IRM pulmonaire hyperpolarisée 129Xe et spectroscopie chez des souris ventilées mécaniquement

Mariah  L. Costa; Joseph W. Plummer; Abdullah S. Bdaiwi; Brice J. Albert; Elizabeth M. Fugate; Peter J. Niedbalski; Diana M. Lindquist; Zackary I. Cleveland

doi:10.3791/66924

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Article de méthode

IRM pulmonaire ^{hyperpolarisée 129}Xe et spectroscopie chez des souris ventilées mécaniquement

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DOI :

10.3791/66924

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11 octobre 2024

Mariah L. Costa¹^,²^,³ , Joseph W. Plummer¹^,² , Abdullah S. Bdaiwi¹ , Brice J. Albert⁴ , Elizabeth M. Fugate³ , Peter J. Niedbalski⁵^,⁶^,⁷ , Diana M. Lindquist³^,⁸ , Zackary I. Cleveland¹^,²^,³^,⁸^,⁹

¹Center for Pulmonary Imaging Research, Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, ²Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, ³Imaging Research Center, Department of Radiology, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, ⁴Analytical Technology Group, Aurorium, ⁵Division of Pulmonary, Critical Care, and Sleep Medicine, Department of Internal Medicine, University of Kansas Medical Center, ⁶Department of Bioengineering, University of Kansas, ⁷Hoglund Biomedical Imaging Center, University of Kansas Medical Center, ⁸Department of Pediatrics, University of Cincinnati, ⁹Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center

Dans cet article

Résumé

L’IRM au xénon hyperpolarisé peut quantifier la microstructure pulmonaire régionale (dimensions de l’espace aérien) et la physiologie (ventilation et échange gazeux) dans la recherche translationnelle et les soins cliniques. Bien que difficile, il peut fournir des informations pulmonaires comparables dans les études précliniques. Ce protocole décrit l’infrastructure et les procédures nécessaires pour effectuer une IRM pulmonaire au xénon de routine chez la souris.

Résumé

Le xénon-129 hyperpolarisé (HP) (¹²⁹Xe) est un agent de contraste d’imagerie par résonance magnétique (IRM) inhalé doté de propriétés spectrales et physiques uniques qui peuvent être exploitées pour quantifier la physiologie pulmonaire, y compris la ventilation, la diffusion restreinte (taille de l’espace alvéolaire-aérien) et les échanges gazeux. Chez l’homme, il a été utilisé pour évaluer la gravité et la progression de la maladie dans une variété de troubles pulmonaires et est approuvé pour une utilisation clinique aux États-Unis et au Royaume-Uni. Au-delà de ses applications cliniques, la capacité de l’IRM ¹²⁹Xe à évaluer de manière non invasive la physiopathologie pulmonaire et à fournir des informations spatialement résolues est précieuse pour la recherche préclinique. Parmi les modèles animaux, les souris sont les plus largement utilisées en raison de l’accessibilité des modèles de maladies génétiquement modifiées. Ici, l’IRM ¹²⁹Xe est prometteuse en tant que technique peu invasive, sans rayonnement et sensible pour surveiller longitudinalement la progression de la maladie pulmonaire et la réponse au traitement (par exemple, dans la découverte de médicaments). Cette technique peut s’étendre aux applications précliniques en incorporant un appareil respiratoire libre déclenché par IRM ou un ventilateur mécanique pour délivrer du gaz. Nous décrivons ici les étapes et fournissons des listes de contrôle pour assurer une collecte et une analyse robustes des données, y compris la création d’un fantôme de gaz xénon thermiquement polarisé pour le contrôle de la qualité, l’optimisation de la polarisation, la manipulation des animaux (sédation, intubation, ventilation et soins pour les souris) et les protocoles de ventilation, de diffusion restreinte et d’échange de gaz. Bien que l’IRM préclinique ¹²⁹Xe puisse être appliquée à divers modèles animaux (par exemple, rats, porcs, moutons), ce protocole se concentre sur les souris en raison des défis posés par leur petite anatomie, qui sont contrebalancés par leur prix abordable et la disponibilité de nombreux modèles de maladies.

Introduction

Alors que les troubles pulmonaires restent les principales causes de morbidité et de mortalité dans le^monde1, la dernière décennie a vu des améliorations spectaculaires des résultats pour les patients. Ces améliorations s’expliquent en partie par deux facteurs. Tout d’abord, les essais cliniques de phase III privilégient désormais les modifications de la fonction pulmonaire comme critères d’évaluation plutôt que la mortalité, accélérant ainsi les essais de médicaments 2,3,4,5. Deuxièmement, les progrès réalisés dans les modèles animaux améliorés ont permis de mieux comprendre les mécanismes de la maladie et ont contribué au développement de thérapies ^6,7. Les modèles murins sont souvent privilégiés pour la recherche translationnelle car ils offrent des parallèles physiologiques avec les humains, un prix abordable et un développement rapide de la maladie. Le génie génétique a élargi la gamme et la qualité des modèles disponibles, l’International Mouse Strain Resource comptant désormais plus de 32 000 souches de souris⁸, contre seulement 4 218 souches de rats (Rat Genome Database⁹). Ces modèles ont ouvert de nouvelles voies pour l’étude des facteurs mécanistes et des réponses thérapeutiques pour une gamme de maladies pulmonaires, notamment la bronchopneumopathie chronique obstructive (BPCO)¹⁰, la fibrose kystique (FK)¹¹, la fibrose pulmonaire^12,13, l’hypertension pulmonaire^14,15 et l’asthme¹⁶.

Malheureusement, la recherche pulmonaire sur les souris est limitée par les techniques disponibles pour quantifier le fardeau de la maladie. Les études reposent souvent sur des procédures terminales qui 1) fournissent des informations sur l’ensemble du poumon (tests biochimiques) ou des informations localisées (histologie) et 2) exigent des plans transversaux et des échantillons de grande taille. Ainsi, ils ne saisissent ni la dynamique spatiale ni temporelle de la maladie. En revanche, l’imagerie tridimensionnelle non invasive permet d’évaluer la structure, les processus moléculaires et la fonction des poumons au fil du temps.

La structure pulmonaire (p. ex., anomalies des voies respiratoires et fibrose interstitielle) peut être visualisée à l’aide d’une IRM à écho ultra-court (UTE) et d’une microtomodensitométrie (μCT) à haute résolution. Des informations fonctionnelles et mécanistes (par exemple, la ventilation, la perfusion, le métabolisme tumoral et les processus inflammatoires) peuvent être obtenues à l’aide d’agents de contraste exogènes (par exemple, la TDM améliorée au xénon et l’UTE enrichie en oxygène) et d’approches de médecine nucléaire ionisante (c’est-à-dire la tomographie par émission de positons [TEP] et la tomographie par émission monophotonique [SPECT]). Cependant, l’imagerie fonctionnelle est difficile en raison du contraste modeste par rapport au bruit (en particulier pour l’UTE amélioré par l’oxygène aux intensités de champ magnétique élevées utilisées pour l’IRM préclinique, où T₁ est allongé) disponible sans utiliser de modalités ionisantes avec des niveaux de rayonnement supérieurs à la normale. Bien que l’imagerie avec ces modalités soit bien tolérée dans les modèles animaux utilisant des doses conventionnelles, les radiations cumulatives peuvent fausser les résultats des études sur l’immunologie, l’inflammation et le cancer du poumon¹⁷. Cependant, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) au xénon-129 hyperpolarisé (HP) (¹²⁹Xe) fournit des informations structurelles et fonctionnelles peu invasives, non irradiantes et très sensibles. Bien que cette technique ait été utilisée dans la recherche préclinique pour caractériser des affections telles que l’emphysème^18,19, la fibrose²⁰, le cancer du poumon²¹, la BPCO²² et les lésions pulmonaires radio-induites²³ à un ou plusieurs moments, elle reste sous-utilisée dans le cadre préclinique.

Pour permettre l’IRM ¹²⁹Xe préclinique de routine, plusieurs conditions préalables sont requises, notamment le soutien réglementaire institutionnel, un dispositif d’hyperpolarisation, une bobine de radiofréquence (RF) ¹²⁹Xe et un scanner multinucléaire. Bien que les applications avancées 24,25,26,27,28,29,30,31,32,33 nécessitent une programmation d’impulsions spécifique au fournisseur qui n’entre pas dans le champ d’application de ce protocole, les applications de base peuvent être réalisées avec de modestes modifications logicielles. Par conséquent, nous nous concentrons sur le contrôle de la qualité, la manipulation de l’aimantation, la collecte de données et les procédures de manipulation des animaux, y compris la ventilation mécanique, qui sont uniques à l’IRM ^{préclinique 129}Xe (Figure 1).

À ce jour, l’imagerie ^{du 129}Xe chez les petits animaux a utilisé trois approches d’administration de gaz sans danger pour l’IRM, chacune présentant des avantages et des inconvénients : respiration libre, entraînement par piston et chute de pression. La respiration libre permet une inhalation spontanée sans risque de blessure par intubation ou trachéotomie, mais consomme beaucoup plus de gaz HP et peut introduire des artefacts de mouvement^34,35. Les appareils commerciaux à pistons sont auto-calibrés et faciles à utiliser prêts à l’emploi, mais peuvent être d’un coût prohibitif³⁶. L’approche basée sur la chute de pression utilisée ici est bien décrite dans la littérature, modulaire, personnalisable et exécutée par le code open source 37,38,39,40. De plus, il est rentable, totalisant généralement moins de 10 000 $ et quelques semaines de temps de construction dédié. Le ventilateur à chute de pression délivre ^{du 129}Xe à partir d’un sac de dose à l’intérieur d’un bidon pressurisé tout en surveillant la pression des voies respiratoires d’une souris intubée.

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Figure 1 : Vue d’ensemble du protocole de collecte systématique de l’imagerie par résonance magnétique (IRM) au xénon-129 (¹²⁹Xe) chez la souris. (A) Étapes de la configuration initiale. (Remarque : la programmation du scanner est unique à chaque fournisseur et n’est pas décrite dans ce protocole). (B) Étapes de collecte quotidienne des données d’assurance qualité (AQ) et des données sur les animaux. (C) Étapes pour la conclusion réussie de l’expérience et l’analyse des données. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Ici, nous recueillons et analysons les trois classes courantes de données d’IRM ¹²⁹Xe : la ventilation, l’imagerie pondérée en diffusion (taille de l’espace aérien alvéolaire) et les échanges gazeux. Les images de ventilation montrent la distribution du gaz ¹²⁹Xe inhalé. Les régions des poumons où le débit d’air est réduit apparaissent sombres sur les images de gaz HP, et la pathologie est quantifiée par le volume de ventilation défectueuse. Chez l’homme, le pourcentage de défauts de ventilation (VDP) a montré une forte répétabilité^41,42 et une sensibilité élevée à l’obstruction pulmonaire dans des maladies telles que la BPCO 43,44,45 et l’asthme ^46,47.

La diffusion restreinte des ¹²⁹atomes de Xe dans l’espace aérien peut être mesurée via le coefficient de diffusion apparent (ADC) et sert de substitut pour la taille de l’espace aérien. L’ADC est calculé en acquérant une image de référence (b₀) sans pondération de diffusion et une ou plusieurs images acquises en présence d’une pondération de diffusion induite par un gradient bipolaire (b_N). Un ADC élevé reflète une augmentation de la taille de l’espace aérien due au vieillissement ou au remodelage emphysémateux^18,48. De plus, l’utilisation de plusieurs images de valeur b (≥4) permet de calculer des informations morphométriques plus détaillées (par exemple, l’ordonnée à l’origine linéaire moyenne)^49,50.

Les échanges gazeux peuvent être caractérisés en raison de 1) la solubilité du ¹²⁹Xe dans le tissu de la membrane capillaire, le plasma et les globules rouges (globules rouges) et 2) le décalage chimique de >200 ppm du ¹²⁹Xe lorsqu’il est dissous dans ces compartiments. Les données spectroscopiques et d’imagerie donnent un aperçu des maladies cardiopulmonaires (p. ex., hypertension pulmonaire et insuffisance cardiaque gauche 51,52,53). Alors que de nombreuses espèces (humains, canidés et rats) présentent des pics spectraux uniques provenant de chaque compartiment, les souris n’ont pas de signal RBC unique en raison des différences dans les interactions entre les sites de liaison de l’hémoglobine et du xénon. Au lieu de cela, tous les composants dissous sont combinés en un seul signal chez la souris⁵⁴. Cependant, il est possible d’observer une résonance distincte des globules rouges chez les souris transgéniques exprimant de l’hémoglobine humaine, comme celles utilisées dans les modèles de drépanocytose⁵⁴. Dans l’ensemble, la spectroscopie et l’imagerie du ^{Xe 129}dissous fournissent des informations uniques sur la physiopathologie cardiopulmonaire chez la souris^55,56.

Avant d’essayer ce protocole, il est nécessaire de comprendre les informations de base sur l’IRM, la ventilation mécanique et les techniques de manipulation des souris requises pour les études sur les souris. Avant d’entreprendre des études sur des animaux, toutes les procédures doivent être approuvées par le comité local de protection et d’utilisation des animaux (IACUC)⁵⁷. Étant donné que le moment magnétique total disponible dans le poumon de la souris est intrinsèquement faible (c’est-à-dire un volume courant de ~250 μL), la taille du voxel doit être 1000 fois plus petite que chez l’homme pour obtenir une résolution anatomiquement équivalente. La fréquence respiratoire murine est également extrêmement rapide (>100 respirations/minute). En tant que telles, les procédures d’apnée unique généralement utilisées pour l’imagerie humaine ne sont pas réalisables. Au lieu de cela, seules quelques excitations RF peuvent être appliquées dans chaque respiration, de sorte que ¹²⁹images Xe doivent être encodées sur des dizaines à des centaines de respirations. La programmation par impulsions peut être nécessaire pour permettre le déclenchement externe des acquisitions et pour boucler correctement les coupes, les codages de phase et/ou les images pondérées en diffusion tout en équilibrant le rapport signal/bruit (SNR), la résolution et la durée de balayage. Ici, le ventilateur émet une impulsion logique transistor-transistor (TTL) une fois par respiration pour déclencher l’acquisition de données (Figure 2).

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Figure 2 : Ventilation mécanique représentative et synchronisation de l’acquisition des données. (A) La ventilation contrôlée par l’utilisateur peut déclencher l’acquisition de données à la fin de l’inspiration, pendant l’apnée ou à la fin de l’expiration. (B) Pour cette séquence de ventilation radiale 3D, l’utilisateur définit le nombre total de projections acquises et le nombre de projections par respiration. (C) Pour une image sélective en tranches et pondérée en diffusion 2D, l’utilisateur définit l’ordre des tranches, les images de valeur b et les codages de phase. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Pour permettre une ventilation fiable et une distribution de ¹²⁹Xe, des procédures de sédation et d’intubation robustes sont nécessaires. Pour chaque étude, les effets en aval de chaque anesthésique doivent être pris en compte, y compris les modifications de la ventilation minute, de la fréquence cardiaque (FC) et de la pression artérielle 58,59,60,61,62,63,64,65,66. Bien qu’une variété de sédatifs aient été utilisés pour l’IRM préclinique du gaz HP, nous utilisons un mélange de kétamine, de xylazine et d’acépromazine, en raison de sa disponibilité, de sa rentabilité, de sa fiabilité et de sa durée^67,68. Une fois sous sédation, les animaux doivent être intubés pour une ventilation mécanique efficace. L’intubation des souris est difficile en raison de la petite taille de leur anatomie, et il est donc important de s’entraîner minutieusement à cette technique. Nous encourageons les chercheurs à examiner les protocoles vidéo publiés^69,70. Étant donné que la plupart des canules d’intubation commerciales contiennent de l’acier inoxydable, nous introduisons une technique pour fabriquer des canules en forme de coin sans métal (c’est-à-dire compatibles avec l’IRM et les gaz HP) qui peuvent être personnalisées pour correspondre au diamètre des voies respiratoires afin de créer un joint étanche à l’air avec la paroi trachéale de la souris.

Étant donné que ¹²⁹images Xe sont collectées sur de nombreuses respirations, les réglages du ventilateur sont essentiels. Les stratégies de ventilation protectrice doivent être soigneusement envisagées pour prévenir les lésions pulmonaires 71,72,73,74. En particulier, l’utilisation d’un faible volume courant (TV), d’une pression expiratoire positive modérée (PEP) et de manœuvres de recrutement alvéolaire (RM) réduit le risque de lésions pulmonaires induites par la ventilation chez les patients humains et les modèles animaux 75,76,77,78,79,80,81. Ici, nous recommandons une technique simple qui est compatible avec la ventilation mécanique ¹²⁹Xe de perte de charge qui est protectrice et fournit une image ¹²⁹Xe SNR suffisante. Plus précisément, nous appliquons la PEP en ajoutant une valve PEP commerciale à la conduite d’expiration du ventilateur. Pour effectuer des MR, la conduite d’expiration doit être fermée de manière à ce que l’animal reçoive plusieurs inspirations sans expiration jusqu’à ce qu’une pression et une durée cibles soient atteintes.

Tout au long de l’étude, nous fournissons des paramètres de ventilation généraux, mais il est conseillé de consulter la littérature pour atteindre des objectifs d’étude spécifiques^82,83. En plus de surveiller la pression inspiratoire maximale pendant la ventilation mécanique, il est important de surveiller la température de l’animal, ce qui peut être fait à l’aide de méthodes standard de surveillance de la température chez la souris. Bien qu’elle ne soit pas nécessaire pour l’imagerie, la surveillance de la fréquence cardiaque par électrocardiogramme (ECG) peut être avantageuse ; L’ECG peut indiquer si un animal se réveille d’une sédation, s’il est en surdose ou s’il est en détresse, ce qui permet au chercheur d’intervenir.

Le protocole que nous décrivons est conçu pour collecter ¹²⁹données de ventilation radiale Xe^{3D 61}, des données pondérées en diffusion GRE^{2D 76} et des données d’échange de gaz de spectroscopie d’acquisition d’impulsions dynamiques. Ce protocole vise à combler le fossé entre la recherche préclinique dans de petits modèles animaux et le potentiel de l’IRM ¹²⁹Xe pour faire progresser notre compréhension des troubles pulmonaires.

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Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du centre médical de l’hôpital pour enfants de Cincinnati.

1. Préparation initiale du site

Créez et testez un fantôme de gaz ¹²⁹Xe polarisé thermiquement (Figure 3).
1. Procurez-vous un récipient en verre borosilicaté (~60 ml), une vanne à piston avec un joint torique d’étanchéité frontale et une tige en verre borosilicate broyée, tous évalués jusqu’à 150 psig. Assurez-vous qu’il n’y a pas de pièces magnétiques. Fixez un raccord à compression sur la tige en verre. Serrez pour obtenir un joint étanche au gaz.
2. Connectez le récipient à une pompe à vide et à un réservoir d’oxygène conformément à la figure 3A. Récipient à vide à une pression absolue inférieure à 100 mTorr.
3. Remplissez le récipient d’oxygène à la pression de 1,5 atm pour réduire le ¹²⁹Xe T₁ de > 30 min à ~2 s (à 7 T d’intensité de champ magnétique ; Pour un scanner de 9,4 T, utilisez de l’oxygène de 1,6 atm). Sceller le récipient.
  REMARQUE : Pour des intensités de champ plus élevées, une pression partielle d’oxygène un peu plus élevée sera nécessaire pour atteindre T₁≤ 2 s⁸⁴.
4. Remplissez un réservoir imperméable aux gaz avec 400 mL de xénon enrichi en isotopie (85 % ¹²⁹Xe).
  REMARQUE : L’abondance naturelle du xénon (26 % ¹²⁹Xe) peut également être utilisée, mais la réduction du signal devra être augmentée pour atténuer la réduction de ~3 fois du SNR.
5. Connectez le récipient au réservoir de ¹²⁹Xe. Tube sous vide à une pression absolue inférieure à 100 mTorr.
6. Remplissez un liquide de paillasse N₂ Dewar à bouche ouverte à ~90 %. Immerger le fond du récipient (~5 cm) dans de l’azote liquide pour condenser l’O₂ et créer un vide (figure 3B). Une fois immergé, ouvrez la vanne pour permettre à ¹²⁹Xe du réservoir de s’écouler dans le récipient (Figure 3C).
7. Scellez la soupape du piston en tirant lentement sur la tige jusqu’à ce que le trou d’entrée du piston soit tiré au-delà du joint torique. Immédiatement après que le trou ait dépassé le joint torique, serrez à la main pour sceller le récipient. Retirez le récipient de l’azote liquide et laissez-le décongeler.
  REMARQUE : Une fois décongelé, le récipient se pressurisera à ~4,5 atm (2 atm O₂ + 2,5 atm ¹²⁹Xe).
8. Protégez la verrerie (p. ex., insérez le récipient dans un contenant rembourré en polychlorure de vinyle (PVC), figure 3D).
  REMARQUE : S’il est correctement entretenu, le fantôme peut maintenir la pression pendant une décennie ou plus.
9. Mesurer le T₁ du fantôme (p. ex., à l’aide d’une séquence de récupération d’inversion spectroscopique). Confirmez T₁ < 2 s pour les scanners 7 T. Suivez le signal et T₁ dans le temps pour l’assurance qualité (QA).

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Figure 3 : Création d’un fantôme de gaz ¹²⁹Xe polarisé thermiquement guidé par le protocole détaillé à l’étape 1.1. Les pressions partielles O₂ et ¹²⁹Xe peuvent être modifiées pour personnaliser le T₁ afin d’obtenir des fois ¹²⁹Xe T₁ et une intensité de signal appropriée à une intensité de champ donnée^{de 84}. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Effectuez l’assurance qualité avec le fantôme de gaz polarisé thermiquement (Tableau 1 et Figure 4).
1. Placez la bobine ¹²⁹Xe à l’isocentre de l’aimant et centrez le fantôme de gaz ¹²⁹Xe à l’intérieur de la bobine. Dans une seule séquence d’impulsion et d’acquisition (« impulsion unique »), réglez la fréquence de travail pour qu’elle corresponde à la fréquence de gaz approximative ^{de 129}Xe dans le fantôme (~83,07 MHz à 7T).
2. Centrez les fréquences d’acquisition et d’excitation sur la fréquence ¹²⁹Xe Larmor, et utilisez cette fréquence pour tous les scans d’étalonnage et de contrôle qualité ¹²⁹Xe. Voir le tableau 1 pour les paramètres expérimentaux de tous les balayages d’assurance qualité. Vérifiez que le fantôme est centré à l’aide d’un radiophare d’alignement de piste fantôme (Figure 4A).
3. Effectuez une expérience de nutation pour calibrer l’angle de retournement : En supposant que le SNR est suffisant, utilisez des impulsions RF simples avec un espacement du temps de répétition (TR) > 5 x T₁. Pour chaque acquisition, augmentez progressivement la puissance RF jusqu’à ce que le signal s’annule et commence à s’inverser. La norme utilisée ici est la suivante : nombre d’impulsions = 65 ; TR = 10 s ; durée d’impulsion = 125 μs ; Puissance RF = 1-13,8 W, incrémentée de 0,2 W
4. Transformée de Fourier et mise en phase du premier spectre (c’est-à-dire le spectre acquis avec la puissance RF la plus faible). Appliquez la même mise en phase pour tous les spectres. Tracez les spectres réels en fonction de la puissance de l’impulsion RF (Figure 4B).
5. La puissance qui produit un pic nul (c’est-à-dire une hauteur de crête minimale) correspond à l’angle de retournement de 180°. Obtenez un angle de retournement de 90° en utilisant la même puissance à la moitié de la longueur d’impulsion nécessaire pour produire l’angle de retournement de 180°. En supposant que le logiciel du scanner le permette, réglez cette puissance de référence de 90° et cette longueur d’impulsion pour la mise à l’échelle ultérieure de l’angle de retournement.
6. Utilisez une seule impulsion pour caler en minimisant la largeur totale à la moitié maximum du spectre ¹²⁹Xe (TR ~ 1 s). Si nécessaire, recentrez la fréquence après le calage. Enregistrez la demi-largeur max.
7. Exécutez l’analyse QA ¹²⁹Xe (Tableau 1 et Figure 4C). Enregistrez les données d’assurance qualité : SNR, signal fantôme moyen et écart-type du bruit.

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Figure 4 : Assurance qualité pré-balayage. (A) Un localisateur fantôme coronal GRE 2D basse résolution garantit que le fantôme est centré dans l’aimant. (B) Une expérience de nutation pour régler une impulsion de 90° montre un pic nul à l’impulsion de 180°. (C) Après avoir localisé et calibré l’angle de retournement, acquérez une image 2D GRE QA de plus haute résolution. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Nom abrégé du protocole	Description de la séquence	TR (ms)	TE (ms)	Moyennes / Répétitions	Angle de retournement (°)	Taille de la matrice ou N_pts	Champ de vision (mm²)	RF BW (kHz)	Épaisseur de la tranche / de la dalle (mm)	Durée de l’analyse
Impulsion unique	Acquisition d’impulsions	1000		1 / 1	60	2048		10		1 s
Alignement de piste fantôme	GRE 2D	200	3.7	20 / 1	48	60 × 32	120 × 48	3	60	2 min
Calibrage de l’angle de retournement	Acquisition d’impulsions	7000		1 / 65	20	2048		5.12		Durée : 7,5 minutes
¹²⁹Xe QA	GRE 2D	5000	3.3	8 / 1	90	32²	32²	3	40	Durée : 21 minutes

Tableau 1 : Paramètres de séquence d’assurance qualité de l’étalonnage fantôme. TR = temps de répétition, TE = temps d’écho, N_pts = nombre de points, FOV = champ de vision, BW = bande passante. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Polarisation plane (Figure 5A, B).
1. Sélectionner le volume ^{polarisé 129}Xe et le temps d’accumulation : 400 mL en 15 min sont optimaux pour ce protocole (Figure 5) mais peuvent facilement être ajustés pour d’autres applications et équipements.
2. En supposant un volume mort connu à l’intérieur de l’hyperpolariseur (p. ex., _{V vol mort} = 80 mL), calculez le débit (F_Xe en SLM) pour un volume distribué V_souhaité, une fraction de gaz de ¹²⁹Xe f et un temps d’accumulation t_selon :
  (1)
  REMARQUE : Bien que des temps de production plus longs permettent généralement d’obtenir une polarisation plus élevée, ils peuvent ne pas être pratiques pour l’imagerie in vivo. Utilisez un modèle approprié pour l’hyperpolariseur 85,86,87,88 afin de déterminer un débit qui équilibrera le temps de production et la polarisation. Ici, le modèle de J. W. Plummer et ^al.89 (figure 5A) a été utilisé. Cela s’applique aux polariseurs à flux continu et ne s’applique pas aux hyperpolariseurs à flux arrêté⁹⁰.
3. Polarisez le gaz en fonction de ces paramètres, mesurez la polarisation avec un appareil commercial ou de construction amateur et comparez-la à la polarisation prédite pour l’assurance qualité.
4. Mesurez la perte de polarisation pendant le transport. Si la polarisation diminue suffisamment (par exemple, >10 %), construisez une mallette de transport magnétique pour protéger la polarisation pendant le transport. Voir le Fichier supplémentaire 1 : Gestion de la polarisation pendant le transport et la Figure supplémentaire 1.

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Figure 5 : Gestion de la polarisation. (A) La polarisation et le volume produit sont fonction du temps d’accumulation et du débit. Un sac de gaz de 400 ml fournit une polarisation initiale élevée (~35 %) sur 20 min. Bien que l’utilisation de 1 L de gaz puisse sembler attrayante, il aura une polarisation initiale plus faible (~20 %). (B) Après ~15 minutes de ventilation, un lot de 1 litre de HP ¹²⁹Xe s’épuiserait à <10 % de polarisation tandis que 600 mL de gaz resterait¹¹⁶. Ainsi, l’utilisation de plusieurs sacs de 400 ml de ¹²⁹Xe maintient une polarisation moyenne plus élevée. C) Les endroits où le champ primaire et le champ de blindage actif se croisent (boîte rouge à la position (N, N, N)) peuvent provoquer un relâchement rapide de HP ¹²⁹Xe. La caractérisation du champ de franges de l’aimant permet d’identifier les zones de sécurité où les réservoirs de HP ¹²⁹Xe peuvent être placés sans relâchement rapide (boîte verte à la position (0,0,n)). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Dossier supplémentaire 1 : Gestion de la polarisation pendant le transport. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Mesurez le T₁ dépendant de la position de HP ¹²⁹Xe dans le champ de franges (Figure 5C).
1. Créez des points de référence avec des distances et des positions connues par rapport à l’isocentre de l’aimant le long des dimensions X, Y et Z. Étiquetez l’isocentre et étiquetez les autres positions n à N. Le nombre de postes à examiner dépendra de l’espace disponible.
2. Hyperpolarisez un petit volume de ¹²⁹Xe (~250 mL) et transportez-le vers la salle de contrôle de l’IRM. Remplissez une grande seringue (50-100 ml) avec ^{du 129}Xe et placez-la à l’isocentre de l’aimant (position 1 sur la figure 5C). Jouez une impulsion d’angle de retournement de ~1° pour mesurer le signal.
3. Laissez la seringue en position pendant ~10 min, puis acquérez un autre spectre. Remesurez le signal toutes les 10 minutes jusqu’à ce qu’il ait décroît d’au moins 1 T₁ (c’est-à-dire que le signal a décroît à ~1/3 de sa valeur initiale).
4. Démarrez une nouvelle expérience T₁ avec une nouvelle seringue de ¹²⁹Xe en répétant l’étape 1.4.2.
5. Déplacez la seringue dans une nouvelle position (par exemple, position n sur la figure 5C) et laissez-la là pendant 10 min. Remettez la seringue dans l’isocentre pour acquérir un spectre d’angle de retournement supplémentaire de ~1°.
6. Répétez ce processus : déplacez la seringue en position n, attendez 10 min, remettez-la à l’isocentre et remesurez le signal jusqu’à ce qu’il ait diminué d’au moins 1 T₁.
7. Répétez les étapes 1.4.4 à 1.4.6 pour les positions de référence restantes couvrant les directions X, Y et Z.
8. Le signal initial (S₀) décroîtra de manière monoexponentielle sur n impulsions RF avec un angle de retournement θ . Ajustez le signal (S) en fonction du temps (t) dans le champ de franges pour calculer le T₁ dans chaque position :
  (2)
9. Identifier une position avec suffisamment de T₁ (>20 min) pour le placement du réservoir ¹²⁹Xe.
Créez des canules d’intubation sans métal (Figure 6).
1. Procurez-vous deux cathéters veineux à demeure en polytétrafluoroéthylène (PTFE) avec connecteurs Luer. Jetez les aiguilles dans un contenant d’élimination des objets tranchants.
  REMARQUE : Pour les souris >25 g, utilisez des cathéters de 18 g et 20 g. Pour les petits animaux, utilisez des cathéters de 20 G et 22 G.
2. Coupez le connecteur Luer des cathéters. Insérez le plus petit cathéter dans l’extrémité supérieure du plus grand cathéter pour créer une canule plus effilée et plus longue. Coupez la canule composite à ~4,6 cm avec une extrémité biseautée, sans compter la base Luer (Figure 6A, B).
3. Coupez l’extrémité la plus large d’une pointe de pipette de 200 μL sur une longueur de ~2,6 cm (Figure 6C).
4. Enduire l’intérieur de la pointe de la pipette d’un lubrifiant général pour démoulage de moule. Utilisez une autre pointe de pipette insérée à l’intérieur pour répartir finement le lubrifiant. Remplissez l’embout de la pipette avec de l’époxy de pâte de vulcanisation de silicone acétoxy (Figure 6D, E).
5. Branchez la canule avec un fil 22 G s’étendant des deux extrémités. Faites passer le tube de la canule à travers du silicone dans la pointe de la pipette. Étendez le tube de ~7 mm au-delà de l’extrémité de la pointe de la pipette (Figure 6F, G).
6. Faites glisser le tube de la canule sur le côté le plus large de la pointe de la pipette à travers un connecteur Luer mâle en plastique, en collant les pièces ensemble avec l’époxy. Tronçonner le tube qui dépasse du connecteur Luer (Figure 6H).
7. Attendez que l’époxy sèche (>24 h), puis retirez délicatement la canule d’intubation en silicone du moule de la pointe de la pipette. Retirez le fil de la canule en vous assurant que le tube n’a pas été obstrué (Figure 6I).
8. Pour fabriquer une poignée pour une intubation facile, connectez le tube (1/16 » ou 1/8 ») à un connecteur Luer femelle. Lorsque vous êtes prêt pour l’intubation, connectez ce connecteur Luer femelle à la canule d’intubation Luer mâle. Cette pièce peut être facilement détachée après l’intubation (Figure 6J).
9. Désinfecter avant chaque utilisation sur les animaux : essuyer l’extérieur de la canule avec de l’alcool à 70 %. Essuyez le fil de 20 g avec du désinfectant, puis faites passer le fil dans la canule pour désinfecter l’intérieur et éviter tout blocage.

figure-protocol-6
Figure 6 : Création de canules d’intubation de souris compatibles avec l’IRM et le HP ¹²⁹Xe Ces canules sont constituées de cathéters veineux, d’embouts de pipette et d’un scellant au silicone, comme décrit à l’étape 1.5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Collecte quotidienne des données

REMARQUE : Voir le Fichier supplémentaire 2 : Liste de contrôle de l’assurance qualité pour l’examen préclinique.

Dossier supplémentaire 2 : Liste de contrôle de l’assurance qualité pour l’examen préclinique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Contrôle quotidien complet de la qualité du scanner et configuration du ventilateur (Figure 4).
1. Avec les fantômes, exécutez les protocoles d’assurance qualité sur le scanner (voir le Tableau 1 pour les paramètres de balayage de l’assurance qualité et l’étape 1.2 pour les étapes quotidiennes de contrôle de la qualité).
2. Calibrer le ventilateur selon la méthode de J. Nouls et ^al.38. Voir le Fichier supplémentaire 3 : Étalonnage du ventilateur, la Figure supplémentaire 2 et la Figure supplémentaire 3.
3. Réglez les paramètres du ventilateur pour l’imagerie à la fin de l’inspiration (Tableau 2). Placez le lit d’animal sur le support du scanner et le module de survie (c’est-à-dire les pièces mécaniques du ventilateur) sur la table à côté du scanner.
4. Activez le système de chauffage des animaux spécifique au site. Réglez un appareil de chauffage à 35,5 - 40 °C, allumez la circulation de l’air et placez le tuyau d’air à moins de ~5" de l’endroit où la tête de l’animal reposera pour préchauffer l’alésage du scanner.

Réglage de la ventilation	Recommandation pour l’IRM HP ¹²⁹Xe	Notes
Volume courant (TV)	8 à 10 ml/kg de poids corporel idéal	Télévision modérée ; un faible taux de production de la télévision nécessite un débit plus élevé, ce qui peut provoquer des artefacts de mouvement dans les images
Pression expiratoire positive en fin d’expiration (PEP)	2–6 cmH₂O
Fréquence respiratoire (BR)	80 à 120 br/min
Manœuvres de recrutement (MR)	~35 cmH₂O pendant 6 s toutes les 5 min
Durée de la ventilation ; Position	< 6 h ; Couchée	Couché sur le dos pour mieux voir les mouvements de la poitrine
Fraction d’oxygène inspiré (F_IO₂)	0.3–0.5	Prévenir l’hypoxie chez les souris anesthésiées
Rapport inspiratoire/expiratoire (I :E)	1:2–1:4
Inspiratoire à la durée totale du cycle	0.2–0.4
Ventilation minute	≥0,57 mL·^g-1·^min-1
Nos normes :
BR = 80 br/min, durée de l’inspiration = 200 ms, F_IO₂ = 0,3
Imagerie à la fin de l’inspiration : apnée = 200 ms, délai de déclenchement = 200 ms après le début de l’inspiration
Imagerie pendant l’apnée : apnée = 250 ms, délai de déclenchement = 250 ms après le début de l’inspiration
Imagerie à la fin de l’expiration : apnée = 200 ms, délai de déclenchement = 650 ms après le début de l’inspiration

Tableau 2 : Réglages recommandés du ventilateur pour l’imagerie ¹²⁹Xe. Les paramètres peuvent être ajustés en fonction d’objectifs d’étude spécifiques et de conditions expérimentales 117,118,119,120,121,122,123,124. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Dossier supplémentaire 3 : Étalonnage du ventilateur. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Calmer et intuber l’animal.
1. Allumez l’incubateur à 27,7 °C et/ou le coussin chauffant électrique à 37,7 °C. Mesurer et consigner la masse corporelle de l’animal. Calculer la dose de sédatif en fonction de la masse. Voir le tableau 3 pour un schéma posologique typique.
2. Injectez le sédatif par voie intrapéritonéale. Notez le moment de l’injection et réglez la minuterie pour la prochaine dose de sédatif.
  REMARQUE : Effectuez les étapes restantes de la section 2 (Collecte quotidienne des données) le plus rapidement possible afin de réduire au minimum le temps sous sédation et le risque de surdose.
3. Appliquez du lubrifiant pour les yeux de l’animal et placez-le dans une cage sur le coussin chauffant ou dans un incubateur pour prévenir l’hypothermie.
4. Confirmez que l’animal est complètement sous sédatif en effectuant un test de pincement des orteils 10 à 15 minutes après l’injection de sédatif⁶⁸. Intuber en suivant les procédures décrites dans Das et ^al.69.
  REMARQUE : L’article de Das et ^al.69 est accompagné d’une démonstration vidéo complète de la technique. Les étapes sont les suivantes :
5. Suspendez l’animal en décubitus dorsal par les dents sur une planche inclinée. Utilisez un abaisse-langue pour rongeur pour retirer la langue.
6. Pour vous assurer que les cordes vocales sont visibles, fournissez une lumière blanche via un câble à fibre optique à l’intérieur de la canule d’intubation ou une lumière vive placée à l’extérieur de la gorge. Insérez la canule à moins de 5 mm au-delà des cordes vocales.
7. Assurez-vous que la canule se trouve dans la trachée, et non dans l’œsophage, en la connectant à un morceau de tube avec une petite goutte d’eau à l’intérieur. Si la gouttelette d’eau se déplace au rythme de la respiration de l’animal, le positionnement est probablement correct.

Agent	Dose	Route	Durée	Commentaires
Agents inhalés
L’isoflurane	Induction : 4 % à 5 % Entretien : 1 %– 3 % ou à effet	Inhalé	Pendant l’écoulement continu	• Nécessite l’utilisation d’un vaporisateur calibré
Agents injectables
Recommandé : Kétamine + xylazine + acépromazine	90 + 9 + 3 mg/kg	Intrapéritonéale	De 20 à 60 minutes	• Crée une susceptibilité à l’hypothermie
				• Pour des doses répétées, il est recommandé de passer à un mélange de kétamine + xylazine pour éviter un surdosage
				• Provoque des secousses à mesure qu’il s’estompe. Pour l’imagerie, respectez strictement le schéma posologique
				• Peut provoquer une bradycardie
Kétamine + xylazine	90 + 9 mg/kg	Intrapéritonéale	De 20 à 40 minutes	• Voir ci-dessus (Kétamine + xylazine + acépromazine)
Pentobarbital	50 à 70 mg/kg	Intrapéritonéale	De 20 à 60 minutes	• Diminue la fréquence respiratoire et les mouvements
				• Les dépenses peuvent être prohibitives
				• La qualité pharmaceutique peut ne pas être disponible
Avis de non-responsabilité : Il s’agit de directives générales. Consultez un vétérinaire pour plus d’informations avant la mise en œuvre.

Tableau 3 : Formulaire d’anesthésiques courants pour les souris. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Aérer l’animal (tableau 2).
1. Fixez l’animal au ventilateur à l’aide du connecteur Luer sur la canule d’intubation. Surveiller le mouvement diaphragmatique et la pression inspiratoire maximale (~10-12 cm H₂O pour un volume courant de 10 mL/kg de poids corporel). Si la pression ou le mouvement respiratoire est anormal, ajustez soigneusement l’angle du cou et la profondeur de la canule au besoin.
2. Assurez-vous que la canule d’intubation est hermétique en effectuant une manœuvre de recrutement : évitez l’expiration (p. ex., avec un doigt, bloquez l’orifice d’expiration) de sorte que l’animal inspire plusieurs fois sans expirer.
  REMARQUE : Si la pression des voies respiratoires atteint 35 cmH₂O pression inspiratoire de crête sur ~6 s, l’étanchéité des voies respiratoires est suffisamment étanche. Si ce n’est pas le cas, consultez la discussion pour le dépannage.
3. Laissez l’expiration normale reprendre. Effectuez des manœuvres de recrutement entre les examens et toutes les ~5 minutes lorsqu’il n’y a pas d’examen pour maintenir la compliance pulmonaire et prévenir l’atélectasie. Connectez la valve PEP à la conduite d’expiration. Réglez la PEP sur 4 cmH₂O. Regardez la pression inspiratoire maximale augmenter de cette quantité.
4. Une fois l’intubation réussie, planifiez et initialisez la production de HP ¹²⁹Xe autour du calendrier de redose de sédatif pour éviter que l’animal ne se réveille pendant un examen. Surveillez la température corporelle tout au long de l’expérience.
Acquisition de données : Collectez des images de ventilation.
REMARQUE : Les étapes d’acquisition de données 2.4, 2.5 et 2.6 peuvent être effectuées dans n’importe quel ordre
1. Réglez le ventilateur conformément au tableau 2 pour l’imagerie à la fin de l’inspiration.
2. Chargez les protocoles de configuration suivants : localisateur d’animal à protons, impulsion unique pour centrer la fréquence du gaz dans les poumons de la souris et localiseur d’animal ¹²⁹Xe. Voir le Tableau 4 pour les paramètres de balayage.
3. Positionnez l’animal à l’isocentre et confirmez que la cavité thoracique est au centre du champ de vision avec localisation du proton. Si vous utilisez des bobines à fréquence unique, remplacez la bobine de protons par une bobine RF ¹²⁹Xe.
4. Enregistrez la polarisation ^{Xe 129}et transportez-la vers le scanner IRM. Voir le Dossier supplémentaire 4 : Liste de contrôle de l’assurance qualité de la polarisation au xénon.
5. Placez un sac de ¹²⁹Xe dans le bidon du ventilateur et fermez-le. Connectez la cartouche dans l’alignement du ventilateur et laissez la cartouche se pressuriser (3 - 6 psig).
6. Amorcer la ventilation mécanique ¹²⁹Xe. Chaque fois que la ventilation ¹²⁹Xe est activée, laissez l’animal effectuer ~5 respirations avant de commencer un balayage pour retourner la capacité résiduelle fonctionnelle des poumons.
  REMARQUE : Passez au mélange N₂ / O₂ entre ¹²⁹balayages Xe pour économiser le gaz hyperpolarisé.
7. À l’aide d’une seule impulsion, ajustez la fréquence de travail pour qu’elle corresponde à la fréquence de résonance in vivo du gaz ¹²⁹Xe (~83,07 MHz à 7 T). Copiez la fréquence pour tous les balayages ultérieurs de la phase ^{gazeuse 129}Xe. Effectuez la localisation ^{de 129}Xe pour confirmer que les poumons sont isocentriques.
8. Chargez et exécutez la séquence de ventilation radiale ¹²⁹Xe. Surveillez la pression inspiratoire maximale.
  REMARQUE : Si le gaz ¹²⁹Xe s’épuise avant la fin du protocole, la pression inspiratoire maximale diminuera rapidement. Un sac de 400 mL de ¹²⁹Xe peut ventiler une souris de 30 g pendant ~24 min lorsqu’il est ventilé avec 70 % de ¹²⁹Xe à 80 respirations par minute avec un volume courant de 10 mL/kg de poids corporel idéal.
9. Une fois le balayage terminé, passez à la ventilation avec le_{mélange N2}/O₂et retirez le sac vide de ¹²⁹Xe.
10. Pour l’imagerie à la fin de l’expiration, modifiez la durée de l’apnée et le délai de déclenchement conformément au tableau 2 et répétez les étapes 2.4.2 à 2.4.9.
11. Exportez les données brutes du scanner.

Nom abrégé du protocole	Description de la séquence	Gâchette	TR (ms)	TE (ms)	Répétitions	Angle de retournement (°)	Taille de la matrice ou N_pts	Champ de vision (mm²)	RF BW (kHz)	Épaisseur de la tranche/dalle (mm)	Durée de l’analyse
Impulsion unique	Acquisition d’impulsions (phase gazeuse)	Optionnel	1000		1	60	2048		10		1 s
Localisateur d’animaux	GRE 2D	Oui	50	1.7	1	60	64²	32²	3	25	Années 60
Ventilation radiale	3D multi-écho radial	Oui	20	Voir la légende	1	30	61³	22³	32.05	30	Durée : 16 minutes
Impulsion unique en phase dissoute	Acquisition d’impulsions (phase dissoute)	Non	80		1	90	512		10.35		80 ms
Spécification dynamique de la phase dissoute.	Acquisition d’impulsions (phase dissoute)	Non	50		1000	90	512		10.5		Années 50
Pondéré en diffusion	GRE 2D	Oui	12.2	8.1	4	45	64²	32²	3	1.5	Durée : 18 minutes

Tableau 4 : Paramètres de séquence in vivo . La séquence de ventilation radiale multi-échos 3D décrite précédemment³⁹ permet d’acquérir des images à 6 temps d’écho. Les résultats sont présentés pour la première image d’écho (TE = 1,12 ms, figure 7). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Fichier supplémentaire 4 : Liste de contrôle de l’assurance qualité de la polarisation au xénon. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Acquisition de données : Exécution de la spectroscopie dynamique en phase dissoute.
1. Réglez le ventilateur conformément au tableau 2 pour l’imagerie pendant l’apnée. Réglez le BR sur 100 respirations/min. Préparez-vous à un nouveau sac de ¹²⁹Xe comme aux étapes 2.4.2 à 2.4.5.
2. Amorcer la ventilation mécanique ¹²⁹Xe. Chargez et exécutez une seule impulsion pour ajuster la fréquence de travail en fonction de la fréquence dissoute (~83,084 MHz à 7 T). Copiez la fréquence de travail dans la spectroscopie dynamique en phase dissoute.
  REMARQUE : Il s’agira d’un pic unique chez les souris avec une hémoglobine⁵⁴ de type sauvage.
3. Chargez et exécutez la séquence de spectroscopie dynamique centrée sur la fréquence dissoute dans les poumons des animaux. Une fois le balayage terminé, passez à la ventilation avec le_{mélange N2}/O₂ et retirez le sac vide de ¹²⁹Xe. Exportez les données brutes du scanner.
Acquisition de données : Collectez des images pondérées en fonction de la diffusion.
1. Réglez le ventilateur conformément au tableau 2 pour l’imagerie pendant l’apnée. Préparez-vous à un nouveau sac de ¹²⁹Xe comme aux étapes 2.4.2 à 2.4.7.
2. Chargez et exécutez la séquence pondérée en diffusion. Une fois le balayage terminé, passez à la ventilation avec le_{mélange N2}/O₂ et retirez le sac vide de ¹²⁹Xe. Exportez les données brutes du scanner.

3. Conclusion de l’expérience

Récupérer l’animal.
1. Tirez la canule d’intubation tout droit hors de la bouche de l’animal. Si l’animal ne commence pas immédiatement à respirer spontanément, administrez de légères compressions thoraciques. Si possible, administrez un léger flux d’oxygène de qualité médicale près du visage de l’animal pour favoriser la récupération de la sédation.
2. Une fois que l’animal respire régulièrement par lui-même et s’il a été sous sédation pendant >2 h, administrez 0,5 à 1 mL de solution saline normale par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation.
3. Remettez l’animal seul dans une cage. Placez la cage dans un incubateur ou sur un coussin chauffant.
  REMARQUE : Les animaux sous sédation sont vulnérables au cannibalisme et ne peuvent pas être placés dans une cage avec leurs compagnons de cage jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis (c.-à-d. qu’ils se déplacent de manière indépendante). Les animaux sous sédation ne peuvent pas réguler leur température corporelle. Utilisez le dos de la main pour sentir la température de l’animal toutes les quelques minutes.
4. Surveillez de près l’animal jusqu’à ce que son réflexe de redressement soit de retour (c.-à-d. qu’il peut passer indépendamment d’une position couchée à une position couchée).
5. Retirez l’animal du support thermique une fois qu’il peut se déplacer indépendamment. Remettez l’animal dans une cage avec ses compagnons de cage.
  REMARQUE : si l’animal n’a pas de compagnon de cage, il est plus sensible à l’hypothermie induite par la sédation. Fournissez à l’animal une litière supplémentaire et, si possible, laissez-le dans un incubateur pendant la nuit.
6. Notez le poids de l’animal une fois par semaine pendant 2 semaines pour surveiller sa santé.
  REMARQUE : Si l’animal a subi une blessure à la bouche ou à l’œsophage lors de l’intubation, il peut cesser de manger. Si l’animal perd >20 % de son poids corporel initial, consultez un vétérinaire au sujet de l’euthanasie.
Analysez les images de ventilation (Figure 7).
1. Chargez des données brutes dans une plate-forme de programmation. Téléchargez le cadre de reconstruction open-source pour les images non cartésiennes⁹¹.
2. Reconstruisez les images selon les instructions du cadre open source. Normaliser le premier point sur chaque projection radiale³⁹.
3. Segmentez le parenchyme pulmonaire dans les images, y compris les voxels avec un signal ¹²⁹Xe faible ou nul. N’incluez pas les grandes voies respiratoires. Segmentez le bruit de fond dans l’image, à l’exclusion des poumons, des voies respiratoires et des artefacts d’imagerie.
  REMARQUE : L’image du localisateur de protons peut aider à déterminer les limites parenchymateuses.
4. Calculez le SNR à l’aide de la formule :
  (3)
5. Quantifier la ventilation défectueuse.
  REMARQUE : Diverses méthodes ont été proposées pour quantifier la ventilation déficiente dans des modèles de petits animaux. Les méthodes d’analyse restent un domaine de recherche ouvert, mais les approches faciles à mettre en œuvre comprennent : (i) la segmentation manuelle semi-quantitative⁹², (ii) l’approche histogramme utilisant le signal de la trachée pour normaliser le signal parenchymateux⁴⁷, et (iii) la segmentation du volume pulmonaire total (TLV) et la définition d’un seuil de signal (par exemple, <60 % de la moyenne pulmonaire totale) pour diviser les poumons en volume défectueux et volume pulmonaire ventilé (VV). Quantifier VDP^93,94 en fonction de :
  (4)
Analysez la spectroscopie dynamique en phase dissoute (Figure 8).
1. Chargez des données brutes dans une plate-forme de programmation. Effectuez une transformée de Fourier rapide et phasez les spectres (une mise en phase manuelle simultanée des spectres d’ordre zéro est suffisante pour cette application).
2. Calculez les données standard de résonance magnétique nucléaire (RMN)^95,96 : SNR, demi-max pleine largeur, aire intégrée, décalage chimique et phase des deux pics.
3. À partir des données de magnitude, divisez l’amplitude du signal du spectre dissous par celle du spectre des gaz pour chaque répétition afin de déterminer le rapport dissous/gaz au fil du temps.
Analysez les images pondérées en fonction de la diffusion (Figure 9).
1. Chargez des données brutes dans une plate-forme de programmation. Segmentez le parenchyme pulmonaire de l’image b₀ comme à l’étape 3.2.3. Calculez le SNR pour chaque image de valeur b.
2. Calculez le rapport valeur/bruit du signal, SVNR_0, en divisant le signal dans chaque voxel de l’image b₀ par l’écart-type du bruit de l’image. Excluez les voxels avec SVNR₀ < 2,5 fois le bruit de l’image⁹⁷.
  REMARQUE : Le SVNR₀est une métrique de voxel individuel, tandis que le SNR parenchymateux est une métrique de l’ensemble du poumon.
3. Calculer l’ADC en ajustant la décroissance du signal sur les valeurs b (b_i) conformément à l’équation 5^98,99 :
  (5)

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Résultats

Ventilation Images

Si les procédures de préparation des animaux et de ventilation sont correctement mises en œuvre, l’imagerie radiale 3D peut capturer avec succès les modèles de ventilation lorsque l’acquisition des données est effectuée à l’inspiration ou à l’expiration (Figure 7). Bien que ces images soient recueillies sur de nombreuses respirations, la méthode décrite ici est similaire à la méthode d’imagerie d’une seule respiration utilisée c...

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Discussion

L’IRM hyperpolarisée ¹²⁹Xe est en train de devenir une technique sophistiquée et puissante pour étudier la microstructure et la fonction pulmonaires dans des modèles de petits animaux. Ce protocole a pour but de guider la préparation initiale du site et de décrire les procédures expérimentales nécessaires pour quantifier la ventilation, la diffusion et l’échange gazeux dans les poumons de souris avec HP ¹²⁹Xe. Les principales conditions préalables aux expériences co...

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Déclarations de divulgation

Peter Niedbalski est consultant pour Polarean Imaging, Plc.

Remerciements

Les auteurs expriment leur sincère gratitude à Jerry Dalke pour avoir été un phare dans la construction de ventilateurs. Nous tenons à remercier Carter McMaster pour le brassage du gaz HP ¹²⁹Xe. Nous tenons également à remercier le Dr Matthew Willmering et le Dr Juan Parra-Robles pour leurs discussions scientifiques stimulantes. Figurines créées avec BioRender.com. Ce travail a été financé par les National Institutes of Health (subventions n° : NHLBI R01HL143011, R01HL151588)

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1 mL seringue	fisher scientific	N° de catalogue 14-955-464	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955464
10 mL cylindre gradué	Cole-Parmer	; UX-34502-69	https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-essentials-graduated-cylinder-glass-hexagonal-base-10-ml-2-pk/3450269?PubID=UX&persist=true&ip=no& ; gad_source=1& gclid=CjwKCAi A6KWvBhAREiwAFPZM7h3do -ssjascARuVviKd7V7kC5ztdIB6 _70DnMr-K3qk9RKeJ7-IrhoCeT 0QAvD_BwE
18 G - cathéters PFTE veineux (non stériles)	Terumo Surflo	SROX1832CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-18-x-1-25inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ shopping& gad_source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 4oTvZkAgWQCda6ocVtQlulVrG 2536FNbu5soMVSFN8xK_g1Uh pXIRoCGwoQAvD_BwE
20 G - cathéters PFTE veineux (non stériles)	Terumo Surflo	SROX2051CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-20-x-2inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source =google& utm_medium=google_ shopping& gad_source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 87ggCkgToD_XF_UgpQBTpmN dgSNfCml6TkDKlW8k27Dq_daR itPuhoCnBQQAvD_BwE
22 G - cathéters veineux PFTE (non stériles)	Terumo Surflo	SROX2225CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-22-x-1inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ shopping& gad_source=1& gclid =CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEso W9IM6mpee6m7e-lBfR8dZhSN KYbMUs7qgEU4gYCRTW_rJAs W_lGkthoCm30QAvD_BwE
400 mL sacs tedlar	Jensen Inert Products	GST-001S-3507TJC	NA
60 mL	seringue fisher scientifique	N° de catalogue 14-955-461	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955461
70 % d’alcool	Cole-Parmer	UX-80024-34	https://www.coleparmer.com/i/labchem-isopropyl-alcohol-70-v-v-500-ml/8002434?PubID=UX&persist=true&ip= non& gad_source=1& gclid=CjwKC AiA6KWvBhAREiwAFPZM7gGh p8g7MBHBBKadaRCAwfEMgV gna5fhYRsuXIuqoqOiToCC4fem nhoCGMEQAvD_BwE
Dewar pour azote liquide	Terra Universal	4LDB	https://www.laboratory-equipment.com/tw-4ldb-liquid-nitrogen-dewar-ic-biomedical.html?srsltid=AfmBOooxwMtOA1Z2TweR P8V5Iy5EvYT3alZuzoiY 3UF3Ib9RgFnDxVTfWP0
Lubrifiant pour les yeux	Refresh ;	ACTUALISER L’APRÈS-MIDI	https://www.refreshbrand.com/Products/refresh-pm
Lampe à fibre optique	AmScope	HL250-AY	https://amscope.com/products/hl250-ay?tw_source=google & tw_adid=& tw_campaign= 16705014684& gad_source= 1& gclid=CjwKCAiA6KWvBhA REiwAFPZM7p-DpyvHJaGxR pAD1385hzGf1oPdKHHLFDR Sp8yrtxry11SNJeJnKxoCtAoQ AvD_BwE
Gaussmètre	Apex Magnets	GMHT201	https://www.apexmagnets.com/magnets/accessories/ht-digital-gaussmeter-with-peak-hold-can-display-gauss-or-tesla
Récipient en verre (fantôme)	Ace Glass	8648-24	https://aceglass.com/results.php?t=8648-24&t=8648-24
Coussin chauffant	Office Depot	9206211 ; ;	Pure Enrichment Coussin chauffant PureRelief Express Designer Series 12 x 15 Palm Aqua - Office Depot
Hyperpolariseur	Polarean	9820	https://polarean.com/xenon-mri-platform/
Carte d’intubation	Hallowell EMC	000A3467	https://hallowell.com/product/rodent-tilting-workstand/
Fournitures d’intubation	Liste des pièces détachées publiée ailleurs	NA	https://app.jove.com/t/50318/a-simple-method-of-mouse-lung-intubation
Cylindre de xénon enrichi en isotopie	Isotopes de Linde ;	XE-129(1 %)N2(10 %)HE CGMP 302SZ	NA
Azote liquide	Linde	NI LC160-22	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_liquid _lc160_22_psi_ni_lc160_22 /ni-lc160-22 ?cat_id=boutique& node=b89
Slip mâle	luer Cole-Parmer	UX-21943-27
https://www.coleparmer.com/i/diba-omnifit-t-series-solvent-waste-cap-adapter-polypropylene-male-luer-slip-x-1-16-id-hose-barb-5-pk/2194327 Manomètre	Grainger	3T294	https://www.grainger.com/product/3T294?gucid=N:N:PS : Payé :GGL :CSM-2295:4P7A1P : 20501231& gad_source=1& gclid =CjwKCAiAi6uvBhADEiwAWiyR dltxrPJmmcm0bFiYLuPrB25HV QFdEfKMBqvgJBNdQUs3DZ7b TLr8CRoCanAQAvD_BwE& gclsrc=aw.ds
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