Ici, nous rapportons une méthode peu coûteuse et reproductible démontrant le transport membranaire de l’histidine dans un intestin de chèvre. Ce processus se produit en co-transportant les ions histidine et sodium activés par le gradient de sodium à travers la membrane entérocytaire. Cette méthode exploite la pédagogie de l’apprentissage par l’expérience pour mieux comprendre le mouvement des solutés à travers les membranes biologiques.
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Démonstration du transport membranaire de l’histidine à l’aide de sacs inversés intestinaux de chèvre : un outil pédagogique expérientiel pour les étudiants de premier cycle
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’histidine est un acide aminé essentiel qui est également un précurseur des métabolites impliqués dans le système immunitaire, la ventilation pulmonaire et la circulation vasculaire. L’absorption de l’histidine alimentaire repose en grande partie sur le transport d’acides aminés neutres couplé au sodium par le transporteur d’acides aminés neutres larges (B0AT) présent sur la membrane apicale de l’entérocyte. Ici, nous démontrons l’absorption de l’histidine par les entérocytes des villosités intestinales à partir de la lumière à l’aide de sacs inversés jéjunaux de chèvre. Les sacs jéjunaux exposés à des concentrations variables de sodium et d’histidine ont été dosés pour déterminer la concentration d’histidine à l’intérieur des sacs en fonction du temps. Les résultats montrent une absorption active de l’histidine. L’augmentation de la concentration de sel a entraîné une absorption plus élevée de l’histidine, ce qui suggère un symptôme de l’absorption du sodium et de l’histidine dans les sacs inversés intestinaux de chèvre. Ce protocole peut être appliqué pour visualiser la mobilité intestinale des acides aminés ou d’autres métabolites avec les modifications appropriées. Nous proposons cette expérience comme un outil pédagogique expérientiel qui peut aider les étudiants de premier cycle à comprendre le concept de transport membranaire.
Introduction
Les cellules biologiques sont entourées d’une bicouche lipidique membranaire qui sépare le cytosol intracellulaire du contenu extracellulaire. La membrane sert de barrière semi-perméable qui régule le mouvement des solutés1. Le transport à travers les membranes biologiques est affecté par le coefficient de perméabilité d’un soluté, qui dépend de plusieurs facteurs, dont la concentration et la charge du soluté. En général, les solutés se déplacent à travers la membrane en utilisant trois mécanismes (Figure 1) : la diffusion passive, la diffusion facilitée et le transport actif2. La diffusion simple est le processus par lequel les solutés solubles, non chargés et non polaires passent leur gradient de concentration à travers une membrane semi-perméable (Figure 1A). Les protéines membranaires n’aident pas à ce processus car il implique le mouvement des solutés d’une région de concentration plus élevée vers une région de concentration plus faible. Le taux de diffusion est basé sur la loi de Fick3. D’autre part, la diffusion facilitée est un transport dépendant des protéines dans lequel la membrane ne laisse passer que des solutés sélectifs le long d’un gradient de concentration sans dépense d’énergie (Figure 1B). Ce type de transport est spécifique et diffère de la simple diffusion en présentant une cinétique de saturation.
Le transport actif est un transport dépendant des protéines de molécules contre leur gradient de concentration, c’est-à-dire de la région de concentration la plus faible à une région de concentration plus élevée avec l’utilisation de gradients d’ATP ou d’ions (Figure 1C). Lorsque le transporteur hydrolyse l’ATP, le transport est appelé transport actif primaire (Figure 1C ; panneau de gauche). Une autre forme de transport actif est le transport actif secondaire (Figure 1C ; panneau de droite). Dans le transport actif secondaire, les solutés sont déplacés en fonction d’un gradient électrochimique. Elle se produit lorsqu’une protéine de transport couple le mouvement d’un ion (généralement Na+) le long de son gradient de concentration avec le mouvement d’une autre molécule ou d’un ion contre son gradient de concentration. Ce type de mouvement de soluté peut être un co-transport (Symport) dans lequel le soluté et l’ion se déplacent dans la même direction ou un échange (Antiport), auquel cas le soluté et l’ion se déplacent dans des directions opposées.
Les acides aminés alimentaires et les monosaccharides provenant de sources alimentaires sont absorbés dans l’intestin grêle. L’intestin grêle peut être fonctionnellement divisé en trois segments : le duodénum, le jéjunum et l’iléon (figure 2). L’absorption du soluté se produit dans tout l’intestin grêle, l’absorption maximale se produisant au niveau du jéjunum et de l’extrémité proximale de l’iléon. Les entérocytes intestinaux sont des cellules polarisées, et les jonctions serrées reliant deux cellules adjacentes créent deux sites membranaires distincts - le site de membrane basolatérale et le site de membrane apicale (Figure 2). L’absorption des solutés luminaux générés par la digestion se produit sur le site de la membrane apicale4.
Le transport de l’histidine dans les entérocytes intestinaux au niveau de la membrane apicale est un exemple de symport actif secondaire dépendant du sodium. À l’extrémité basolatérale, l’histidine entrant dans l’entérocyte descend le gradient de concentration dans la circulation porte hépatique. Les concentrations intracellulaires de sodium dans l’entérocyte sont maintenues à 12 mmoles/L1, ce qui est inférieur aux concentrations extracellulaires/luminales, en raison du pompage actif du sodium hors de la cellule par la Na+ K+ATPase située sur la membrane basolatérale (Figure 3). Au niveau de la membrane apicale des entérocytes, le B0AT et le transporteur d’acides aminés neutres en sodium (SNAT) 5 sont les principaux transporteurs qui transportent non seulement l’histidine, mais aussi des acides aminés tels que l’asparagine et la glutamine dans un cotransport dépendant du sodium 5,6. Une autre protéine de transport appelée Large Amino Acid Transporter (LAT)1 présente au niveau de la membrane basolatérale des entérocytes transporte de grands acides aminés neutres tels que la leucine, le tryptophane, la tyrosine et la phénylalanine à travers la membrane7.
Dans le but d’enseigner le concept de transport membranaire intégré à des techniques telles que la spectrophotométrie et les tests biochimiques de routine par le biais de la pédagogie de l’apprentissage par l’expérience, il est impératif de développer des méthodologies qui peuvent non seulement démontrer le concept en termes faciles à comprendre, mais aussi permettre un apprentissage participatif pour les étudiants de premier cycle. À l’heure actuelle, les ressources disponibles pour les étudiants sont limitées pour s’engager dans l’apprentissage de ces concepts de biochimie. Ici, nous rapportons un protocole simple pour démontrer le transport de l’histidine à travers la membrane intestinale de la chèvre qui est facile à reproduire dans les laboratoires de premier cycle et peut être adapté pour évaluer le transport d’autres métabolites également. Plus important encore, la méthode utilise des matériaux peu coûteux dans un laboratoire de premier cycle, permettant ainsi un apprentissage par l’expérience, même dans les contextes de laboratoire les plus simples.
Protocole
L’ensemble du protocole avec toutes les étapes est représenté par un schéma de principe à la figure 4. La méthode est adaptée d’une étude précédente utilisant des intestins de rat8. L’expérience a été réalisée dans le respect des directives institutionnelles. Les échantillons utilisés dans cette étude ont été obtenus auprès d’un vendeur commercial.
ATTENTION : Portez des gants pendant cette expérience.
1. Préparation des sacs de jéjunum inversés
- Prétraiter et nettoyer le jéjunum de chèvre.
- Procurez-vous les entrailles d’une chèvre en bonne santé fraîchement sacrifiée auprès d’un vendeur agréé.
- Placez les entrailles dans suffisamment de solution saline tampon phosphate (PBS) pour qu’elles soient complètement immergées pour le nettoyage.
- Séparez l’intestin grêle du gros intestin et assurez-vous que le tissu conjonctif externe est retiré à l’aide de ciseaux.
- Rincer doucement l’intestin grêle avec 1x PBS à l’aide d’une seringue de 10 ml, en assurant l’élimination des matières alimentaires non digérées pour obtenir un sac creux d’intestin grêle. Répétez ce processus au moins trois fois pour un nettoyage efficace.
REMARQUE : Évitez d’utiliser une force excessive ou des aiguilles pendant le rinçage. L’utilisation de la force peut entraîner la perforation des parois intestinales et ainsi endommager les entérocytes intestinaux. - Mesurez toute la longueur de l’intestin grêle à l’aide d’une règle pour obtenir les trois parties : le duodénum (1/4 de l’intestin grêle) et le reste divisé uniformément en jéjunum et en iléon.
- Poursuivez l’expérience en utilisant la partie Jéjunum.
- Préparez le jéjunum inversé.
- Nettoyez la partie du jéjunum en enlevant tout le tissu conjonctif à l’aide d’une lame.
- Coupez le jéjunum en portions de 12 à 15 cm de long, lavez-le avec 1x PBS et placez-le dans une boîte de Pétri contenant du PBS.
- Inversez les parties du jéjunum à l’aide d’une tige de verre pour permettre aux villosités d’être exposées à l’extérieur.
ATTENTION : Évitez d’utiliser une tige de verre avec des arêtes vives. De plus, le diamètre de la tige de verre ne doit pas être supérieur au diamètre du sac.
REMARQUE : À ce stade, on peut visualiser les villosités au microscope optique (Figure 4). - Rincez doucement les parties inversées du jéjunum avec 1x PBS.
- Vérifiez qu’il n’y a pas de fuites sur les côtés du jéjunum inversé.
- Coupez les parties de jéjunum inversées en sacs de 5 cm de long.
- Attachez une extrémité avec de la ficelle et vérifiez à nouveau qu’il n’y a pas de fuites visuelles à l’extrémité attachée en remplissant les sacs de PBS.
- Attachez l’autre extrémité pour créer un sac inversé vide avec des villosités sur la surface externe.
- Vérifiez à nouveau s’il y a des fuites externes en tapotant le sac inversé sur du papier filtre.
- Équilibrez les sacs inversés en 1x PBS.
- Poursuivez l’expérience le même jour ou conservez les sacs pendant la nuit dans 1x PBS à 4 °C.
2. Dispositif expérimental pour le transport d’histidine
- Assemblez deux ensembles de trois tubes de 50 mL selon les différentes concentrations de chlorure de sodium indiquées dans le tableau 1.
- Trempez les sacs intestinaux préparés dans les tubes spécifiés pendant 30 min et 60 min pour chacun des ensembles.
- Après le temps imparti, videz la solution à l’intérieur du sac dans un tube de microcentrifugation séparé de 1,5 mL et déterminez le volume.
- Aspirez le liquide à l’intérieur du sac à l’aide d’une seringue de 2 ml. Vous pouvez également détacher une extrémité du sac et recueillir le contenu dans un tube frais de 1,5 ml.
- Doser 0,1 mL des échantillons prélevés pour l’estimation de l’histidine et calculer la concentration à l’aide du graphique standard.
3. Estimation de l’histidine à l’aide de la réaction de Pauly
- Préparez une courbe standard pour l’histidine.
- Préparer des solutions avec des concentrations variables d’histidine comme indiqué dans le tableau 2 en utilisant des solutions mères d’histidine (5 mM) et de l’eau.
- Ajouter de l’acide sulfanilique (0,5 ml) et du nitrate de sodium (0,5 ml) dans chaque tube.
- Incuber les tubes pendant 5 minutes à température ambiante, puis ajouter 1 ml de carbonate de sodium et 1 ml d’éthanol dans chaque tube.
- Incuber les tubes pendant 20 min à température ambiante (~20 °C) et noter l’absorbance à la longueur d’onde 490 nm.
- Tracez une courbe standard de l’absorbance en fonction de la concentration d’histidine.
REMARQUE : Ce test pour l’histidine est basé sur la propriété de l’histidine à former un composé diazoïque (Figure 5).
Résultats
Le flux de travail expérimental pour démontrer la mobilité intestinale de l’histidine par l’absorption de l’histidine par les villosités intestinales dans la lumière des sacs inversés est illustré à la figure 4, au tableau 1 et au tableau 2. Trois montages expérimentaux indépendants ont été réalisés, et des données représentatives sont présentées à la figure 6.
Dans les conditions expérimentales données, l’estimation de l’histidine à l’aide de la réaction de Pauly a suivi la loi de Lambert Beer jusqu’à 300 μM (Figure 6A). Ce test pour l’histidine repose sur le couplage entre les acides aminés et l’ion diazonium dans le réactif. Le réactif de Pauly contient de l’acide sulfanilique dissous dans de l’acide chlorhydrique concentré. Cet acide subit une diazotisation en présence de nitrate de sodium et de HCl. Le sel de diazonium p-phényldiazosulfonate réagit avec les molécules d’histidine dans des conditions alcalines pour former un complexe de couleur rouge foncé/orange à jaune, qui peut être lu spectrophotométriquement à 490 nm (Figure 5)9. Il convient de noter que ce test est administré par l’histidine et la tyrosine. L’essai utilisé dans cette étude est une version légèrement modifiée de la réaction originale, de sorte que le nitrate de sodium est utilisé directement à température ambiante (~20 °C) plutôt que d’utiliser du nitrite de sodium dans des conditions réfrigérées9.
La réaction positive de Pauly observée avec l’échantillon récupéré à l’intérieur des sacs inversés illustre l’absorption de l’histidine à travers les villosités intestinales. La figure 6B montre une corrélation entre l’absorption d’histidine et les concentrations de sodium dans les entérocytes jéjunaux. Une augmentation de l’absorption de l’histidine lorsque le temps d’incubation passe de 30 à 60 minutes est indicative d’un transport actif secondaire.
Figure 1 : Différents types de transport membranaire. Schéma montrant les différents types de systèmes de transport membranaire. (A) Diffusion passive. B) Diffusion facilitée. (C) Transport actif primaire (à gauche) et transport actif secondaire (à droite). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Organisation des entérocytes dans les villosités intestinales. Cette figure se concentre sur l’intestin grêle et illustre les trois parties distinctes, c’est-à-dire le duodénum, le jéjunum et l’iléon. L’intestin grêle a en outre des projections en forme de doigts appelées villosités, qui augmentent la surface d’absorption des aliments ingérés. Les microvillosités ont des cellules appelées entérocytes qui contiennent les transporteurs spécifiques pour l’absorption des acides aminés. Des jonctions serrées empêchent le mouvement des solutés entre les cellules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Un entérocyte avec des transporteurs d’acides aminés. Le carton représente un entérocyte montrant les extrémités apicales et basolatérales. L’extrémité apicale a des transporteurs tels que les protéines B0AT et SNAT5, et la membrane basolatérale contient le transporteur LAT1. Ensemble, ces protéines sont responsables de l’absorption de l’histidine de la lumière intestinale à la circulation porte. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Représentation schématique du protocole démontrant le transport membranaire de l’histidine à l’aide de sacs inversés d’intestin de chèvre. Les intestins de chèvre ont été obtenus, prétraités et nettoyés comme décrit. Brièvement, le jéjunum a été excisé et des sacs inversés ont été préparés. Ces sacs ont été utilisés pour mettre en place l’expérience visant à quantifier l’absorption d’histidine à diverses concentrations de sel. Les villosités ont été observées à un grossissement de 400x à l’aide d’un microscope optique. La procédure détaillée est fournie dans le texte. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Réaction à la méthode de Pauly. Le test de Pauly implique la formation d’ions diazonium dans un réactif contenant de l’acide sulfanilique dans de l’acide chlorhydrique concentré. Dans des conditions alcalines, l’histidine réagit avec le sel de diazonium, ce qui entraîne la formation d’un composé de couleur rouge dont l’absorbance peut être mesurée à 490 nm à l’aide d’un spectrophotomètre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Estimation de l’histidine par la méthode de Pauly. (A) Courbe standard de l’histidine. Des concentrations variables d’histidine allant de 0 à 300 μM ont été soumises à la réaction de Pauly, et le complexe formé a été mesuré à la longueur d’onde de 490 nm. (B) Le transport de l’histidine dans les sacs intestinaux a été suivi pendant 30 min et 60 min en présence d’une solution saline de 150 mM (noir solide) et de 200 mM de NaCl (gris solide). La concentration d’histidine à l’intérieur des sacs inversés a été estimée à l’aide de la courbe standard (figure 6A). Les valeurs sont rapportées par rapport au témoin (0 mM NaCl). Trois réplications techniques ont été réalisées et des données représentatives sont présentées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau 1 : Dispositif expérimental pour la mobilité intestinale de l’histidine. Ce tableau montre l’incubation des sacs intestinaux à différentes concentrations de chlorure de sodium sur deux points temporels. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau 2 : Préparation de la courbe standard pour l’histidine. Ce tableau montre les différentes étapes et composantes de la réaction de Pauly avec des concentrations connues d’histidine allant de 0 à 300 μM. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Discussion
Le transport membranaire est l’un des concepts les plus fondamentaux enseignés aux étudiants de premier cycle de toutes les principales disciplines des sciences biologiques, fondamentales ou appliquées. Traditionnellement, le mouvement à travers les membranes a été visualisé à l’aide de métabolites marqués avec des isotopes radioactifs. Cependant, ces méthodes sont extrêmement dangereuses et ne sont pas réalisables pour l’enseignement ou l’apprentissage. Bien que l’apprentissage par l’expérience soit la meilleure technique pédagogique pour comprendre des concepts aussi complexes, il s’agit d’un défi qui est encore aggravé par le manque d’infrastructures, les colorants/métabolites coûteux à base de fluorescence et, surtout, l’interdiction des expériences de dissection animale. Il est donc nécessaire de développer des outils et des méthodes alternatives qui sont non seulement sûrs, mais aussi peu coûteux et réalisables dans un laboratoire de premier cycle. Ici, une nouvelle méthode d’enseignement du transport membranaire a été développée pour les étudiants de premier cycle. Le protocole rapporté, une adaptation d’Agar et al. 19548, démontre un transport membranaire actif unidirectionnel de l’histidine à travers les cellules de l’intestin de chèvre. Cette étude a été entreprise pour démontrer l’utilisation d’un test basé sur la colorimétrie pour visualiser l’absorption de l’histidine à travers les membranes intestinales. Il est simple, reproductible et compréhensible pour les étudiants et peut être réalisé dans n’importe quel laboratoire.
Le modèle du sac intestinal inversé a été développé pour la première fois par Wilson et Wiseman10, qui a ensuite été amélioré pour augmenter la viabilité des tissus. Les mécanismes et la cinétique de l’absorption des médicaments ont été élucidés à l’aide de sacs inversés intestinaux11. Les avantages de ce modèle comprennent une grande surface d’absorption ; Cependant, la viabilité des tissus est l’un des paramètres limitants. Il a été rapporté que le tissu intestinal reste viable et métaboliquement actif dans des conditions physiologiques pendant ~2 h11. Une autre mise en garde potentielle de cette approche qui doit être prise en considération est l’incapacité d’enlever la musculeuse, la muqueuse et la séreuse des préparations de sac inversé. La liaison de certains composés à la couche musculaire peut limiter ou sous-estimer le transport de ces composés. Bien que le modèle du sac intestinal inversé soit à la fois sensible et spécifique, divers facteurs pourraient avoir un impact sur les résultats. Certains de ces facteurs comprennent l’âge, le sexe, l’espèce, le régime alimentaire et l’état pathologique de l’animal, ainsi que le segment de l’intestin utilisé pour l’analyse (iléon, jéjunum, duodénum et côlon). Des facteurs environnementaux tels que le pH, l’aération et la température auraient également un impact sur les résultats12.
Il a été démontré que le retard dans la récolte de l’intestin et l’état animal (vivant/mort) affectent le transport actif dans les segments duodénaux de l’intestin du rat. La récolte sur des animaux anesthésiés permet d’obtenir un délai minimal, évitant ainsi la détérioration du transporteur13. Cependant, à la lumière de l’interdiction des dissections d’animaux dans les universités, des intestins d’animaux fraîchement sacrifiés ont été utilisés dans notre dispositif expérimental. Bien que ce protocole puisse être utilisé avec succès pour établir une absorption qualitative d’un métabolite à travers les entérocytes, son utilisation dans des études impliquant la cinétique de transport membranaire est limitante. L’étape la plus critique de ce protocole est la préparation réussie de sacs intestinaux inversés étanches avec des entérocytes viables. La nature délicate et la viabilité des villosités et des entérocytes posent un défi qui peut être surmonté avec de la pratique. De plus, étant donné que le matériel de départ ne provient pas d’une population animale consanguine et syngénique, la variabilité des résultats entre les expériences est un inconvénient important. Ce problème peut être surmonté par l’utilisation de plusieurs répétitions du même animal. Compte tenu de ces considérations, la méthode présentée dans cette étude doit être strictement utilisée comme outil pédagogique dans la formation pratique de premier cycle.
Le protocole décrit a été utilisé avec succès pour démontrer le transport de l’histidine. L’absorption unidirectionnelle du sodium et de l’histidine dans les sacs inversés indique un type de transport actif secondaire de type symport. L’absorption intestinale des acides aminés neutres suit une cinétique vectorielle qui dépend du gradient de concentration mis en place par l’ATPase Na+ K+. Une configuration similaire maintient un potentiel de membrane négative intracellulaire et une concentration extracellulaire de sodium de 150 mM. Ces deux éléments entraînent le transport actif des acides aminés neutres par B0AT à l’extrémité apicale et le mouvement ultérieur hors de l’entérocyte à l’extrémité basolatérale par LAT1. Il est intéressant de noter qu’à des concentrations de sel plus élevées (200 mM), il n’y avait pas de différence significative dans l’absorption en fonction du temps. À ce stade, nous ne pouvons pas commenter la raison d’une telle observation ; cependant, le même dispositif expérimental peut être élargi pour inclure plusieurs concentrations de sodium avec des points temporels variables et des témoins avec 150 mM de chlorure de choline pour montrer le transport dépendant du sodium et la contribution possible due à la saturation.
En principe, les sacs de jéjunum inversés de chèvre/porc/rat/souris peuvent être utilisés pour démontrer l’absorption intestinale d’une variété de métabolites alimentaires, à condition qu’il existe un test biochimique pour l’estimation. De plus, l’effet d’autres composants qui pourraient potentiellement interférer avec l’absorption intestinale ou les inhibiteurs du transport membranaire peut également être analysé. Les sacs inversés ont été utilisés efficacement comme outil dans la recherche pharmaceutique pour étudier l’absorption in vitro des médicaments, le métabolisme intestinal des médicaments et le rôle du transporteur dans l’absorption des médicaments. Enfin, cette technique est un exemple de démonstration ex vivo du transport membranaire et ne repose pas sur un extrait acellulaire (in vitro) mais sur un échantillon de tissu. Cependant, cet avantage est compensé par la disponibilité d’intestins de chèvre/porc/rat non infectés, qui peut être un facteur limitant.
Parmi les nombreux outils pédagogiques mis à la disposition d’un enseignant pour améliorer le processus d’apprentissage, l’apprentissage par l’expérience ou « apprentissage par la pratique » est une philosophie et une méthodologie d’enseignement qui constituent la méthode d’enseignement la plus progressive et la plus efficace qui offre aux étudiants l’occasion d’acquérir une compréhension holistique des sujets de cours. L’apprentissage par l’expérience garantit l’engagement pratique des étudiants ainsi que de l’instructeur, qui fournit soutien et mentorat pendant ce processus d’apprentissage actif14. Il s’agit d’une excellente alternative à l’enseignement théorique traditionnel en classe, en particulier dans certains concepts lourds et intégratifs comme le transport membranaire que les étudiants ont souvent du mal à imaginer. De tels exercices encourageraient également l’apprentissage interactif et collaboratif de la part des pairs et des mentors. La présente initiative est un pas en avant dans la direction de la création et de la mise en œuvre d’une expérience d’apprentissage qui est non seulement informative, mais aussi mémorable et qui peut être transformatrice pour un élève, ce qui a un impact significatif sur l’expérience d’apprentissage globale.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont pas d’intérêts financiers concurrents ou d’autres conflits d’intérêts.
Remerciements
Cette étude a été financée par le Département de biochimie du Sri Venkateswara College de l’Université de Delhi. Les auteurs remercient le personnel du laboratoire pour leur soutien.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Tubes de microcentrifugation de 1,5 mL | TARSONS | 500020 | |
| Tubes à essai de 10 mL | BOROSIL | 9800U04 | |
| Tubes Falcon stériles de 50 mL | TARSONS | 546041 | |
| de 500 mL Bécher | BOROSIL | 10044977 | |
| Fiole conique de 500 mL | BOROSIL | 691467 | |
| D-Glucose | SRL | 42738 | |
| Spectrophotomètre numérique | SYSTRONICS | 2710 | |
| Ethanol | EMSURE | 1009831000 | |
| Finpipettes | THERMOFISHER | 4642090 | |
| Tige d’agitation en verre | BOROSIL | 9850107 | |
| L-Histidine ; | SRL | 17849 | |
| NaCl | SRL | 41721 | |
| Gants en nitrile | KIMTECH | 112-4847 | |
| Boîte de Pétri ; | TARSONS | 460090 | |
| Saline tamponnée au phosphate (ph 7,4) | SRL | 95131 | |
| Pointes de pipette | ABDOS | P10102 | |
| Carbonate de sodium | SRL | 89382 | |
| Nitrate de sodium ; | SRL | 44618 | |
| Phosphate de sodium dibasique (anhydre) | SRL | 53046 | |
| Phosphate de sodium monobasique (anhydre) | SRL | 22249 | |
| Acide sulfanilique ; | SRL | 15354 |
Références
- Nelson, D. L., Cox, M. M. Lehninger Principles of Biochemistry. 7th Edition. , W.H. Freeman and Company. (2017).
- Stillwell, W. Membrane Transport. An Introduction to Biological Membranes. , Elsevier Science. (2013).
- Fick, A. V. On liquid diffusion. The London, Edinburgh, and Dublin Philosophical Magazine and Journal of Science. 10 (63), 30-39 (1855).
- Sherwood, L. Introduction to Human Physiology. , Brooks/Cole Cengage Learning. (2013).
- Bröer, S. Intestinal amino acid transport and metabolic health. Annu Rev Nutr. 43, 73-99 (2023).
- Avissar, N. E., Ryan, C. K., Ganapathy, V., Sax, H. C. Na+-dependent neutral amino acid transporter ATB0 is a rabbit epithelial cell brush-border protein. Am J Physiol Cell Physiol. 281 (3), C963-C971 (2001).
- Bröer, S. Amino acid transport across mammalian intestinal and renal epithelia. Physiol Rev. 88 (1), 249-286 (2008).
- Agar, W. T., Hird, F. J. R., Sidhu, G. S. The uptake of amino acids by the intestine. BBA - Biochim Biophys Acta. 14 (1), 80-84 (1954).
- Pauly, H. Über die Konstitution des Histidins. I. Mitteilung. Biological Chemistry. 42 (5-6), 508-518 (1904).
- Wilson, T. H., Wiseman, G. The use of sacs of everted small intestine for the study of the transference of substances from the mucosal to the serosal surface. J Physiol. 123 (1), 116-125 (1954).
- Barthe, L., Woodley, J. F., Kenworthy, S., Houin, G. An improved everted gut sac as a simple and accurate technique to measure paracellular transport across the small intestine. Eur J Drug Metab Pharmacokinet. 23 (2), 313-323 (1998).
- Alam, M. A., Al-Jenoobi, F. I., Al-Mohizea, A. M. Everted gut sac model as a tool in pharmaceutical research: Limitations and applications. J Pharm Pharmacol. 64 (3), 326-336 (2012).
- Pento, J. T., Mousissian, G. K. Time-dependent deterioration of active transport in duodenal segments of rat intestine. J Pharmacol Methods. 20 (1), 9-14 (1988).
- Williams, L., Sembiante, S. F. Experiential learning in U.S. undergraduate teacher preparation programs: A review of the literature. Teach Teach Educ. 112, 103630(2022).
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