé.
  10. Éliminez les moustiques conformément aux exigences du protocole. Retirez la pellicule plastique du bloc de mousse et jetez-la de manière appropriée.
  11. Une fois la collecte de données terminée, examinez et mesurez les formes d’onde et analysez les données comme décrit précédemment 24,25,26,27,29,30. Reportez-vous aux ressources en ligne 30 pour obtenir des tutoriels étape par étape sur l’utilisation du logiciel de révision de forme d’onde, la création de figures représentant les formes d’onde, la mesure des formes d’onde, l’exportation des données pour l’analyse, la réalisation de l’analyse statistique et une explication détaillée des variables de réponse de forme d’onde courantes.

figure-protocol-3Figure 3 : Exemples d’enregistrements sous-optimaux dus à une sortie de crête, à des changements de gain du boîtier de commande, à des changements de tension peu clairs dus à un câblage inférieur, au repliement du redresseur et au bruit. Les formes d’onde des moustiques Culex tarsalis se nourrissant jusqu’à la plénitude sur les mains humaines, déformées par (A) le pic (flèche horizontale bleue) et les changements de gain ultérieurs du boîtier de commande de 100x à 80x à 40x à 60x à 40x à 20x (flèches verticales oranges), (B) des changements de tension peu clairs et (C) le repli du redresseur dans le signal post- (noir) par rapport au signal pré- (rouge) (voir forme d’onde J, gros plan montré dans le panneau C'), bruit de ligne (onde sinusoïdale de 11 Hz visible dans le signal de pré-rectification (rouge) uniquement, gros plan montré dans le panneau C'), pic sortant (flèche horizontale bleue), et un changement de gain de boîtier de commande de 500x à 200x (flèche verticale orange). Les noms des formes d’onde sont affichés en haut de chaque panneau. Les flèches violettes dans le coin inférieur droit du panneau C indiquent quand l’ampli principal a été éteint une fois la sonde terminée et fournissent un autre exemple de repliage du redresseur. Des lignes horizontales rouges associées au signal de pré-rectification dans le panneau C indiquent quand les marqueurs d’événement ont été utilisés pour enregistrer des notes horodatées. Les niveaux Ri, les signaux appliqués, les échelles de temps et les gains logiciels sont les suivants : (A) 10,7 Ω, 150 mV CC, 13,2 s/div, 8x ; (B) 107 Ω, 150 mV CC, 4,4 s/div, 128x ; et (C) 107 Ω, 150 mV CA, 7,4 s/div, 2x ; (C') 0,2 s/div, 8x. Abréviations : AC = courant alternatif, DC = courant continu, Ri = résistance d’entrée, mV = millivolts, Ω = ohms, s/div = secondes par division. Cette figure a été préparée à partir des données de Cooper et al.27. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les enregistrements EPG AC-DC du sang des moustiques Cx. tarsalis se nourrissant sur des mains humaines (Figure 4) ont généré des formes d'onde interprétables adaptées à l'analyse et à la publication27. Les formes d’onde interprétables contenaient des motifs répétitifs distincts et distincts qui pouvaient être classés en familles de formes d’onde (Tableau 1 et Figure 4), types et sous-types lorsque la compression (définie dans le Tableau 2) et le gain logiciel étaient ajustés dans le logiciel d’examen des formes d’onde27,31. Toutes les familles de formes d’onde (J, K, L, M, N) et les types (L1, L2, M1, M2) précédemment décrits dans Ae. aegypti se nourrissant sur des mains humaines26 ont été identifiés dans les formes d’onde générées par Cx. tarsalis se nourrissant sur des mains humaines, vérifiant ainsi la validité des méthodes décrites ici. De plus, trois nouveaux types de formes d’onde (M3, N1, N2) et de nombreux sous-types de L1, L2, M1 et M2 ont été identifiés 27. De plus, la chute de tension à la ligne de base lorsque les pièces buccales sont retirées de l’hôte a été nommée famille de formes d’onde W27.

La variation systématique des réglages de l’instrument (type de courant et niveaux de Ri) tout en suivant les procédures décrites ici a permis de déterminer les réglages optimaux pour l’enregistrement de Cx. tarsalis se nourrissant de la main humaine, les origines électriques de chaque forme d’onde, la durée moyenne en secondes des sondes complètes et incomplètes par moustique, et la comparaison statistique de la durée de la forme d’onde en secondes par insecte (WDI), le nombre d’événements de forme d’onde par insecte (NWEI) et la durée de la forme d’onde en secondes par événement par insecte (WDEI) dans les paramètres27. Les moustiques ont également été interrompus lors de différentes formes d’onde et disséqués pour déterminer quelle forme d’onde était corrélée à l’ingestion de sang27. Une étude similaire a été réalisée pour Ae. aegypti à l’aide d’une méthodologie comparable 26.

En raison de la nature sensible et complexe de l'EPG, tous les enregistrements n'étaient pas aussi vierges que ceux montrés dans Figure 4. Crête (Figure 3A,C), changements de gain matériel (Figure 3A,C), tâches de câblage inférieures (Figure 3B), repliement du redresseur dans la forme d'onde J (Figure 3C,C'), et bruit électrique (Figure 3C,C') déformait et masquait parfois les formes d’onde, les rendant impropres à une utilisation dans des figures de qualité de publication et rendant difficile la notation et l’analyse. Ainsi, un effort frontal est recommandé pour perfectionner les compétences de câblage, optimiser les paramètres de gain et de tension, ajuster le décalage et contrôler le bruit électrique. Il est intéressant de noter que le repliement du redresseur n'a été observé que dans la famille de formes d'onde J pour Cx. tarsalis (Figure 3C,C') et ne s'est pas reproduit une fois le décalage initialement ajusté, même lorsque d'autres espèces de moustiques (Ae. aegypti et Culex quinquefasciatus) ont été utilisées (données non présentées). De plus, le dépannage a révélé que le bruit électrique incontrôlé affiché dans Figure 3 (panneaux C et C') résultait d'une cage de Faraday défectueuse. Les enregistrements réalisés dans la cage de Faraday défectueuse étaient toujours utilisables, mais les problèmes de bruit ont été résolus lors de la construction d’une cage de Faraday améliorée (Figure 1B).

Même lorsque toutes les précautions et optimisations frontales ont été prises, de légères variations dans la qualité de la fixation de l’électrode au moustique et d’autres facteurs inconnus qui déformaient le signal et modifiaient périodiquement le rapport signal/bruit rendaient nécessaire d’ajuster le gain matériel en cours d’enregistrement pour s’assurer que le signal était dans la plage visible et que la résolution des pics dans chaque forme d’onde était suffisante pour l’identification et la caractérisation de la forme d’onde. Malheureusement, l’ajustement du gain matériel en cours d’enregistrement peut entraîner des décalages de tension brusques (Figure 3A, C), rendant les formes d’onde impropres à la publication mais toujours utilisables (en tout ou en partie) pour la mesure et l’analyse.

figure-results-1Figure 4 : Formes d’onde représentatives d’une sonde Culex tarsalis sur une main humaine enregistrées avec un Ri de 107 Ω en utilisant un signal appliqué de 250 mV AC. Les noms des formes d’onde au niveau de la famille (NP, J, K, L, M, W) sont affichés en haut de chaque panneau. Les panneaux inférieurs affichent les agrandissements de certaines régions du panneau A. Les panneaux insérés montrent des agrandissements des régions indiquées. Les échelles de temps et les gains logiciels sont les suivants : (A) 7,0 s/div,16x ; (B) 1,0 s/div, 64x ; (B') 0,2 s/div, 64x ; (C) 1,0 s/div, 64x ; (C') 0,2 s/div, 32x ; (D) 1,0 s/div, 64x ; (D') 0,2 s/div, 64x. Abréviations : AC = courant alternatif, Ri = résistance d’entrée, mV = millivolts, Ω = ohms, s/div = secondes par division. Cette figure a été préparée à partir des données de Cooper et al.27. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lors de l’utilisation de l’EPG AC-DC, il est essentiel d’avoir une compréhension de base du fonctionnement matériel et logiciel30 et de suivre attentivement les protocoles décrits dans le présent document pour éviter d’endommager l’équipement. Plus particulièrement, évitez de toucher l’ampli de tête lorsqu’il est allumé, à moins qu’il ne soit mis à la terre sur la cage de Faraday. Il est recommandé d’enregistrer le plus loin possible dans la cage de Faraday30. Les portes de la cage n’ont pas nécessairement besoin d’être fermées pour obtenir des formes d’onde interprétables, sauf si elles enregistrent dans un environnement où le bruit électrique ambiant est excessif. Rien de motorisé ne peut se trouver dans la cage de Faraday. Il est important de noter que la cage de Faraday elle-même doit être mise à la terre électriquement uniquement par l’ampli de tête pour qu’elle fonctionne correctement. Ceci est accompli en connectant l’ampli de tête à un support de laboratoire en métal avec la peinture poncée d’un pied du support pour permettre un chemin conducteur pour que l’électricité capturée par la cage de Faraday s’écoule vers le support de laboratoire, dans le boîtier métallique de l’ampli de tête, le long du cordon jusqu’au boîtier de commande, par l’alimentation électrique dans une prise murale correctement mise à la terre, et dans la terre par le soldu bâtiment 30. Un multimètre peut être utilisé pour vérifier la qualité de la connexion entre les composants à l’intérieur de la cage en mesurant la résistivité (qui est l’inverse de la conductivité) entre différents points. Une radio AM sans fil peut également être placée à l’intérieur de la cage de Faraday pour vérifier que le son est considérablement réduit (ou idéalement éliminé) lorsque les portes sont fermées, confirmant ainsi que la cage de Faraday capte correctement les signaux électriques aéroportés (E. Backus per. Comm.).

Une préparation correcte et normalisée de la colle à l’argent et la fixation des électrodes d’enregistrement aux insectes sont essentielles pour obtenir des enregistrements utilisables. La cuticule de l’insecte est un isolant et agit comme un condensateur si la colle d’argent ne pénètre pas adéquatement dans les pores de la cuticule pour créer une voie permettant à l’électricité de voyager de l’intérieur de l’insecte vers le fil d’or à la surface du pronotum30. Préparez la colle à argent en même temps avant chaque séance d’EPG, travaillez avec de la colle à argent fraîche du tube et remplacez-la fréquemment par de la colle à argent vigoureusement vortexée pendant la procédure de câblage. Assurez-vous que la boucle dorée est positionnée contre le thorax de sorte que toute la boucle soit en contact avec la cuticule et non inclinée d’un côté ou séparée par une épaisse couche de colle argentée et des écailles pour aider à former une connexion électrique solide et empêcher le moustique de se détacher et de s’échapper du fil.

Les protocoles décrits ici doivent être optimisés lorsque l’on travaille avec différentes espèces de moustiques. Les paramètres EPG optimaux (niveau Ri, tension, type de courant et gain matériel) pour l’enregistrement sur un arthropode donné doivent être déterminés expérimentalement12,30. Cependant, une fois le décalage ajusté, il n’aura pas besoin d’être réajusté lorsque vous travaillez avec des moustiques similaires. Des réglages optimaux ont été déterminés pour l’EPG AC-DC avec Ae. aegypti26 et Cx. tarsalis27. Les bibliothèques de formes d’onde (définies dans le tableau 2) pour d’autres espèces faciliteront l’adoption de l’EPG pour les moustiques. Il est également nécessaire d’optimiser l’anesthésie du moustique d’intérêt, car le comportement d’alimentation sanguine peut être affecté différemment en fonction de l’espèce de moustique et du choix de l’anesthésie. Par exemple, Cx. tarsalis nécessite une période de récupération de 4 h après 15 min d’anesthésie avec du CO2, tandis que pour Ae. aegypti, une période de récupération de 15 min est suffisante après une période d’anesthésie de 15 min avec de la glace. Les Culex tarsalis, cependant, sont difficiles à éliminer avec une exposition au froid, de sorte que le CO2 est principalement utilisé malgré la longue période de récupération.

Bien que le moniteur EPG AC-DC soit simple à utiliser après avoir examiné les ressources en ligne30,31 ou suivi d’une formation avec un utilisateur expérimenté, un certain dépannage est nécessaire. Initialement, les enregistrements EPG de l'auteur des sondes de moustiques présentaient une onde de signe inattendue de 11 Hz dans le pré-signal qui n'avait pas été observée ou signalée par Wayadande et ses collègues26. Des consultations avec E. Backus ont révélé que la cage de Faraday était probablement le problème en raison de l’interférence des boucles de terre. Une nouvelle cage de Faraday construite à partir d'un écran en cuivre hautement conducteur relié à un cadre en aluminium boulonné à une grande plaque de sol en aluminium soutenue par des pieds en caoutchouc pour l'isoler de la table ci-dessous (Figure 1B), a résolu le signal de bruit de 11 Hz (Figure 3C,C'). De plus, parfois, lorsque l’alimentation EPG était allumée pour la première fois, les signaux de pré et post-rectification apparaissaient sous la forme de lignes épaisses et floues au lieu de lignes droites, lisses et minces. Ce problème était généralement résolu en éteignant l’instrument et en vérifiant toutes les connexions du cordon. En cas d’échec, débrancher l’instrument pendant 1 à 3 minutes aidait généralement. Très rarement, les pré et post-signaux deviennent épais et flous pendant le fonctionnement, ce qui a été résolu en éteignant l’instrument et en le branchant sur une autre prise ou en utilisant un régulateur de tension et un conditionneur de puissance pour brancher l’EPG avant de le connecter au mur. Idéalement, une ligne dédiée pour le moniteur EPG permettrait d’éliminer le bruit de ligne provenant des réfrigérateurs et autres équipements branchés sur le même circuit électrique que l’EPG30.

Actuellement, il y a deux limites principales à l’utilisation de l’EPG pour étudier les moustiques. Tout d’abord, peu d’études de corrélation ont été réalisées pour vérifier quels comportements de sondage correspondent aux formes d’onde. Bien qu’il existe de fortes hypothèses sur ce qui se passe au cours de chaque famille de formes d’onde (tableau 1) et de certains types de formes d’onde (M1 et M2), peu de ces hypothèses ont été confirmées expérimentalement, sauf que l’ingestion de sang est corrélée à la famille de formes d’onde M26,27. Plus important encore, les formes d’onde correspondant aux événements de salivation doivent être identifiées, car de nombreux agents pathogènes sont transmis dans la salive. La corrélation des formes d’onde EPG avec les activités biologiques chez les moustiques sera nécessaire pour interpréter de manière significative les différences significatives dans la durée et le nombre de formes d’onde entre les groupes de traitement. Deuxièmement, les taux de sonde et d’ingestion pendant l’EPG peuvent être beaucoup plus faibles que prévu27. Attacher individuellement les moustiques à des fils courts et les placer directement sur l’hôte pourrait empêcher les comportements de recherche d’hôte et d’alimentation sociale à longue distance, qui peuvent affecter les comportements de sondage et d’ingestion. Les insectes correctement câblés peuvent marcher et voler normalement. Pourtant, les moustiques tirent souvent contre les fils et s’emmêlent parfois ou se tiennent à des angles anormaux, ce qui indique que le fait d’être câblé affecte leur comportement dans une certaine mesure. Les auteurs ont testé de nombreuses stratégies pour améliorer les taux de sondage pendant l’EPG, et le jeûne des moustiques pendant la nuit, en utilisant des individus plus âgés, en les exposant à l’haleine humaine immédiatement avant de les placer sur la main et en appliquant de la salive humaine sur la main étaient les plus efficaces, ainsi que l’utilisation d’hôtes qui ajustaient constamment à petite échelle la position de leur main pour s’assurer que le moustique était dans la position idéale pour sonder27.

Malgré ces limitations, l’EPG AC-DC présente de nombreux avantages par rapport aux autres approches pour étudier les comportements de sondage et d’ingestion. Des systèmes tels que le BiteOScope11, le flyPAD15 et la plate-forme automatisée de biomatériaux14 qui ont été conçus pour quantifier les comportements de sonde et d’ingestion et les sécrétions salivaires pendant l’alimentation sanguine utilisent des substrats artificiels transparents et des régimes liquides qui n’ont pas de systèmes tissulaires hôtes normaux et de signaux de l’hôte. Bien que ces plates-formes synthétiques soient utiles à de nombreuses fins expérimentales, un avantage évident de l’EPG AC-DC est la capacité d’étudier les comportements de ces arthropodes et les variables d’intérêt au sein des systèmes hôtes naturels. De plus, l’adaptabilité définie par l’utilisateur du système EPG AC-DC offre un avantage supplémentaire par rapport aux autres instruments EPG22,33 et aux dispositifs de surveillance électronique de type EPG16,21, qui n’ont pas de niveaux Ri réglables, de types de courant et de niveaux de tension nécessaires pour obtenir des formes d’onde avec le maximum d’informations et minimiser les effets indésirables sur un large éventail d’hôtes et d’arthropodes22, 23. Épisode 23 Les techniques d’électromyographie (EMG) sont également utilisées pour étudier l’alimentation sanguine. Cependant, le circuit électrique n’inclut généralement que l’arthropode et seuls les potentiels musculaires les plus proches de l’électrode d’enregistrement sont enregistrés, de sorte que les formes d’onde ne fournissent pas d’informations sur les activités détaillées se produisant à l’interface hôte-insecte comme les ruptures cellulaires, les emplacements et les activités du stylet, et les potentiels de diffusion à travers les pièces buccales28,34. Les techniques de microscopie intravitale peuvent être utilisées pour visualiser directement les mouvements et les activités des pièces buccales dans les tissus de l’hôte vivant, mais ces techniques impliquent des procédures invasives sur des modèles d’animaux vivants9. Seul le moniteur EPG AC-DC peut fournir des informations très détaillées en temps réel sur les comportements de sondage, d’ingestion et de salivation qui se produisent dans les tissus vivants opaques de l’hôte sans avoir besoin de procédures invasives et est adaptable pour une utilisation dans une grande variété d’arthropodes10,12.

Il s’agit de la première procédure détaillée étape par étape pour câbler les moustiques, construire un aspirateur d’insectes et effectuer l’EPG sur des hôtes humains. Ces protocoles devraient faciliter l’adoption de l’EPG AC-DC sur les moustiques se nourrissant d’hôtes humains. Des exemples d’efforts de recherche futurs utilisant l’EPG AC-DC pourraient inclure des études sur les mécanismes fondamentaux de l’alimentation sanguine et des lésions tissulaires de l’hôte10, y compris l’identification de séquences stéréotypées de comportements de sondage précédant l’ingestion de sang, l’étude du flux sanguin à travers les pièces buccales et la comparaison de la plasticité alimentaire au sein et entre les espèces d’arthropodes/stadesde développement 26. L’EPG peut également être utilisée pour quantifier les effets des insecticides, des antidigents et des répulsifs12. Les procédures présentées ici pour l’utilisation de l’EPG AC-DC pour étudier les moustiques sur les mains humaines accéléreront ces études et permettront de nouvelles perspectives sur la biologie des mangeurs de sang des moustiques.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer. La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication est uniquement dans le but de fournir des informations spécifiques et n’implique pas une recommandation ou une approbation par le ministère américain de l’Agriculture. Les conclusions de ce rapport sont celles des auteurs et ne représentent pas nécessairement les points de vue de l’USDA.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous sommes reconnaissants au professeur Astri Wayadande de l’Université d’État de l’Oklahoma d’avoir été le pionnier de la procédure de câblage pour les moustiques, ainsi qu’au Dr Elaine Backus de l’USDA-ARS à Parlier, en Californie, et à M. Andrew Dowell d’EPG Technologies Inc. à Gainesville, en Floride, pour leur aide au dépannage de l’équipement EPG. Nous remercions également le Dr Dustin Swanson et M. William Yarnell de l’USDA-ARS Insectary à Manhattan, KS, pour avoir fourni des moustiques, et Mlle Miriam Ruhinda de l’Université d’État du Kansas à Manhattan, KS pour son aide dans le tournage des vidéos procédurales. Ce travail a été rendu possible grâce à l’accès à l’Integrated Molecular Entomology Core (IEMC) de l’Université d’État du Kansas. Cette recherche a été financée par l’USDA Research, Education, and Economics Workforce Development Agreement (#58-3022-0-002) et le Hatch Multistate Project (NE1943). Ce manuscrit est la contribution n° 24-194-J de la Kansas Agricultural Experiment Station, Kansas State University, Manhattan, KS, États-Unis.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Instrumentation
Électropénétrographe 4 canaux AC-DCEPG Technologies, Inc.Pour EPG, comprend l’alimentation, le boîtier de commande, le boîtier d’interface de commutation, quatre amplificateurs d’étage principal, quatre sondes de tension de substrat et les cordons associés
Coussins d’airAmazon.compour que l’hôte humain puisse reposer sa main/son bras pendant l’EPG
DI-710 Matériel d’acquisition de données (carte AD)DATAQ Instruments Inc.pour numériser les signaux EPG analogiques afin qu’ils puissent être visualisés sur un ordinateur
Lampe loupe LED à intensité variable, grande loupe mains libres 5X avec lumière et support pour la lecture Loisirs Artisanat Atelier de coutureAmazon.compour l’observation comportementale pendant EPG ; utiliser uniquement débranché pendant EPG ou du bruit peut résulter
Microscope numérique Dino-Lite Edge (grossissement 250x)Dino-LiteAF4915ZTpour l’observation comportementale pendant l’EPG
Dino-Lite Flex-arm Desktop StandDino-LiteMS22Bpour tenir et manipuler la caméra
Eisco Steel Rekh Base Stand and RodFisher ScientificS41740pour tenir l’amplificateur de l’étage supérieur et mettre à la terre la cage de Faraday (doit être en métal)
Atelier en ligne EPGUF IFAS Extensionhttps://ifas-crec-entomology.catalog.instructure.com/courses/epg-workshop-2022AKA, « ressources en ligne » pour l’apprentissage de l’EPG (mise en place d’instruments, collecte et analyse de données, construction de Faraday, préparation de colle d’argent, construction de talons d’insectes, etc.)
Furman P-1800 AR Régulateur de puissance/Conditionneur de puissanceAmazon.compour réduire le bruit
de ligne Enveloppe d’amortissement à petites bullesAmazon.compour une utilisation comme barrière entre l’hôte et la cage de Faraday
Troemner Talboys Labjaws Regular Clamp HolderFisher Scientific02-217-121pour maintenir l’amplificateur de tête et mettre à la terre la cage de Faraday (doit être en métal et non recouverte de plastique)
Ordinateur WindowsBest Buypour l’EPG et l’analyse statistique
Software
Backus 2.0 Data Analysis SAS program  ;UF IFAS Extensionhttps://crec.ifas.ufl.edu/extension/epg/data-analysis/pour l’analyse statistique des données de forme d’onde
Ebert 1.0 File Manipulator and Error Checker Programmes SASIFAS Extensionhttps://crec.ifas.ufl.edu/extension/epg/data-analysis/pour la préparation de fichiers pour l’analyse statistique des données de forme d’onde
SAS version 9.4SAS Institute Inc.pour l’analyse statistique des données de forme d’onde
WinDaq Lite  ;DATAQ Instruments Inc.pour l’enregistrement et la révision des données EPG.  ; Comprend le logiciel WinDaq Hardware Manager (AKA, « logiciel de gestion matérielle ») et le logiciel WinDaq Waveform Browser (AKA, « logiciel de révision de forme d’onde »). Pour une utilisation sur les ordinateurs Windows uniquement.  ;
Cage de Faraday
Screen frameHome DepotMSCF5167pour les parois de la cage de Faraday Tôle d’aluminium
, 0,125 (1/8) d’épaisseur 3003-H14Metals DepotS318pour la base de la cage de Faraday
Bretelles d’angle, 1"  ;Home Depot339547pour les parois de la cage de Faraday
Vis à métaux Phillips à tête plate, #6-32 x 1Depot459999pour la construction de la cage de Faraday
Rondelles plates, #6 ;Home Depot638977pour la construction de la cage de Faraday
multimètre numérique Fluke 15B+, pour applications électriques, mesure les mesures de tension et de courant AC/DC jusqu’à 1000 V et 10 A, ainsi que les capacités de résistance, de continuité, de diode et de capacitéAmazon.compour tester la cage de
FaradayRadio portable AM FM, radio à transistors Goodes avec haut-parleur, prise casque, radio à piles 2AA pour une réception longue portée, radio de poche pour l’intérieur, l’extérieur etles Amazon.compour tester la cage de Faraday
Écran en cuivre pur, maille 16 x 16 avec un diamètre de fil de 0,11, écran Metropour les parois de la cage de Faraday
Vis à métaux combinées à tête ronde, #6-32 x 3/4Home Depot528466pour la construction de la cage de Faraday
Papier de verre, 1/2 » par 1 », 150 GrainHome Depot19036-20-CCpour enlever la peinture du bas du support de laboratoire Coins du cadre de l’écran
, 5/16"  ;Home DepotWCORN516pour les parois de la cage de Faraday
Screen spline, 0,14"  ;Home Depot3034719pour les parois de la cage de Faraday
Insect Stubs
Brass Escutcheon PinsHome Depot801294pour la construction de stubs d’insectes  ;   ;
Fil de cuivre, 20 AWGAmazon.compour la construction de talons d’insectes  ;   ;
Grippe hydrosoluble Harris  ;Home Depot355398pour aider à souder le fil de l’embout d’insecte et former une connexion solide
Pince à bec effiléHome Depotpour plier le fil lors de la construction d’embouts
d’insectes Pro’s Kit 900-015 Helping Hands Aide au soudage Amazon.compour tenir les broches de l’écusson pendant le soudage
Soudure (avec noyau en colophane)Home Depot296497pour la construction de souches d’insectes  ;   ;
Outil de dénudageHome Depotpour dénuder et couper le fil de cuivre lors de la construction de souches d’insectes
YIHUA 928D-III, 110W haute puissance, entièrement numérique Fer à souderAmazon.compour la construction de souches d’insectes ; livré avec un support, une éponge et de la laine d’acier pour le nettoyage
Insect Aspirator
Accuris ASPIRE Laboratory AspiratorInstruments AccurisV0020pour l’application d’une aspiration sur l’aspirateur d’insectes ; comprend le contrôleur de vide portable, l’adaptateur en acier inoxydable à pointe fine (40 mm) et l’adaptateur de pointe de pipette
Pipettes Pasteur Chemglass Life Sciences, 5 3/4" de longFisher Scientific NC0230004pour une utilisation comme aspirateur d’insectes lors du câblage des
moustiquesRuban électrique commercial en vinyle coloréHome Depotpour fixer la pipette Pasteur modifiée à la conduite de vide
Tissu utilitaire de moustiquaire, 10 x 10 cm carrésJoann Fabrics16651622pour empêcher les moustiques d’être aspirés dans la pompe à vide
Saint Gobain Performance Plastics Tube Tygon 1/4 x 7/16Fisher Scientific50-206-8914pour une commutation rapide et facile entre différentes pipettes Pasteur modifiées
Thermo Scientific Nalgene HDPE Quick Disconnects (3/8 à 7/16 po. D.I.)Fisher Scientific15-315Bpour une commutation rapide et facile entre différentes pipettes Pasteur modifiées
Silver Glue  ;
Elmer’s Glue-All Colle blanche polyvalenteAmazon.compour la préparation de la colle à l’argent
Silver Flake pur à 99,9 %, 4-8   ; 4-8   ; mThermoFisher786.09pour la préparation de la colle à l’argent
Silver Flake pur à 99,95 %, 8-10 & micro ; mInframat Advanced Materials47MR-12Fpour la préparation de la colle à l’argent
Insect Anesthesia
CO2 bubbler kit, 1000 mL, #9 RubberStopper FlyStuff59-181pour prévenir la dessiccation des insectes lors de l’utilisation du
flypad Flypad  ; cadre, taille standardFlyStuff59-118pour empêcher les moustiques de tomber du tapis anti-mouches
Flystation BrushFlyStuff59-205pour réduire l’électricité statique lors du travail sur un coussin anti-mouches
Flystuff  ; Coussin anti-mouches  ; taille standardFlyStuff59-114AKA « tampon d’anesthésie » pour anesthésier les moustiques
Entonnoir (4 pouces de diamètre)Amazon.compour gazer des tasses de moustiques avant de les transférer sur le coussin anti-mouches
Verre plexi ou un couvercle plat en plastique (coupé à la bonne taille)Home DepotMC-27pour couvrir le coussin anti-mouches si les moustiques commencent à se réveiller
Colliers de serrage de tuyau en plastique à position unique et ouverts (variété 1/8 » à 1/2 »)Amazon.compour dévier le gaz entre le coussin de vol et l’entonnoir
Régulateur de CO2 à un étageFlyStuff59-142pour réguler le débit de gaz du réservoir de CO2
T” Raccord pour tube 1/8 po IDFlyStuff59-123pour connecter à la fois le coussin de protection et l’entonnoir au réservoir de CO2
Tubing, transparent.FlyStuff59-124Cpour connecter l’entonnoir et le coussin anti-mouches au régulateur du réservoir 2
Insect Wiring
Black, (65Lb, 176 g/m2) 8,5 » x 11"Michael’s Stores Inc.327826pour rendre le fil d’or plus facile à visualiser
Papier de construction noir carré 3,5 « x 4,0 » Agrafes956221pour rendre le fil d’or plus facile à visualiser
Boules de cotonAmazon.compour les moustiques à jeun
Bloc de mousse d’artisanat #12 (3,1 cm x 17,2 cm x 30,2 cm)Joann Tissu et artisanat Store1941079pour tenir les moustiques filaires
Ruban Deflecto Distributeur,Amazon.compour ranger le fil d’or
Pince d’entomologie poids plumeFisher ScientificS72110pour la manipulation des insectes
Pince fine (FST de Dumont : #5 91150-20, Inox-Electronic)Outils de sciences fines91150-20pour faire une boucle dorée lors du câblage des moustiques
Pinceau à pointe fineAmazon.compour manipuler les moustiques pendant le câblage et l’EPG ; doit avoir un manche en plastique ou en bois s’il est utilisé pour EPG
Pipettes de transfert standard à pointe fine, étroites, 5,8 mLThomas Scientific7761D21pour la préparation de la colle à l’argent Fil
d’or, pur à 99,99 %, 0,025 mm d’épaisseurGoodfellowAU005121pour le câblage des moustiques
Broches Minutien, pointe 0,2 mm, 1 cmScientificNC9681411pour appliquer de la colle sur les moustiques
Gobelets en papier  ;en papier rigidepour les moustiques à jeun  ;   ;   ;
Étau à goupilleFisher Scientific50-996-811pour maintenir la goupille minutien pendant le câblage des insectes
Boîte de rangement en plastique avec couvercle (7 pouces x 9 pouces x 14 pouces)Amazon.compour le transport des moustiques grillagés
Verre plexi ou couvercle plat en plastique (coupé à la bonne taille)Home DepotMC-27pour couvrir le coussin anti-mouches si les moustiques commencent à se réveiller
Pince à fermeture automatiqueFisher Scientific08-906pour tenir et manipuler le fil d’or
Compressed Gas
CO2 Réservoir gasMatheson Gaspour anesthésier les moustiques avec un coussin anti-mouches
Common Lab Items
Sacs d’autoclave jetables pour risques biologiques, 8 1/2 » x 11Fisher Scientific03-410-591pour l’élimination des moustiques nourris au sang
Bec Bunsen ou torche au propaneAmazon.compour la modification des pipettes Pasteur
Ruban de laboratoire coloréDaigger FournituresEF9763Rpour l’étiquetage, la préparation de la colle argentique et les pinces de masquage
Pointes de pipette jetables, 1000 & micro ; LFisher Scientific  ;pour l’aliquotage de l’eau lors de la fabrication de la colle d’argent Microscope
dissectionLeica Microsystemspour le câblage des moustiques
Sonde de dissectionFisher ScientificNC9109673pour l’agitation et l’application de colle d’argent
Fiole Erlenmeyer, 1000 mLFisher Scientific  ;pour prévenir la dessiccation des insectes lors de l’utilisation du tapis anti-mouches
Éthanol, 70 %  ;Fisher Scientific04-355-122pour la récupération des moustiques échappés Boîtes
Pétri en verreFisher Scientific08-747Bpour l’anesthésie des moustiques avec de la glace
GantsFisher Scientificpour la protection individuelle
Kimwipes Essuie-glaces de la marque KimTech Science  ;Fisher Scientific06-666pour écraser les moustiques Blouses
de laboratoireFisher Scientificpour la protection personnelle
Flacons pulvérisateurs LiBa, flacons pulvérisateurs vides rechargeables (sans danger pour l’alcool à frictionAmazon.compour récupérer les moustiques échappés Barre d’agitation
magnétique, 2 cm de longFisher Scientific  ;pour mélanger la colle argentée
Pipette mécanique monocanal, 1000 & micro ; LFisher Scientific  ;13-690-032pour l’aliquotage de l’eau lors de la fabrication de colle à argent
Tubes de microcentrifugation, 1,5 mLFisher Scientific  ;780420pour le stockage de la colle argentée
Parafilm M  ;Fisher Scientific50-998-944pour sceller les tubes de colle à l’argent
Pellicule plastiqueAmazon.compour recouvrir le bloc de mousse
Bécher en Pyrex 20 mLFisher Scientific  ;07-250-051pour mélanger la colle d’argent
Semi-Micro BalanceFisher Scientific  ;10-919-370pour peser la colle et les flocons d’argent
Stylo Sharpie, pointe fineAmazon.compour l’étiquetage
Lame de rasoir à un seul tranchantMicroscopie électronique Sciences71980pour le nettoyage des souches d’insectes
Pipettes de transfert jetables standardFisher Scientific  ;133-711-7mLpour transférer la colle d’argent dans un tube de stockage  ;
Plaque à mélangerFisher Scientific  ;pour mélanger de la colle argentée
Minuterie/chronomètreFisher Scientificpour chronométrer la durée d’exposition de l’hôte à chaque insecte
Eau ultrapure (18 M&Omega ;)Fisher Scientific  ;pour la préparation de la colle à l’argent
Ciseaux utilitairesFisher Scientific08-945pour couper le fil d’or
Mélangeur vortexFisher Scientific  ;pour mélanger de la colle argentée
< strong>Study Organisms
Culex tarsalis moustiquesUSDA ARS Center for Grain and Animal Health Research à Manhattan KSpour utilisation comme sujets d’étude
Set UF "Home Le d’urgence de 36 "x 12 '" transparent Fisher Tube "de de

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Becker, N., et al. Medical importance of mosquitoes in Mosquitoes and their control. , 2nd ed, Springer. Los Angeles, CA. 25-42 (2010).
  2. World Health Organization. Vector-borne diseases. , (2024).
  3. Woodstream Corporation, Inc. The economic cost of mosquito-borne diseases. AMosquito Magnet. , (2022).
  4. Bartlow, A. W., et al. Forecasting zoonotic infectious disease response to climate change: Mosquito vectors and a changing environment. Vet Sci. 6 (2), 40(2019).
  5. Naslund, J., et al. Emerging mosquito-borne viruses linked to Aedes aegypti and Aedes albopictus: Global status and preventive strategies. Vector Borne Zoonotic Dis. 21 (10), 731-746 (2021).
  6. Shaw, W. R., Catteruccia, F. Vector biology meets disease control: Using basic research to fight vector-borne diseases. Nat Microbiol. 4 (1), 20-34 (2019).
  7. Wilson, A. L., et al. The importance of vector control for the control and elimination of vector-borne diseases. PLoS Negl Trop Dis. 14 (1), e0007831(2020).
  8. Dusfour, I., et al. Management of insecticide resistance in the major Aedes vectors of arboviruses: Advances and challenges. PLoS Negl Trop Dis. 13 (10), e0007615(2019).
  9. Choumet, V., et al. Visualizing non infectious and infectious Anopheles gambiae blood feedings in naïve and saliva-immunized mice. PLoS ONE. 7 (12), e50464(2012).
  10. Backus, E. A., Cervantes, F. A., Guedes, R. N. C., Li, A. Y., Wayadande, A. C. AC-DC electropenetrography for in-depth studies of feeding and oviposition behaviors. Ann Entomol Soc Am. 112 (3), 236-248 (2019).
  11. Hol, F. J., Lambrechts, L., Prakash, M. BiteOscope, an open platform to study mosquito biting behavior. Elife. 9, e56829(2020).
  12. Backus, E. A., Guedes, R. N., Reif, K. E. AC-DC electropenetrography: Fundamentals, controversies, and perspectives for arthropod pest management. Pest Manag Sci. 77 (3), 1132-1149 (2021).
  13. Gordon, R. M., Lumsden, W. H. R. A study of the behavior of the mouthparts of mosquitoes when taking up blood from living tissue; together with some observations on the ingestion of microfilariae. Ann Trop Med Parasitol. 33, 259-278 (1939).
  14. Janson, K. D., et al. Development of an automated biomaterial platform to study mosquito feeding behavior. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1103748(2023).
  15. Henriques-Santos, B. M., Xiong, C., Pietrantonio, P. V. Automated analysis of feeding behaviors of females of the mosquito Aedes aegypti using a modified flyPAD system. Sci Rep. 13, 20188(2023).
  16. Kashin, P., Wakeley, H. G. An insect 'Bitometer. Nature. 208 (5009), 462-464 (1965).
  17. Kashin, P. Electronic recording of the mosquito bite. J Insect Physiol. 12, 281-286 (1966).
  18. Kashin, P. Development of an orally effective insect repellent. IIT Research Institute. , (1967).
  19. Kashin, P., Arneson, B. E. An automated repellency assay system. II. a new electronic "Bitometer-timer.". J Econ Entomol. 62 (1), 200-205 (1969).
  20. Shieh, J. -N. Salivation and engorgement parameters of sucking insect vectors: Implications in pathogen transmission. , Oregon State University. (1994).
  21. Kimsey, R. B. Measuring and recording arthropod blood feeding. History, Development, and Applications of AC Electronic Insect Feeding Monitors. , Entomological Society of America. 122-128 (1994).
  22. Backus, E. A., Devaney, M. J., Bennett, W. H. Comparison of signal processing circuits among seven AC electronic monitoring systems for their effects on the emf and R components of aphid (Homoptera: Aphididae) waveforms. Principles and Applications of Electronic Monitoring and Other Techniques in the Study of Homopteran Feeding Behavior. Walker, G. P., Backus, E. A. , Entomological Society of America: Lanham, MD. 102-143 (2000).
  23. Backus, E. A., Bennett, W. H. The AC-DC correlation monitor: New EPG design with flexible input resistors to detect both R and emf components for any piercing-sucking hemipteran. J Insect Physiol. 55 (10), 869-884 (2009).
  24. Backus, E. A., Cline, A. R., Ellerseick, M. R., Serrano, M. S. Lygus hesperus (Hemiptera: Miridae) feeding on cotton: New methods and parameters for analysis of nonsequential electrical penetration graph data. Annals of the Entomological Society of America. 100, 296-310 (2007).
  25. Ebert, T. A., Backus, E. A., Cid, M., Fereres, A., Rogers, M. E. A new SAS program for behavioral analysis of electrical penetration graph data. Comput Electron Agr. 116, 80-87 (2015).
  26. Wayadande, A. C., et al. Waveforms from stylet probing of the mosquito Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) measured by AC-DC electropenetrography. J Med Entomol. 57 (2), 353-368 (2020).
  27. Cooper, A. M. W., et al. An electropenetrography waveform library for the probing and ingestion behaviors of Culex tarsalis on human hands. Insect Sci. 31 (4), 1165-1186 (2024).
  28. Reif, K. E., Backus, E. A. AC-DC electropenetrography unmasks fine temporal details of feeding behaviors for two tick species on unsedated hosts. Sci Rep. 11 (1), 2040(2021).
  29. Vaughan, L. D., et al. Electropenetrography as a tool to quantify probing and injection behaviors of mosquitoes (Aedes aegypti) in mice under biocontainment housing. Comp Med. 73 (6), 25(2023).
  30. Backus, E. A., Shugart, H. Electropenetrography (EPG) Online Workshop. Hosted by L. Diepenbrock at the University of Florida. Institute of Food and Agricultural Sciences Extension. , https://ifas-crec-entomology.catalog.instructure.com/courses/epg-workshop-2022 (2022).
  31. Dataq Instruments Inc. WinDaq recording and playback software. , (2024).
  32. Backus, E. A. Our own jabberwocky: clarifying the terminology of certain piercing-sucking behaviors of homopterans. Principles and applications of electronic monitoring and other techniques in the study of homopteran feeding. Walker, G. P., Backus, E. A. , Entomological Society of America: Lanham, MD. 102-143 (2000).
  33. Tjallingii, W. F. Comparison of AC and DC systems for electronic monitoring of stylet penetration activities by homopterans. Principles and Applications of Electronic Monitoring and Other Techniques in the Study of Homopteran Feeding Behavior. Walker, G. P., Backus, E. A. , Entomological Society of America. 41-69 (2000).
  34. Mizrahi, J. Advances in Applied Electromyography. , IntechOpen. Rijeka, Croatia. (2011).

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Comportement alimentaire des moustiquescomportement de sondagecomportement d ingestionalimentation sanguineenregistrement de signaux lectriquestransmission d agents pathog neslectrode en fil d orinteraction avec l h te humain

Articles connexes