Une technique utilisant une tension électrique élevée et une émulsion ciblée chargée en matière active pour fabriquer des microbilles uniformes et sensibles au pH est présentée.
Article de méthode
Synthèse de billes sensibles au pH à base d’huile de nigelle et à base d’alginate à l’aide d’une technique d’électropulvérisation
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’huile de nigelle (BSO), dérivée des graines de la plante Nigella sativa , a attiré l’attention pour ses propriétés anticancéreuses potentielles, en particulier dans le contexte du cancer du côlon. Son composé actif, la thymoquinone, peut aider à inhiber la croissance des cellules cancéreuses et à induire l’apoptose dans les cellules cancéreuses du côlon. De plus, les effets anti-inflammatoires et antioxydants de l’huile de nigelle pourraient contribuer à un environnement intestinal plus sain, réduisant potentiellement le risque de cancer. Par conséquent, cette étude a synthétisé des billes d’alginate sensibles au pH pour libérer du BSO dans le côlon de manière contrôlée sans libérer le médicament à un pH de 1,2 (estomac), fournissant ainsi un modèle de libération bien défini à un pH de 6,8. L’utilisation de la technologie d’électropulvérisation améliore les performances du processus en facilitant la formulation de petites billes homogènes avec un taux de gonflement et de diffusion plus élevé dans le milieu gastro-intestinal.
Les billes formulées ont été caractérisées par un test de force mucoadhésive ex-vivo , la taille de la bille, le facteur de sphéricité (SF), l’efficacité d’encapsulation (EE), le microscope électronique à balayage (MEB), le comportement de gonflement in vitro (SB) et la libération in vitro de médicament dans des milieux acides et tampons. Toutes ces billes fabriquées ont montré des tailles modestes de 0,58 ± 0,01 mm et une forme sphérique de 0,03 ± 0,00 mm lors de ces tests. La formulation a montré des propriétés prometteuses de flottaison et de libération in vitro. Avec un très faible pourcentage cumulatif de billes, l’EE de l’huile de 90,13 % ± 0,93 % était élevé, et l’étude de libération a montré plus de 90 % à un pH de 6,8 avec une bonne nature flottante dans l’estomac. De plus, les billes étaient uniformément espacées dans tout l’intestin. L’approche d’électropulvérisation utilisée dans ce protocole peut être reproductible, ce qui donne des résultats cohérents. Par conséquent, ce protocole peut être utilisé pour la production à grande échelle à des fins de commercialisation.
Introduction
La graine noire, et plus particulièrement le BSO, est utilisée depuis des siècles pour guérir un large éventail de maladies en raison de ses propriétés médicinales bien établies. La thymoquinone est peut-être l’un des composés phytochimiques les plus importants trouvés dans BSO1. Au cours des dernières années, les chercheurs ont étudié les avantages thérapeutiques potentiels de la thymoquinone in vivo et in vitro, produisant des preuves empiriques à l’appui de l’utilisation du BSO. Des propriétés antihypertenseurs, antibactériennes, antihistaminiques, antifongiques, analgésiques, antidiabétiques, hypolipidémiantes et anti-inflammatoires ont toutes été démontrées par ces études pour le BSO, qui peut être utilisé pour traiter des symptômes tels que l’eczéma, l’hypertension artérielle, l’asthme, la toux, les maux de tête, la grippe, la fièvre, l’anticancer, les étourdissements et l’activité 2,3.
L’application de revêtements relativement minces sur de petites gouttelettes de liquides et de dispersions, ou des particules de matériau solide, est connue sous le nom de microencapsulation. En ce qui concerne l’huile, l’huile microencapsulée est généralement très précieuse car certaines formes d’huile, comme le BSO, sont considérées comme des aliments nutritifs et offrent des avantages médicinaux4. Cependant, l’ajout d’huiles directement sur la matrice de l’aliment peut entraîner une volatilisation, ce qui peut rapidement faire disparaître les activités à la suite de l’exposition à l’oxygène et à la lumière UV5. De plus, le manque de contrôle sur le taux de libération des huiles entraîne un effet immédiat et transitoire. La création d’un enrobage polymère autour de l’huile essentielle par microencapsulation ou microsphérification est une méthode pour surmonter ces inconvénients6.
Les microcapsules, également appelées microsphères, protègent les huiles des conditions environnementales nocives7. Ce processus a été largement utilisé pour augmenter l’efficacité des médicaments, préserver le contenu des médicaments, permettre l’utilisation de comprimés à libération prolongée, améliorer le masquage du goût, réduire la perte de saveur pendant la durée de conservation du produit, prolonger la sensation en bouche et séparer les ingrédients incompatibles en une seule dose8. La microencapsulation aide également à maintenir l’absorption métabolique, à contrôler le taux de libération d’huile et à maintenir les concentrations appropriées pour donner le résultat escompté à un endroit particulier9.
L’encapsulation électro-hydrodynamique est une méthode simple et adaptable. La substance active est logée dans le noyau interne d’une microcapsule, qui est composée d’une coquille externe. À cet égard, il présente une matrice assez solide pour garantir que le composant actif peut être disséminé plus efficacement plutôt qu’un noyau clairement défini. Avant la sphéricyclation, la substance active et la solution polymère doivent être combinées pour produire les microsphères9. D’autre part, comme l’huile est volatile, sa microencapsulation peut être extrêmement difficile et nécessite un contrôle minutieux de la température.
Il existe différentes méthodes d’encapsulation des huiles. Par exemple, certaines huiles doivent être encapsulées à basse température pour éviter la décomposition ou la volatilisation de leurs composants bioactifs. Pour créer des structures de taille micro et nanométrique, l’atomisation électrohydrodynamique (EHDA) a été largement étudiée par les chercheurs10. En ce sens, les conditions de traitement, qui comprennent le débit, la tension appliquée et la taille de la buse, ainsi que les propriétés de distance de collecte de la solution polymère, sont les deux principaux facteurs qui doivent être pris en compte pour produire la taille ou la morphologie de particule souhaitée11,12.
Dans cette étude, des alginates - un type de polysaccharides naturels adaptés à l’ingestion orale - ont été utilisés pour encapsuler le BSO. Les algues brunes contiennent de l’alginate, un polymère anionique qui se produit naturellement. Il est constitué de deux structures monomères : l’acide α-L-guluronique (G) et l’acide 1-4βD-mannuronique (M)13. Son polymère est non toxique14, a un haut degré de biocompatibilité, est peu coûteux et se dégrade efficacement15. Il est donc fréquemment utilisé dans les secteurs de la biotechnologie et de l’ingénierie.
Les alginates sont le matériau de choix pour l’encapsulation par gélification ionique, car ils peuvent créer une structure réticulée entre les groupes G de diverses chaînes d’alginates en formant des connexions ioniques avec des cations divalents comme les ions Sr2+, Ca2+ ou Zn2+. Le processus de gélification peut être caractérisé de manière adéquate par le modèle de la boîte à œufs, qui limite le cation divalent à deux groupes carboxyle sur les molécules d’alginate côte à côte. Il a été suggéré que les caractéristiques hydrogel des billes d’alginate de sodium peuvent réguler la libération de macromolécules et de petites molécules. Les billes d’alginate de sodium peuvent s’accrocher à la muqueuse intestinale pendant une longue période en raison de leurs qualités muco-adhésives. De plus, l’alginate offre un bouclier qui peut protéger les huiles des éléments externes tels que les milieux acides16 et transfère les huiles dans les canaux d’administration du tractus gastro-intestinal17. Il a depuis été utilisé dans la recherche pour aider à l’administration spécifique de médicaments aux tissus de la muqueuse 18,19.
L’approche électro-hydrodynamique a été utilisée dans cette étude pour étudier la viabilité de l’émulsification des huiles commerciales pour créer des capsules20. Ici, l’approche électro-hydrodynamique a été utilisée pour générer et analyser des microsphères chargées d’alginate-BSO20. Cette étude a évalué un certain nombre d’autres facteurs, notamment les propriétés SF, ex-vivo, muco-adhésives des microsphères, l’EE %, l’apparence physique, la distribution de la taille et le potentiel zêta ; la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier à réflectance totale atténuée (ATR-FTIR) a été utilisée pour tester la compatibilité chimique20.
Protocole
1. Préparation de l’émulsion alginate-BSO
- Disperser 10 % p/v de BSO dans une solution d’alginate de sodium à 1 % p/v contenant 1, 3 et 5 % p/v de lécithine dans un bécher de 50 ml.
- Obtenir une nano-émulsion à l’aide d’un homogénéisateur à ultrasons. Réglez le niveau de puissance sur 20 %. Faites fonctionner l’homogénéisateur pendant 55 s en cliquant sur le bouton de démarrage pour terminer le processus.
2. Caractérisation de l’émulsion alginate-BSO
- Analysez le potentiel zêta et la distribution granulométrique
- Prenez 0,1 ml de l’émulsion fraîchement préparée dans un bécher en verre de 25 ml et diluez-le avec 9,9 ml d’eau distillée.
- Prenez 2,5 ml de cette solution diluée dans une cuvette à quartz de 3 ml et placez la cuvette dans une chambre de mesure.
- Ouvrez le couvercle et placez la cuvette à l’intérieur de l’appareil, en vous assurant que la cuvette est correctement orientée par rapport à la trajectoire du faisceau lumineux. Cliquez sur l’icône de mesure .
- Sortez la cuvette. Récupérez l’échantillon ou éliminez-le correctement.
- Enregistrez les données sous forme de fichier pdf dans un dossier personnel pour une utilisation ultérieure.
- Déterminer la stabilité de l’émulsion (ES)
- Prendre 5 mL d’émulsion fraîchement préparée dans des tubes à centrifuger de 10 mL. Centrifuger les émulsions (n = 3) pendant 5 min à 894 × g.
- À l’aide de l’équation (1), déterminez l’ES en fonction de la position de l’interface de séparation de phase.
(1)
Où Vemul est le volume d’émulsion restante après centrifugation et Vinitial est le volume d’émulsion initiale.
- Préparation des billes
- Perles d’alginate BSO
- Préparez des billes d’alginate BSO en utilisant la technique d’électronébulisation appelée EHDA. Utiliser une émulsion de BSO en poids par volume (p/v) composée de 10 % de BSO, de 1 % d’alginate de sodium et de 3 % de lécithine.
- À l’aide d’une pompe à seringue pour réguler le débit, chargez l’émulsion dans une seringue en plastique de 10 ml et poussez-la à travers une aiguille de 22 G. Fixez la pointe de l’aiguille à l’électrode positive d’une alimentation haute tension.
- Comme collecteur, utilisez un bécher mis à la terre contenant 50 ml de chlorure de calcium à 1 % p/p (bain gélifiant). Alterner le débit d’égouttement entre 1 mL/min et 3 mL/min à des tensions de 3, 5 et 7 kV tout en maintenant une distance de 10 cm au-dessus de la surface de la solution de chlorure de calcium.
- Pour confirmer la gélification complète, laissez les billes dans le bain gélifiant pendant 30 min en les agitant. Utilisez un filtre en acier inoxydable pour retirer les billes du bain gélifiant et lavez les billes rassemblées avec de l’eau distillée ultra-pure.
- Laissez sécher les billes pendant 16 h à température ambiante sur une paillasse de laboratoire. Utilisez l’équation (2) pour calculer le rendement en pourcentage des billes.
(2)
- Billes d’alginate sans BSO
- Préparez une solution à 1 % p/v d’alginate de sodium. Ajouter de la lécithine à des concentrations de 1 %, 3 % et 5 % p/v à la solution. Mélangez soigneusement la solution jusqu’à ce que la lécithine soit complètement dissoute.
- Utilisez la solution de l’étape 2.3.2.1 pour préparer des billes d’alginate sans BSO comme décrit aux étapes 2.3.1.2 à 2.3.1.5. Calculez le rendement à l’aide de l’équation (2).
- Perles d’alginate BSO
3. Caractérisation des billes
- Détermination de la taille et de la forme
- Pour déterminer la taille et la forme des billes, utilisez un analyseur d’images. Prenez des photos à l’aide d’un appareil photo numérique des perles humides et séchées.
- Ensuite, mesurez le diamètre de la perle à l’aide de la barre d’échelle préinstallée de l’instrument. À l’aide des valeurs de diamètre, calculer le FS à partir des valeurs de diamètre obtenues à l’aide de l’équation (3) :
SF =
(3)
Où Dmax représente le plus grand diamètre qui passe par le centre d’une perle (en mm), tandis que Dper fait référence au diamètre qui est perpendiculaire à Dmax et passe par le centre de la perle (en mm).
REMARQUE : Un SF de zéro indique une perle idéalement sphérique, avec des valeurs SF croissantes signifiant un écart plus important par rapport à une forme sphérique. De plus, les perles sont considérées comme sphériques si leur SF est de 0,05 ou moins.
4. Détermination du pourcentage EE
- Désintégrez les billes dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pour les ramener en émulsion. Mesurez l’absorbance de l’émulsion résultante à 600 nm à l’aide d’un spectrophotomètre UV-vis.
- Utilisez la valeur d’absorbance pour représenter la turbidité de l’émulsion. Créez une courbe standard en utilisant une quantité connue de BSO dans l’émulsion.
- Calculer le pourcentage EE à l’aide de l’équation (4) :
(4)
5. Microscopie électronique à balayage (MEB)
REMARQUE : Utilisez le MEB pour observer la microstructure et la morphologie de surface des billes d’alginate BSO.
- Pour inspecter l’intérieur des perles séchées, coupez-en quelques-unes. Repérez les perles coupées sur des bouts d’aluminium et collez-les à l’aide de rubans adhésifs en carbone.
- Vaporisez les billes avec un module de pulvérisation en carbone dans un évaporateur sous vide dans une atmosphère d’argon. Appliquer une épaisseur de 100 Å et 50 Å pour le revêtement carbone.
- Acquérir des images des billes enrobées sous vide poussé avec un accélérateur de tension entre 10 kV et 15 kV.
6. Déterminer l’interaction médicament-excipient à l’aide de l’ATR-FTIR
- Réglez les numéros d’onde de l’instrument entre 4 000 cm−1 et 400 cm−1 en utilisant l’air ambiant comme arrière-plan et une résolution de 1 cm−1. Voir le dossier supplémentaire 1.
- Enregistrer séparément les spectres du BSO, de l’alginate de sodium, de la lécithine, du chlorure de calcium, des billes sans BSO, des billes d’alginate-BSO et du mélange physique de matière active et d’excipients (alginate de sodium, lécithine, chlorure de calcium et BSO).
- Placez l’échantillon (5-10 mg) sur la zone d’échantillonnage. Ajustez 20 balayages, résolution 4, force manométrique 80, bras de pression avec une pointe plate. Vérifiez que l’option Incrément automatique reste définie sur l’option Vide afin que le spectre soit automatiquement stocké dans le dossier souhaité.
- Pour commencer la mesure de l’échantillon, cliquez sur le bouton [Échantillon]. Après avoir sélectionné [Échantillon], puisqu’il n’y a pas de période d’attente, assurez-vous que l’échantillon est prêt et que la pince de pression est réduite. Analysez tous les échantillons individuellement. Analysez individuellement tous les spectres enregistrés à l’aide d’un logiciel de spectroscopie.
7. Calorimétrie différentielle à balayage (DSC)
REMARQUE : Les propriétés thermiques et la compatibilité des billes chargées par BSO ont été étudiées à l’aide de l’ASN (fichier supplémentaire 1).
- Scellez les billes pesant ~3,20 mg dans une casserole en aluminium ordinaire. Chauffer les échantillons à une vitesse de 10 °C/min tout en étant analysés à une température de 50 à 350 °C sous un courant d’azote s’écoulant à une vitesse de 20 L/min.
8. Caractéristiques de gonflement des billes
- Préparez 100 mg de billes d’alginate-BSO séchées.
- Préparez le liquide intestinal simulé (SIF) et le liquide gastrique simulé (SGF) dans un récipient de mélange propre et sec d’une taille appropriée de 6 L, 10 L ou 25 L. Ajoutez de l’eau purifiée à environ 33 % du volume requis (2 L, 3 L ou 8 L) et transférez le contenu de la bouteille de concentré dans le récipient. Rincez la bouteille à l’eau purifiée et ajoutez les rinçages et l’eau purifiée dans le récipient de mélange pour obtenir le volume requis ; Mélanger. Mesurez le pH et procédez si vous respectez les spécifications ; ajustez le pH si nécessaire.
- Immergez les billes dans 50 mL de milieu contenant du liquide intestinal simulé (SIF) et du liquide gastrique simulé (SGF). Maintenir les conditions pendant 2 h à 37 ± 0,5 °C.
- Retirez les billes gonflées et filtrez-les à travers un treillis métallique à des intervalles prédéfinis de 0, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90, 100, 110 et 120 min ou plus. Utilisez une serviette en papier pour enlever l’excès de liquide des perles gonflées.
- Mesurez le poids des billes essuyées à l’aide d’une balance analytique électronique. Déterminer le pourcentage de l’indice de gonflement ( %SI) à l’aide de l’équation (5) :
(5)
Résultats
Préparation de microbilles d’alginate chargées en BSO
La figure 1 représente le dispositif expérimental de préparation de microbilles d’alginate chargées de BSO. La quantité de lécithine utilisée a eu un impact considérable sur la stabilité de l’émulsion BSO. Les émulsions faites avec les trois concentrations de lécithine étaient relativement stables. La méthode de centrifugation (894 × g, 5 min) a été utilisée dans cette expérience pour évaluer la stabilité de l’émulsion20. Les résultats ont confirmé que le surfactant, et non la centrifugation, avait un impact plus important sur la stabilité de l’émulsion BSO. Le potentiel zêta et la distribution granulométrique de l’émulsion ont été caractérisés, comme le montrent le tableau 1 et la figure 2.
Caractérisation des billes
Taille, forme et EE
La taille, la forme et l’efficacité énergétique des microbilles formulées sont résumées dans le tableau 2. Les billes séchées variaient de 1,86 ± 0,02 mm (F2 et F3) à 0,58 ± 0,01 mm (F8), et les billes humides variaient entre 4,76 ± 0,01 mm (F3) et 1,50 ± 0,02 mm (F8). La tension électrique et le débit de l’émulsion étaient deux des principaux paramètres qui affectaient la taille et la sphéricité des billes. Le SF et la taille des billes augmentaient avec l’augmentation du débit, tandis que ces variables diminuaient avec l’augmentation de la tension électrique. Néanmoins, le SF et la taille du cordon n’ont pas diminué à un certain point lorsque la tension électrique et le débit ont tous deux augmenté proportionnellement. Cette étude révèle que les billes produites à un débit de 2 mL/min et à une tension électrique de 7 kV ont toujours la même taille, la même forme et le même poids. Les chercheurs ont mesuré la taille de la perle et ont constaté qu’elle était de 0,58 ± 0,01 mm. Pour les formulations de billes humides et sèches, l’EE variait de 67,20 ± 1,46 % (F1) à 104,50 ± 4,04 % (F8) et de 59,92 ± 0,90 % (F1) à 90,13 ± 0,93 % (F8), dans cet ordre. La proportion d’EE a augmenté en même temps que la tension et le débit, ce qui pourrait s’expliquer par la haute tension, ce qui a augmenté la liaison de la réticulation à la solution gélifiante de CaCl2 et a produit des espaces supplémentaires pour la réticulation ionique. En conséquence, une plus grande quantité d’huile a été piégée et les fuites d’huile de la matrice polymère ont été évitées.
Uniformité du poids des billes
Les coefficients de variation de poids des billes d’alginate chargées avec du BSO variaient de 1,37 % à 3,93 %. Selon les dernières recherches, le poids moyen de toutes les billes chargées par BSO ne différait pas de plus de 5 %.
ATR-FTIR
Pour déterminer l’interaction entre les ingrédients, on a effectué une ATR-FTIR (figure 3). L’alginate de sodium présentait des bandes spectrales caractéristiques à 3400 cm−1 pour l’étirement O-H et à 1595 et 1408 cm−1 pour les groupes C=O et C-C en raison des vibrations d’étirement. Deux bandes distinctes ont également été trouvées à 1600 et 1405 cm−1 dans une étude antérieure, qui étaient liées aux vibrations d’étirement symétriques et asymétriques des groupes -COOH, respectivement. De plus, le groupe C-H était responsable des bandes observées dans les spectres d’alginate de sodium à 1316 et 1025 cm−1. En revanche, les spectres de lécithine ont révélé trois bandes à 2922, 2853 et 1465 cm−1, correspondant aux groupes C=O, C-H et C-C. Les pics BSO qui se sont le plus démarqués ont été trouvés à 2953 et 2853 cm−1 (C-H dans CH2 et C=C-H, respectivement). De plus, comme les chaînes carbonées sont courantes dans les acides gras, les bandes qui ont émergé à 1 753, 1 653 et 1 453 cm−1 suggéraient respectivement C=O, C=C et C-H.
DSC
L’analyse DSC a été utilisée pour déterminer le comportement en température des billes d’alginate chargées de BSO et leurs interactions avec d’autres extractants au cours du processus de préparation et de développement. La dégradation des polyélectrolytes est causée par les processus de dépolymérisation et de déshydratation, très probablement les réactions d’oxydation des polyélectrolytes et la décarboxylation partielle des groupes carboxyliques protonés (Figure 4).
SEM
À l’aide du MEB, des images de la surface des billes séchées optimisées avec le chargement BSO ont été capturées par la caméra. Cela a démontré que les billes avaient une surface lisse, étaient de forme sphérique et avaient de nombreux pores et canaux sur leur couche externe (figure 5).
Comportement de gonflement des billes
Le gonflement des billes est un comportement important qui affecte le modèle de libération de médicament des matériaux polymères21. Pour évaluer le SB, des billes contenant du BSO ont été testées dans du SGF (HCl 0,1 N, pH 1,2) et du SIF (pH 6,8) (figure 6).
Le rétrécissement de l’alginate à un pH acide peut expliquer la première diminution de l’indice de gonflement des formulations de billes F1 à F9 dans le SGF par rapport au SIF, ce qui indique un SB sensible au pH. Par conséquent, les billes ont montré un pourcentage plus élevé de SI dans le SIF après 30-90 min. La SB des billes dans un pH alcalin peut s’expliquer par l’échange d’ions calcium, la présence d’ions phosphate séquestrant le calcium liant les groupes carboxyliques de la matrice de lécithine d’alginate réticulée aux ions sodium dans le tampon phosphate. De plus, les billes d’alginate réticulées gonflées chargées de BSO se sont désintégrées et érodées en 100-110 min, et à 120 min, toutes les formulations s’étaient complètement érodées.
L’objectif principal de cette étude est de synthétiser des billes chargées d’huile de nigelle, à base d’alginate et sensibles au pH à l’aide de la technique d’électropulvérisation pour libérer le médicament là où il est normalement absorbé - dans l’intestin. À un pH acide de 1,2, les billes ont rétréci ou conservé leur forme d’origine, ce qui a réduit leur propension à se désintégrer. En revanche, les billes d’alginate chargées en BSO gonflent rapidement lorsqu’elles sont exposées au SIF (pH 6,8). Après 120 min, les neuf formulations (F1-F9) étaient entièrement dissoutes dans le SIF. Cela résultait de la présence d’ions phosphate dans le milieu, ce qui augmentait la solubilité du complexe alginate de sodium à des niveaux de pH plus élevés. Le découplage de l’alginate-sodium et la dégradation ultérieure du gel dans le tampon phosphate ont été causés par l’affinité plus élevée des ions phosphate pour Ca2+ que pour les ions alginate.
Figure 1 : Montage expérimental de la technique d’atomisation électrohydrodynamique pour la fabrication de microbilles d’alginate. Configuration en temps réel pour la production de billes et de perles humides fraîchement préparées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Distribution granulométrique et potentiel zêta d’une émulsion chargée en huile de nigelle. (A) Distribution de taille et (B) Distribution du potentiel zêta. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Spectres infrarouges à réflectance totale atténuée-transformée de Fourier. (A) BSO, (B) alginate de sodium, (C) lécithine, (D) chlorure de calcium, (E) billes sans BSO, (F) billes d’alginate-BSO et (G) mélange physique d’ingrédient actif et d’excipients (alginate de sodium, lécithine, chlorure de calcium et BSO). Abréviation : BSO = huile de nigelle. Cette figure a été modifiée par rapport à Azad et al.20. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Thermogramme de calorimétrie différentielle à balayage (DSC). (A) billes sans BSO et (B) billes chargées de BSO. Cette figure a été modifiée par rapport à Azad et al.20. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Microphotographies électroniques à balayage. (A, B) Perles séchées d’alginate-BSO montrant une morphologie de surface lisse (25x et 100x) ; la présence de pores et de canaux observée dans la tranche de perle séchée avec un grossissement de (C) 100x et (D) 500x. Barres d’échelle = 100 μm (A-C), 20 μm (D). Cette figure a été modifiée par rapport à Azad et al.20. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Comportement de gonflement de billes d’alginate optimisées chargées en huile de nigelle. (A) Milieux acides (pH 1,2) et (B) milieux tampons (pH 6,8) [moyenne ± écart-type, n = 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| % lécithine conc. | Taille des particules (nm) | PDI | Potentiel zêta (mV) | ES ( %) | |||
| Avant | Après centrifugation | Avant | Après centrifugation | Avant | Après centrifugation | ||
| 1 | 253.32±4.65 | Référence 282.93±14.11 | 0,392±,03 | 0,333±,06 | -43,1±,36 | -37,6±2,2 | 92,50±0,23 |
| 3 | 334.51±12.82 | 347.44±15.14 | 0,315±,04 | 0,358±,12 | -46,9±2,26 | -43,5±1,32 | 94.83±0.42 |
| 5 | 430.13±14.23 | 463.23±8.91 | 0,422±,04 | 0,548±,11 | -51,4±2,75 | -45±1,01 | 96,50±0,40 |
Tableau 1 : Distribution granulométrique et analyse du potentiel zêta d’une émulsion chargée d’huile de nigelle. *(n = 3, moyenne ± écart-type). Abréviations : PDI = indice de polydispersité ; ES = stabilité de l’émulsion.
| Code | Tension (kV) | Débit (ml/min) | Taille de la perlea (mm) | Facteur de sphéricitéa (mm) | Efficacité d’encapsulationA ( %) | |||
| Mouillé | Sec | Mouillé | Sec | Mouillé | Sec | |||
| F1 | 3 | 1 | 4.47±0.01 | 1,82±0,01 | 0,02±0,00 | 0,04±0,00 | 67.20±1.46 | 59,92±0,90 |
| F2 | 3 | 2 | 4.52±0.03 | 1,86±0,02 | 0,01±0,00 | 0,03±0,00 | 68.22±3.09 | 65.89±1.57 |
| F3 | 3 | 3 | 4.76±0.01 | 1,86±0,01 | 0,02±0,01 | 0,04±0,00 | 70,76±0,86 | 66.34±1.89 |
| F4 | 5 | 1 | 3.12±0.01 | 0,99±0,04 | 0,02±0,01 | 0,01±0,01 | 70.11±0.51 | 70.11±0.51 |
| F5 | 5 | 2 | 2,83±0,05 | 0,80±0,02 | 0,02±0,01 | 0,02±0,02 | 86,89±1,67 | 86,89±1,67 |
| F6 | 5 | 3 | 3.30±0.01 | 0,90±0,02 | 0,03±0,01 | 0,01±0,01 | 86.63±0.83 | 86.12±0.15 |
| F7 | 7 | 1 | 1,86±0,02 | 0,72±0,01 | 0,01±0,00 | 0,04±0,00 | 82.16±2.50 | 78,67±0,90 |
| F8 | 7 | 2 | 1,50±0,02 | 0,58±0,01 | 0,02±0,00 | 0,03±0,00 | 104.50±4.04 | 90.13±0.93 |
| F9 | 7 | 3 | 2,58±0,05 | 0,93±0,01 | 0,02±0,00 | 0,03±0,01 | 96.04±3.61 | 89.82±154 |
Tableau 2 : Effet de la tension (kV) et du débit (mL/min) sur la taille du billet, le facteur de sphéricité et l’efficacité de l’encapsulation. n = 3, moyenne ± écart-type Ce tableau a été modifié à partir d’Azad et al.20.
Fichier supplémentaire 1 : Mesure de la taille et de la distribution des particules, ATR-FTIR et DSC. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
À l’aide du procédé EHDA, des microbilles d’alginate chargées de BSO ont été créées comme vecteur sensible au pH. Le réseau des billes a montré un gonflement dépendant du pH et un comportement de libération de médicament en raison de la présence abondante de groupes d’acide carboxylique. Il a été révélé que la forte liaison hydrogène intermoléculaire entre les chaînes polymères était à l’origine de la diminution du caractère gonflant des billes chargées en BSO à un pH de 1,2. Les billes chargées en BSO peuvent bénéficier de cette réduction de la SB pour l’administration de médicaments sensibles au pH. Le pH a eu un impact sur le BSO libéré par les billes contenant du BSO. Ces résultats suggèrent que les billes chargées de BSO peuvent fournir une méthode d’administration orale sécurisée de médicaments pour une meilleure administration ciblée du médicament dans l’intestin.
La taille des particules de l’émulsion augmentait avec l’augmentation de la concentration de lécithine. Ce phénomène peut être attribué à l’augmentation de la viscosité associée à des niveaux de lécithine plus élevés, ce qui pourrait affecter les capacités de réduction de taille de l’homogénéisateur à ultrasons. De plus, l’augmentation des concentrations de lécithine contribue à la formation d’une couche de tensioactif plus dense autour des gouttelettes d’huile, ce qui entraîne une plus grande taille des particules. L’aspect microscopique de l’émulsion suggère que les émulsions ont bien conservé leur stabilité. La concentration de lécithine peut affecter la distribution de la taille des particules et du potentiel zêta20. Les émulsions ont montré une distribution granulométrique non homogène, ce qui peut être dû à la procédure de sonication manuelle. Le potentiel zêta joue un rôle clé dans le maintien de la stabilité des systèmes colloïdaux21. Les gouttelettes à l’intérieur de l’émulsion présentaient une charge négative significative, qui peut être attribuée à la charge négative de l’alginate résultant des groupes fonctionnels hydroxyle et carboxyle au sein de sa structure moléculaire22.
Dans la caractérisation des microbilles, la taille, la forme et l’EE sont des paramètres importants influencés par les conditions de traitement. La relation entre la tension électrique, le débit de l’émulsion et les caractéristiques des microbilles résultantes indique une interaction complexe qui détermine les propriétés finales des billes. Lors de l’augmentation du débit, la taille du cordon et le SF augmentent également. D’autre part, l’augmentation de la tension électrique diminue la taille du cordon et SF mais augmente l’EE. Cependant, si la tension électrique et le débit sont augmentés proportionnellement, la taille du cordon et le SF ne diminuent pas en un point spécifique20. La capacité de réticulation à l’extérieur des billes d’alginate joue également un rôle important dans l’amélioration de l’EE des huiles à l’intérieur de l’alginate. Une étude précédente a montré un EE optimal de 98,30 % pour l’huile de lin encapsulée dans des billes d’alginate séchées au four, avec des tailles de billes comprises entre 1,90 mm et 2,94 mm et un SF compris entre 0,044 et 0,168. Malgré ces efficacités d’encapsulation élevées, la libération du médicament à l’endroit prévu dans le tube digestif n’était que de 83 %23. Une autre étude a révélé un EE similaire de 98,7 %, avec des tailles de billes de 2,13 mm et un SF de 0,08 mm. À l’inverse, les billes d’alginate sèches et électropulvérisées chargées de BSO dans cette étude ont démontré une EE de 90,13 ± 0,93 %, avec plus de 90 % de la substance rejetée avec succès au site prévu dans le SIF, selon notre étude sur les rejets. Cela suggère que nos billes d’alginate étaient effectivement capables d’encapsuler et de libérer presque complètement le BSO à l’endroit souhaité24.
Selon les normes établies par la pharmacopée USP, toutes les formulations (F1-F9) satisfaisaient aux exigences d’uniformité de poids25. Cette uniformité de poids reflète l’encapsulation cohérente du BSO dans les billes d’alginate, facilitée par l’utilisation de techniques électrohydrodynamiques. La taille et la forme optimales des billes, adaptées à l’administration orale, ont été obtenues dans des conditions spécifiques, ce qui révèle l’importance de processus de fabrication contrôlés avec précision. De plus, l’EE, qui varie en fonction de la tension et du débit, suggère que les paramètres du processus peuvent être ajustés pour maximiser l’encapsulation du BSO. Cela a des implications importantes pour la biodisponibilité et l’efficacité du composé encapsulé, avec des efficacités d’encapsulation plus élevées pouvant conduire à de meilleurs résultats thérapeutiques.
L’uniformité du poids des billes, ainsi que les analyses ATR-FTIR et MEB, donnent un aperçu de la consistance et de l’intégrité chimique des billes d’alginate26,27. L’analyse ATR-FTIR a confirmé la présence de groupes fonctionnels clés et l’incorporation réussie de BSO dans la matrice d’alginate28, tandis que les images MEB ont illustré la forme sphérique et la surface lisse des billes, essentielles pour un comportement de libération cohérent. L’étude SB a illustré les propriétés de gonflement sensibles au pH des billes, ce qui est important pour la libération ciblée de médicaments dans l’intestin, garantissant que le BSO est libéré là où il peut être absorbé le plus efficacement29. Ce comportement sensible au pH illustre le potentiel des microbilles à base d’alginate en tant que système d’administration prometteur pour le BSO, permettant une libération ciblée et contrôlée dans le tractus gastro-intestinal.
À la suite de la mise au point réussie de billes d’alginate sensibles au pH pour la libération régulée de l’huile de nigelle, l’administration de thymoquinone pour le traitement du cancer du côlon est mise en évidence. La fabrication de billes de taille uniforme avec les propriétés de gonflement souhaitées et une bonne efficacité d’encapsulation a été facilitée par l’application de la technologie d’électronébulisation. Ces billes ont montré de bonnes propriétés de flottaison, comme en témoigne un taux de libération de plus de 90 % dans un environnement à pH 6,8, garantissant une livraison ciblée à l’intérieur du tractus gastro-intestinal. Les résultats indiquent une stratégie possible pour augmenter la biodisponibilité de l’huile de nigelle tout en réduisant sa libération précoce dans l’estomac. Cette technique a beaucoup de potentiel pour la fabrication à grande échelle, ouvrant la porte à la commercialisation potentielle de traitements contre le cancer à l’avenir.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Cette étude a été financée par le numéro de projet de soutien aux chercheurs de l’Université Princess Nourah bint Abdulrahman (PNURSP2024R30), Université Princess Nourah bint Abdulrahman, Riyad, Arabie saoudite. Cette recherche a été financée par le numéro de projet de soutien aux chercheurs (RSPD2024R811), Université du roi Saoud, Riyad, Arabie saoudite.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Tubes à centrifuger 10 mL | Globe Scientific ; | 22-171-624 | |
| Aiguille 22 G | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, USA). ; | ||
| cuvette à quartz de 3 mL | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, États-Unis). ; | ||
| 50 mL | |||
| Embouts en aluminium ; | |||
| Une balance | |||
| ATR-FTIR | Bruker Malaysia Sdn Bhd, Kawasan Perindustrian Temasya, 40150 Shah Alam, Selangor, Malaisie. | ||
| Huile de nigelle ; ; ; ; ; | IKOP Pharmaceutical Ltd. (IKOP, Faculté de pharmacie, IIUM, 25200 Kuantan, Pahang, Malaisie | B182111 | Matière active |
| Chlorure de calcium déshydraté, CaCl2 · ; 2H2O ; | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, États-Unis). ; | 21074 | Gélifiant |
| Rubans adhésifs | |||
| Centrifugeuse | |||
| Calorimétrie différentielle à balayage ; | |||
| Numérique ; ; appareil photo ; | |||
| Bécher mis à la terre ; | |||
| Alginate de sodium à haute teneur en acide guluronique (97 000 mw) de viscosité moyenne (40 &ndash ; 100 mPa s) | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, USA). ; | W201502 | Polymère |
| Alimentation | |||
| Alcool isopropylique | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, USA). ; | ; W292912 | ATR-FTIR à des fins de nettoyage |
| Lécithine | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, États-Unis). ; | Tensioactif P7568 | ; |
| en papier microscope | |||
| ; | |||
| Microscopie | |||
| à balayage Liquide gastrique simulé | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, États-Unis). ; | 1651 | Milieux de démoulage et milieux gonflants |
| Liquide intestinal simulé ; | Sigma-Aldrich (St.Louis, Missouri, États-Unis). ; | 84082-64-4 | Média de démoulage et de gonflement |
| de spectroscopie | |||
| Filtre en acier inoxydable ; | |||
| Pompe à seringue | SEN JIN SDN BHD Malaysia, Taman Desaria, 46150 Petaling Jaya, Selangor Darul Ehsan Malaysia | ||
| Eau distillée ultrapure ; | Fourni par un laboratoire | ||
| Homogénéisateur à ultrasons | SEN JIN SDN BHD Malaysia, Taman Desaria, 46150 Petaling Jaya, Selangor Darul Ehsan Malaysia | ||
| Spectrophotomètre UV-vis. | |||
| Évaporateur sous vide ; | SEN JIN SDN BHD Malaysia, Taman Desaria, 46150 Petaling Jaya, Selangor Darul Ehsan Malaysia | ||
| Accélérateur de tension ; | SEN JIN SDN BHD Malaysia, Taman Desaria, 46150 Petaling Jaya, Selangor Darul Ehsan Malaysia | ||
| Zetasizer Nano-ZS | (Malvern Zetasizer Nano series Nano-S et Nano-Z, Malvern Instruments Ltd., Worcestershire, Royaume-Uni) |
Références
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Réimpressions et autorisations
