Un nouveau modèle hybride d’évaluation quantitative de l’hémorragie jonctionnelle axillaire chez le porc

Résumé

Cette étude présente un modèle quantitatif hybride pour l’hémorragie jonctionnelle axillaire chez le porc, améliorant ainsi l’évaluation des interventions hémostatiques préhospitalières.

Résumé

Dans cette étude, nous avons développé et validé un modèle quantitatif hybride pour simuler l’hémorragie jonctionnelle des membres supérieurs chez le porc, dans le but de faire progresser le développement de produits hémostatiques préhospitaliers. En utilisant 12 porcs Yorkshire mâles en bonne santé âgés de 8 mois, nous avons démontré la faisabilité d’un modèle de lésion de l’artère axillaire porcine pour évaluer l’efficacité hémostatique. Les animaux ont été divisés en trois groupes pour subir une hémorragie à volume contrôlé (ECV), imitant le choc hémorragique de classe I-III en prélevant du sang à des taux différents. Une compression externe ultérieure a été appliquée à l’aide d’un nouveau dispositif composé d’un bras mécanique et d’un ballon hémostatique gonflable, permettant d’obtenir une pression contrôlée pour améliorer la formation de caillots. Les paramètres hémodynamiques, y compris la fréquence cardiaque et la pression artérielle, ont été surveillés en permanence, mettant en évidence l’impact de l’hémorragie contrôlée et de la compression externe sur les réponses physiologiques. Les résultats suggèrent que la combinaison de VCH avec une compression externe ciblée simule efficacement des scénarios cliniques de lésions de l’artère axillaire, fournissant un modèle précieux pour tester les interventions hémostatiques de manière contrôlée et standardisée. Cette étude souligne le potentiel du modèle pour faciliter le développement et l’évaluation de nouveaux agents et dispositifs hémostatiques pour la gestion des hémorragies jonctionnelles.

Introduction

La prise en charge de l’hémorragie traumatique, en particulier dans les régions jonctionnelles où les garrots traditionnels ne peuvent pas être appliqués, présente un défi important dans les soins de traumatologie militaires et civils. Un contrôle efficace des saignements dans des zones telles que les régions axillaires et de l’aine, caractérisées par une anatomie vasculaire complexe, est crucial pour la survie. La lésion de l’artère axillaire est la principale cause d’hémorragie massive au site jonctionnel¹ du membre supérieur. Le pansement et la compression externe sont les étapes clés du contrôle des hémorragies d’urgence préhospitalière. Les progrès de nouveaux pansements hémostatiques ont considérablement amélioré l’efficacité hémostatique. Cependant, la compression externe est essentielle pour une hémostase efficace au stade précoce ^2,3. Cette étude présente un nouveau modèle d’évaluation quantitative hybride utilisant un modèle porcin pour simuler l’hémorragie jonctionnelle des membres supérieurs, dans le but de faire progresser les interventions hémostatiques préhospitalières.

Les blessures jonctionnelles nécessitent souvent une pression manuelle constante et directe, ce qui est difficile à réaliser dans les milieux préhospitaliers en raison du personnel limité et des circonstances imprévisibles⁴. La raison d’être du développement de cette technique réside dans les limites des méthodes existantes de contrôle de l’hémorragie jonctionnelle. Le modèle hybride d’évaluation quantitative proposé présente un avantage certain par rapport aux autres techniques. En utilisant un modèle porcin, qui imite étroitement la physiologie humaine, l’étude peut fournir des résultats plus fiables et traduisibles par rapport à un modèle de cadavre perfusé⁵.

Les modèles porcins sont largement utilisés dans la recherche sur les traumatismes vasculaires en raison de leurs similitudes physiologiques et anatomiques avec celles des humains, ce qui les rend idéaux pour évaluer les agents et les techniques hémostatiques ^6,7. Le protocole de l’étude combine méticuleusement l’hémorragie à volume contrôlé (ECV) avec la compression mécanique externe pour imiter avec précision le scénario clinique d’une lésion de l’artère axillaire, répondant ainsi au besoin urgent de méthodes hémostatiques fiables dans les scénarios d’hémorragie jonctionnelle.

L’intégration de l’échographie améliore la précision des techniques de contrôle des hémorragies et facilite l’interprétation des images, soulignant la nature interdisciplinaire des soins de traumatologie modernes. Le développement d’un dispositif mécanique de compression externe marque une avancée significative, offrant une alternative prometteuse à la compression manuelle et aux méthodes hémostatiques traditionnelles. Cette recherche vise à déterminer la pression optimale requise pour une hémostase efficace dans les zones jonctionnelles, comblant ainsi potentiellement une lacune importante dans la littérature sur les soins de traumatologie.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont reçu l’approbation du Comité d’éthique et de bien-être des animaux de laboratoire de l’Université de médecine de l’Armée (AMUWEC20201513), conformément à la directive éthique des 3R, qui préconise la réduction, le raffinement et le remplacement de l’utilisation des animaux. Au total, 12 porcs Yorkshire mâles en bonne santé âgés de 8 mois (49-56 kg) ont été sélectionnés comme modèle animal et randomisés en trois groupes (n = 4/groupe). Le poids et la structure anatomique des porcs du Yorkshire sont similaires à ceux des humains, ce qui les rend adaptés à la recherche biomédicale.

1. Préparation chirurgicale

REMARQUE : Une expérience typique dure 120 min, en commençant par 30 min consacrés à la préparation chirurgicale. S’ensuit une séquence d’événements à des intervalles de 10 minutes, spécifiquement définis comme T0, T10, T20, T30, T40, T50, T60, T70, T80 et T90, garantissant un chronométrage méticuleux tout au long du processus. Après la mise en place chirurgicale, le protocole comprend 20 min pour (VCH) et 40 min pour l’application d’une compression externe. L’expérience se termine par 30 minutes allouées au suivi afin d’évaluer les résultats des interventions (Figure 1).

1. Préparation des animaux
   1. Après leur arrivée dans l’établissement, loger chaque porc dans une pièce séparée à une température de 24 °C et un taux d’humidité de 60 %. Séchez rapidement (en s’abstenant de nourriture mais uniquement sur l’eau) le porc pendant 12 h avant la chirurgie pour éviter les nausées, les vomissements et l’aspiration.
2. Préparation le jour de l’intervention
   1. Prémédiquer le porc par injection intramusculaire de kétamine (20 mg/kg) et d’atropine (0,01 mg/kg) dans la région latérale du cou. Évaluez le niveau d’anesthésie en fonction du tonus de la mâchoire et des réponses réflexes de la pédale et palpébrale.
      REMARQUE : D’après notre expérience, les doses d’anesthésique administrées sont suffisantes pour calmer l’animal, et l’utilisation d’atropine peut prévenir une salivation excessive. Cependant, si le temps nécessaire pour transférer l’animal du logement au bloc opératoire est trop long, des doses supplémentaires de kétamine (20 mg/kg) peuvent être injectées en toute sécurité. Mettre l’animal sous sédatif conformément au protocole approuvé de l’IACUC.
   2. Transférez l’animal sous sédation dans la salle d’opération et fixez son membre à une table d’opération en position couchée. Drapez la table d’opération de manière stérile et équipez-la d’une couverture chauffante.
   3. Percez la veine de l’oreille avec une aiguille à demeure intraveineuse. Fixez une ligne d’extension de 60 pouces à l’aiguille à demeure et connectez l’autre extrémité à une micro-pompe. Induire une anesthésie générale et maintenir par perfusion continue de fentanyl (4 μg/kg/h), de midazolam (0,05 mg/kg/h) et de propofol (10 mg/kg/h).
3. Procédure de trachéotomie
   1. Désinfectez la zone du cou en frottant avec de la povidone iodée et de l’alcool pendant au moins 3 tours alternés.
   2. Avant de faire l’incision, évaluez la profondeur de l’anesthésie par le tonus de la mâchoire et le réflexe de la pédale pour assurer une anesthésie adéquate. À l’aide d’un scalpel, faites une incision cutanée longitudinale de 8 cm entre le cartilage thyroïdien et le manubrium.
   3. Disséquez le long des surfaces médiales des deux muscles sterno-hyoïdiens à l’aide de ciseaux chirurgicaux à bout émoussé, en approfondissant la dissection et en pratiquant une incision de 1 cm au niveau de la trachée.
   4. Insérez un tube de trachéotomie de taille appropriée (7 mm à 10 mm) en fonction de la taille du porc et connectez l’autre côté au ventilateur.
      REMARQUE : Dans ce modèle, les animaux sont finalement euthanasiés sans cruauté. La procédure d’intubation chez les porcs est relativement complexe et prend beaucoup de temps. Pour gagner du temps chirurgical et réduire les douleurs ressenties par les animaux, nous avons opté pour une trachéotomie rapide après anesthésie plutôt qu’une intubation avant l’induction de l’anesthésie.
4. Ventilation mécanique
   1. Réglez le ventilateur en mode de ventilation intermittente à pression positive, avec un volume courant de 8 ml/kg, une fréquence respiratoire de 20 respirations par minute et une FiO₂ de 30 %. Ajustez le ventilateur pour maintenir la PCO₂ entre 35 et 45 mmHg. Ajustez les paramètres du ventilateur pour maintenir les paramètres vitaux, en vous assurant que l’ETCO₂ et le SPO₂ se trouvent dans la plage appropriée.
5. Canulation de l’artère carotide gauche et de la veine jugulaire
   1. Pour la canulation de l’artère carotide gauche, utilisez la technique de coupe, nécessitant un minimum de deux opérateurs pour la procédure.
   2. Assurez-vous de la disponibilité des instruments essentiels à la canulation, y compris des micro-ciseaux, des sutures avec aiguilles, une aiguille 18G, un tube, une gaine de cathéter français à 5 avec un introducteur et un fil guide Seldinger.
   3. À l’aide de l’incision pratiquée lors de la trachéotomie, disséquez le tissu latéral au muscle sterno-hyoïdien pour isoler l’artère carotide gauche du fascia environnant.
   4. Utilisez des sutures en soie non résorbables pour enrouler autour du segment isolé de l’artère carotide gauche avant la ponction.
   5. Utilisez des sutures en soie pour élever l’artère d’une main tout en la perforant avec l’aiguille de l’autre. Pour vérifier l’exactitude de la mise en place de l’aiguille, administrer 5 mL de solution de NaCl à 0,9 % à travers l’aiguille et observer l’expansion de la paroi artérielle. Après confirmation du bon positionnement de l’aiguille, avancez le fil-guide à travers le tube tout en rétractant l’aiguille.
   6. Extrayez le tube, puis procédez à l’insertion de la gaine à l’aide de l’introducteur guidé sur le fil. Après l’insertion, assurez-vous de retirer à la fois l’introducteur et le fil. Fixez la gaine à la peau en suturant les brides fixées avec de la soie 3-0.
   7. Utilisez la même technique pour exposer et canuler la veine jugulaire gauche.
6. Canulation de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire
   1. Pour l’isolement de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire, effectuez une dissection latérale adjacente au muscle sterno-hyoïdien du côté controlatéral.
   2. Placez un cathéter veineux central de 7,0 Fr avec deux orifices dans la veine jugulaire droite et reliez rapidement un système de transducteur pour la mesure de la pression veineuse centrale.
      REMARQUE : La taille du cathéter peut varier en fonction de la taille du porc.
   3. Connectez la solution de Ringer lactate (7 mL/kg/h) à un orifice du cathéter central et administrez une perfusion saline d’entretien (5 mL/kg/h) par l’autre port pour atténuer le risque d’occlusion du cathéter.
   4. Introduisez un cathéter artériel de 4,0 Fr équipé d’une thermistance dans l’artère carotide droite, en le connectant au moniteur cardiaque tout en connectant simultanément l’unité de mesure veineuse du moniteur au transducteur veineux central.
   5. Calibrez les transducteurs veineux et artériel à zéro, en faisant référence à la ligne médio-axillaire.
   6. Utilisez une couverture thermique pour maintenir la température de l’animal entre 37 °C et 39 °C, la surveillance de la température étant facilitée par une thermistance à l’extrémité du cathéter artériel.
   7. Ajoutez la pression artérielle moyenne aux lectures diastolique et systolique.

2. Hémorragie à volume contrôlé

1. Selon le protocole décrit, T0 marque le début de la VCH, immédiatement après la période initiale de préparation chirurgicale de 30 minutes. Utiliser les données de référence recueillies à T0 pour l’initiation du choc hémorragique par prélèvement de sang de la veine jugulaire gauche à des taux moyens spécifiques pour chaque groupe : 0,33 mL/kg/min pour le groupe I, 0,67 mL/kg/min pour le groupe II et 1 mL/kg/min pour le groupe III, sur une durée de 20 min.
2. T20 signifie la conclusion de la phase VCH. À ce stade, assurez-vous que les groupes I, II et III atteignent des niveaux d’hémorragie de 10 %, 20 % et 30 %, respectivement, par rapport au volume sanguin total (VACT).
3. Déterminer la VBT du porc, exprimée en mL, à l’aide d’un calcul manuel, à l’aide d’un paramètre de volume sanguin estimé à 70 mL/kg ^1,2,3. Il est impératif de maintenir le taux moyen spécifique pendant le processus de prélèvement sanguin.

3. Lésion de l’artère axillaire

1. Désinfectez l’aisselle en frottant avec un gommage à la povidone iodée et à l’alcool au moins 3 tours en alternance.
2. Utiliser l’échographie pour cartographier la projection de surface de l’artère axillaire, en utilisant l’échographie Doppler pour distinguer les structures artérielles, veineuses et neurales dans la fosse axillaire. Alignez la sonde perpendiculairement à la couche dermique au-dessus du muscle pectoral, ce qui permet une localisation anatomique précise de l’artère axillaire.
3. Marquez une incision en forme d’arc de 10 cm comme entrée chirurgicale en fonction des repères anatomiques établis par imagerie échographique (Figure 2A). La lumière de l’artère axillaire est anéchoïque, tandis que la paroi apparaît comme une structure ronde et hyperéchogène et est entourée par le plexus brachial hyperéchogique.
4. Appliquez une force d’environ 20 N avec la sonde et voyez la veine s’occlure lors de la compression avec la sonde à ultrasons. La gaine axillaire se manifeste par une structure linéaire hyperéchogène enveloppant le faisceau neurovasculaire (Figure 2B).
5. Incisez l’incision marquée en forme d’arc de 10 cm sur la peau à l’aide d’un scalpel. Continuez à inciser le tissu sous-cutané le long de l’incision pour exposer les structures sous-jacentes. Retirer partiellement les muscles pectoraux superficiels et profonds pour exposer la gaine axillaire (Figure 2C).
   REMARQUE : L’artère axillaire du porc provient de l’artère sous-clavière qui est recouverte par le muscle sous-clavier. Après avoir atteint le bord supérieur du muscle pectoral profond, il passe entre les muscles pectoraux superficiels et profonds et se poursuit comme l’artère brachiale. Une gaine axillaire profonde entoure l’artère axillaire, la veine et le plexus brachial.
6. Pour exposer l’artère axillaire, disséquez la gaine axillaire à l’aide d’un micro-ciseau et isolez un segment de 6 cm de l’artère de la veine environnante et du plexus brachial (figure 2D).
7. Lors de l’isolement, enroulez deux bandes vasculaires bloquantes autour du segment de 6 cm pour sécuriser le vaisseau : placez la bande rouge à l’extrémité proximale et la bande verte à l’extrémité distale avant d’infliger la blessure.
8. Attachez les deux bandes de blocage vasculaire pour bloquer temporairement la circulation sanguine. Si les bandes de blocage vasculaire sont relâchées, le sang peut être éjecté du vaisseau, simulant une hémorragie incontrôlée due à une lésion de l’artère axillaire.
9. Faites une incision transversale de 2 mm à l’aide d’un micro-ciseau, qui doit être d’environ 1/3 de la circonférence du vaisseau.
10. Placez 5 feuilles de gaze prélestée (6 cm x 8 cm) sur l’incision de l’artère axillaire, chaque feuille pouvant absorber environ 30 ml de sang. Vérifiez les bandes de blocage vasculaire pour vous assurer qu’elles sont attachées et maintenez la tension pour obstruer la circulation sanguine.

4. Compression externe

1. Prérégler le dispositif de compression externe
   1. Fixez le bras mécanique sur le côté de la table d’opération. Connectez le ballon hémostatique gonflable (Figure 3) à l’extrémité du bras.
      REMARQUE : Le dispositif de compression externe se compose de trois parties : un bras mécanique, un ballon hémostatique gonflable et un système de mesure de pression.
   2. Immobiliser le capteur de pression à film flexible au point central à la surface du ballon hémostatique gonflable pour mesurer la pression directe. Connectez le capteur de pression à film flexible à un fil électrique, puis reliez le fil à une carte d’acquisition de données.
   3. Fixez la carte d’acquisition de données à un module de conditionnement de signal monocanal et connectez-la au logiciel d’acquisition de données.
      REMARQUE : Le système de mesure de pression comprend un capteur de pression à film flexible, un fil électrique, une carte d’acquisition de données, un module de conversion de conditionnement de signal à voie unique (Figure 4) et un logiciel d’acquisition de données.
   4. Après l’installation, ouvrez le logiciel. Cliquez sur l’appareil connecté, sélectionnez l’option monocanal et choisissez 1000 points de données par seconde dans le menu de la fréquence d’échantillonnage. Pour le canal d’entrée, sélectionnez Affichage de la bande ; pour le canal de sortie, sélectionnez Affichage de sortie.
   5. Avant l’enregistrement, assurez-vous que le système de mesure de pression est calibré à zéro. Cliquez sur le bouton rouge circulaire pour démarrer l’enregistrement.
2. Pour simuler une compression externe, ciblez le bras mécanique sur la plaie axillaire immédiatement après avoir relâché les deux bandes de blocage vasculaire. Gonflez manuellement le ballonnet hémostatique pour obtenir une compression locale jusqu’à ce que la pression atteigne 210 mmHg. Enregistrez les données pression-temps et la sortie dans . CSV en temps réel.
   REMARQUE : Une pression précise peut être obtenue par le traitement logiciel après avoir gonflé manuellement le ballon. La pression est mesurée dans une plage de 0 à 300 mmHg avec un taux d’échantillonnage de 1000 points d’échantillonnage/seconde/canal.
3. Comptez 40 minutes pour la compression externe afin de permettre la formation de caillots sanguins locaux. Observez l’appareil pendant la compression pour vous assurer qu’il n’y a pas de déplacement.
   REMARQUE : Dans cette expérience, une compression efficace a été définie comme permettant d’obtenir une perte de sang sous compression inférieure à 10 % du poids corporel de l’animal.
4. Après la compression externe, cliquez sur le bouton carré rouge pour arrêter la collecte de données. Retirez l’appareil et pesez la gaze pour calculer la perte de sang sous compression (Figure 5).

5. Suivi et euthanasie

1. Surveillez l’animal pendant 30 minutes après le retrait de l’appareil.
2. À la fin de l’expérience, augmentez les débits de perfusion d’anesthésiques à une dose plus élevée, comme le fentanyl >10 μg/kg/h, le propofol >20 mg/kg/h et le midazolam >0,1 mg/kg/h. Poursuivez la surveillance cardiaque jusqu’à ce que l’ECG ne montre plus d’activité électrique cardiaque et que la tension de CO2 en fin d’expiration atteigne 0 mmHg.
3. Confirmer l’absence de flux pulsatile sur la surveillance invasive de la pression artérielle et l’absence d’autres signes vitaux.
   REMARQUE : Suivez la procédure d’euthanasie approuvée décrite dans le protocole IACUC. Une méthode d’euthanasie de confirmation doit également être pratiquée, telle qu’une thoracotomie bilatérale.

Résultats

Les 12 animaux ont survécu jusqu’à la fin de l’expérience. Toutes les analyses statistiques ont été traitées par un logiciel d’analyse statistique. Le modèle quantitatif hybride produit une perte de sang quantitative à volume contrôlé et une perte de sang constante sous compression. Sur la figure 6A, après l’HCV, la perte sanguine moyenne dans les groupes I, II et III était de 354,2 ml, 714,4 ml et 1064,0 ml respectivement, ce qui représente 10 %, 20 % et 30 % de la VBAT. Ces résultats démontrent que ce modèle peut être utilisé dans diverses configurations expérimentales, permettant d’obtenir une perte de sang quantitative grâce à la VCH. La figure 6B montre qu’il n’y avait pas de différence statistiquement significative dans la perte de sang sous compression entre les trois groupes (p > 0,05). Cette perte de sang constante peut être obtenue en faisant une incision d’environ 2 mm dans l’artère axillaire à l’aide de ciseaux microscopiques, soit 1/3 de la circonférence de l’artère axillaire. Sur la figure 6C, à la fin de l’expérience, la perte sanguine totale moyenne pour les groupes I, II et III était de 462,9 ml, 893,0 ml et 1213,0 ml, respectivement, atteignant respectivement un choc hémorragique de classe I, II et III.

Les données présentées à la figure 7 élucident l’impact de l’hémorragie contrôlée sur les paramètres hémodynamiques, indiquant une augmentation marquée de la fréquence cardiaque dans tous les groupes en réponse au choc induit. L’augmentation de la fréquence cardiaque était plus prononcée lors de l’application d’une compression externe et a montré une baisse lors de son retrait. L’ampleur de l’élévation de la fréquence cardiaque était directement proportionnelle au volume de sang prélevé, le groupe III présentant l’augmentation la plus substantielle, suivi du groupe II, puis du groupe I. Cette tendance est soulignée quantitativement par l’écart maximal de la fréquence cardiaque (ΔHR = HR_peak - HR_baseline), où le groupe III a enregistré une variation significativement plus élevée (groupe I : 11,28 ± 1,2 bpm, groupe II : 30,08 ± 2,7 bpm, groupe III : 106,80 ± 7,2 bpm, p < 0,0001).

Figure 1 : Le montage expérimental et la chronologie de l’expérience. (A) Contexte expérimental avec les porcs. (B) Les étapes de préparation chirurgicale, ainsi que la chronologie de l’expérience. La chronologie de l’intervention s’étend sur 120 min, en commençant par une phase de préparation chirurgicale de 30 minutes, suivie de points horaires désignés toutes les 10 minutes (T0 à T90), où des actions spécifiques sont prises, telles que l’hémorragie à volume contrôlé, les bandes de blocage vasculaire de traction et de relâchement, la compression externe et la surveillance de suivi. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Dissection guidée par échographie de l’anatomie axillaire chez le porc. (A) Placement de la sonde pour l’identification échographique des structures axillaires, avec une incision en forme d’arc de 10 cm marquée pour l’entrée chirurgicale. (B) Image échographique détaillant l’espace axillaire à 6 cm de profondeur ; (i) la sonoanatomie et (ii) l’anatomie échographique révisée. Le transducteur linéaire est orienté dans un plan parasagittal. L’artère axillaire (A) et la veine (V) sont indiquées aux côtés du plexus brachial (flèches), du muscle pectoral profond (DP) et du muscle pectoral superficiel (SP). (C) Incision initiale le long du trajet projeté de l’artère axillaire. (D) Exposition de l’artère axillaire et du faisceau neurovasculaire à la suite de l’incision, avec les muscles pectoraux superficiels et profonds partiellement excisés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Composants du dispositif de compression externe. Le ballon hémostatique gonflable. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Système de mesure de pression. Composants matériels du système de mesure de pression, y compris le capteur de pression à film flexible connecté par fil électrique à un module de conversion de conditionnement de signal monocanal. Le module est ensuite connecté à une carte d’acquisition de données, qui s’interface avec un ordinateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Évaluation de la perte de sang sous compression via la saturation de la gaze. (A) Gaze extraite de la plaie chirurgicale après compression externe. (B) La gaze imbibée de sang alignée pour la prépesée afin de quantifier la perte de sang sous compression. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Évaluation de la perte de sang et du poids corporel. (A) Graphique à barres illustrant la perte de sang contrôlée en pourcentage du volume sanguin total (VACT) pour trois groupes différents. (B) Graphique à barres montrant la perte de sang sous compression sans différence significative entre les groupes. (C) Graphique à barres représentant la perte totale de sang à la fin de l’expérience correspondant à trois classes de choc hémorragique. L’axe Y gauche représente la perte de sang, tandis que l’axe Y droit représente le pourcentage de TBV. Chaque groupe a une taille d’échantillon de N = 6. Toutes les données continues ont été exprimées en moyenne ± en écart-type, et la signification a été fixée à des intervalles de confiance (IC) à 95 %. L’analyse de variance à un facteur (ANOVA) a été utilisée pour déterminer l’effet du volume de l’hémorragie sur les paramètres hémodynamiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Les réponses hémodynamiques au cours de l’expérience. (A-C) correspondent aux trois groupes expérimentaux soumis à différents volumes de prélèvement sanguin. Les graphiques suivent la fréquence cardiaque (ligne rouge), la pression artérielle systolique (ligne bleue) et la pression artérielle diastolique (ligne noire) au fil du temps, ainsi que le pourcentage de perte de volume sanguin total (TBV) (zone ombrée). Les données montrent la progression temporelle de la fréquence cardiaque et de la pression artérielle depuis le début de l’hémorragie (T0) jusqu’à 90 minutes après l’hémorragie (T90). * indique que les paramètres hémodynamiques à chaque point temporel présentent une différence statistiquement significative par rapport à T0 au sein de chaque groupe (p<0,05). Toutes les données continues ont été exprimées en moyenne ± en écart-type, et la signification a été fixée à des intervalles de confiance (IC) à 95 %. L’analyse de variance à un facteur (ANOVA) a été utilisée pour déterminer l’effet du volume de l’hémorragie sur les paramètres hémodynamiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

La lésion de l’artère axillaire est la principale cause d’hémorragie massive au site jonctionnel¹ du membre supérieur. Pour le contrôle actif des saignements, la compression manuelle, la tamponnade de gaze et les agents hémostatiques sont des méthodes couramment utilisées dans les combats ou les environnements préhospitaliers⁸. Bien que la compression seule puisse contrôler temporairement l’hémorragie jonctionnelle, elle peut ne pas obstruer complètement l’artère axillaire en raison de la flexibilité de l’omoplate. De plus, la plupart des agents hémostatiques locaux se présentent sous la forme de feuilles de gaze et de membrane qui nécessitent une compression manuelle pour les maintenir en place au site de saignement⁹. À l’heure actuelle, il n’existe aucune étude clinique pertinente qui ait confirmé une pression de compression fiable lorsqu’elle est associée à une tamponnade de gaze ou à des agents hémostatiques. Cette étude a mis au point un nouveau modèle hybride d’évaluation quantitative de l’hémorragie jonctionnelle des membres supérieurs chez le porc qui offre l’avantage de poursuivre le développement de produits hémostatiques préhospitaliers.

Lors de la construction d’un modèle de choc hémorragique, le principal défi consiste à reproduire avec précision le scénario clinique tout en assurant une reproductibilité et une standardisation élevées¹⁰. Par conséquent, nous avons développé un modèle d’évaluation quantitative hybride qui offre plusieurs avantages par rapport au modèle traditionnel de choc hémorragique :

Cette étude présente pour la première fois un modèle de lésion de l’artère axillaire porcine. Dans des publications récentes, la majorité des recherches ont utilisé le modèle de lésion de l’artère fémorale pour évaluer l’efficacité de nouveaux agents hémostatiques 11,12,13,14,15. Cependant, peu d’attention a été accordée à la description de la faisabilité du modèle de lésion de l’artère axillaire. Cela est attribué aux défis associés à la réalisation d’une lésion de l’artère axillaire chez les porcs, découlant des caractéristiques anatomiques complexes de l’aisselle du porc. Pour minimiser les blessures ou les saignements non intentionnels, une approche axillaire guidée par échographie est préférable pour localiser l’artère axillaire avant la dissection. Ce choix est fait parce que les vaisseaux sont situés profondément entre les muscles pectoraux superficiels et profonds et sont entourés d’une gaine axillaire. Pendant ce temps, un autre défi consiste à obtenir une incision transversale cohérente de 2 mm chez tous les animaux grâce à l’estimation visuelle.

Les bandes de blocage vasculaire fournissent une force de traction pour obstruer temporairement le flux sanguin dans l’artère axillaire lésée (artère ouverte). Dans le paysage actuel de la recherche, on rencontre des défis critiques lors de la mise au point de nouveaux matériaux hémostatiques pour les hémorragies jonctionnelles. Ces défis découlent de plaies profondes et étroites dans les régions jonctionnelles qui entraînent un flux sanguin rapide et sous pression. Cette dynamique entrave considérablement la capacité des matériaux hémostatiques à absorber et à gérer le liquide interfacial. Dans des conditions d’hémorragie massive, cela est particulièrement préjudiciable, car le sang à haute pression et à circulation rapide peut éliminer les agents hémostatiques et perturber les caillots insuffisamment formés. L’étude introduit l’utilisation de deux bandes de blocage vasculaire qui contrôlent temporairement le flux sanguin sous pression. Cette stratégie permet d’évaluer l’efficacité des matériaux hémostatiques sans les effets confondants d’une hémorragie active précédant l’intervention chirurgicale pour gérer l’hémorragie.

La pression de compression dans l’expérience peut être définie sur une valeur spécifique en fonction des besoins de l’expérience et maintenue relativement stable tout au long de l’expérience. L’utilisation d’un dispositif de compression externe pour appliquer une pression réglable sur la gaze de tamponnade est un développement précieux dans le domaine de la recherche sur l’hémorragie jonctionnelle. La pression de compression spécifique de l’hémorragie jonctionnelle du membre supérieur n’a pas encore été clarifiée. Selon le rapport de cas d’une blessure par balle, un garrot de l’aorte abdominale et de jonction peut être utilisé à l’aisselle, mais la pression de compression requise n’a pas été clairement indiquée¹⁶. Johnson et ^al.5 ont vérifié l’efficacité et l’innocuité du garrot jonctionnel Sam dans l’aine et la région axillaire, indiquant que l’occlusion de l’artère axillaire nécessite en moyenne 739 mmHg. En 2022, Avital et ^al.17 ont documenté un cas où une technique manuelle de points de pression a été utilisée pour contrôler l’hémorragie axillaire pendant un transport en vol de 21 minutes, à la suite de l’échec répété d’un bandage hémostatique. Cette étude de cas a confirmé que la technique des points de pression peut arrêter avec succès les saignements dans la région jonctionnelle axillaire et peut être maintenue sur une période prolongée. Cependant, l’application de la pression a été effectuée par un médecin d’évacuation aéromédicale, dont l’effort prolongé a entraîné de la fatigue, compromettant ainsi la capacité de maintenir une pression constante tout au long de la procédure. Dans ce modèle, la tamponnade de gaze et la compression locale ont été utilisées simultanément. Nous n’avons pas cherché à bloquer complètement le flux de l’artère axillaire, mais avons utilisé la méthode de la tamponnade de gaze combinée à une compression externe pour obtenir une hémostase locale. Les résultats indiquent que seulement 210 mmHg de pression externe étaient nécessaires pour arrêter efficacement le saignement lorsqu’ils étaient combinés à une tamponnade de gaze. De plus, l’utilisation d’un bras mécanique assure une pression constante et inaltérée au point de pression, augmentant ainsi l’efficacité de cette stratégie de contrôle des hémorragies. Pour des recherches plus approfondies, la pression de compression de cet appareil peut être ajustée et personnalisée en fonction du matériau de la tamponnade. Si l’efficacité de divers pansements hémostatiques à pression requise nouvellement développés doivent être testés, la pression peut être ajustée pour s’adapter aux paramètres expérimentaux. Par exemple, si la pression est réglée sur une valeur spécifique, il est possible de déterminer quel pansement hémostatique est le plus efficace en comparant le temps jusqu’à l’hémostase et la perte de sang sous compression.

Un choc de classe I-III a été induit en associant la VCH à une hémorragie non contrôlée, simulant avec précision le scénario clinique d’une lésion de pénétration de l’artère axillaire tout en ajustant la perte totale de sang à la plage requise. Le modèle de choc hémorragique peut être classé en trois types : à volume contrôlé, à pression contrôlée et non contrôlé. Le modèle de choc hémorragique à volume contrôlé simule le processus de choc hémorragique en libérant une certaine proportion de sang en fonction du volume circulant effectif sur une période donnée. Ce modèle présente des avantages dans l’évaluation de l’hémodynamique (tels que les mécanismes compensatoires), mais il est difficile de contrôler le degré de changements de la pression artérielle (tels que l’hypotension). Il a été constaté qu’un flux sanguin rapide suivi d’une exsanguination lente induit une réponse physiologique plus intense (fréquence cardiaque, acide lactique sérique et quantité de liquide de réanimation requise) que l’exsanguination constante (méthodes traditionnelles), et simule de manière plus réaliste le processus de choc hémorragique. Il existe de nombreuses façons d’établir le modèle du choc hémorragique non contrôlé. Les modèles couramment utilisés de choc hémorragique incontrôlé comprennent le modèle d’hémorragie du foie ou de la rate, le modèle d’hémorragie de lésion de l’aorte et de l’artère fémorale, etc.18,19,20,21,22. Ce modèle de choc hémorragique est très proche de la situation clinique des patients présentant un traumatisme ou une hémorragie sévère et est largement utilisé, notamment dans l’étude de la réanimation liquidienne du choc hémorragique. Dans cette étude, le prélèvement sanguin de l’artère fémorale de 10 %, 20 % et 30 % de TBV combiné à la compression à pression fixe du bras mécanique a induit un choc hémorragique de grade I à III. Les paramètres hémodynamiques ont été surveillés toutes les 10 minutes pendant tout le processus pour assurer la stabilité du modèle.

Ce modèle présente plusieurs limitations importantes, notamment l’aspect de l’hémorragie incontrôlée. Une contrainte majeure est la précision requise pour l’incision transversale de 2 mm dans l’artère axillaire. Bien que nos données montrent une erreur-type étroite pour la perte de sang sous compression, la variabilité de la taille de l’incision et, par conséquent, de l’hémorragie incontrôlée peut augmenter lorsque différentes personnes effectuent la procédure. Une autre limitation est l’anesthésie et la gestion de la douleur des porcs utilisés dans l’expérience. Compte tenu de l’étendue des procédures chirurgicales impliquées dans la phase de préparation chirurgicale de ce modèle, la gestion de l’analgésie et de la profondeur de l’anesthésie est cruciale. Il est important de surveiller de près les signes de douleur et de fournir un traitement approprié lors d’une trachéotomie, d’une canulation et d’une lésion de l’artère axillaire.

Conclusion
Dans cette étude, nous avons présenté un nouveau modèle hybride d’évaluation quantitative de l’hémorragie jonctionnelle des membres supérieurs chez les porcs, marquant ainsi une avancée significative dans le développement de produits hémostatiques préhospitaliers. L’utilisation d’un modèle de lésion de l’artère axillaire porcine, associée à la mise en œuvre de bandes de blocage vasculaire et d’un dispositif de compression externe, permet de relever des défis critiques dans le contrôle des hémorragies jonctionnelles, tels que l’obtention d’une pression constante et contrôlée pour améliorer l’efficacité hémostatique. Nos résultats démontrent qu’une combinaison de tamponnade de gaze avec une pression externe contrôlée avec précision de 210 mmHg, renforcée par la force constante fournie par un bras mécanique, arrête efficacement le saignement. Cette approche fournit non seulement une solution pratique pour la prise en charge des lésions de l’artère axillaire, mais ouvre également la voie à de futures recherches sur les mécanismes de pression réglables pour divers pansements hémostatiques. Cela améliore la pertinence clinique et l’applicabilité des résultats. Ces résultats ont un potentiel important pour améliorer les soins de traumatologie humaine, en particulier dans les milieux préhospitaliers.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Logiciel d’acquisition de données MCC DAQami	Measurement Computing Corporation	4.2.1f0	Logiciel avancé d’acquisition et de surveillance des données conçu pour offrir une expérience utilisateur intuitive et efficace, développé par Measurement Computing Corporation basé à Norton, MA, États-Unis.
DF9-40 Capteur de pression à film flexible	Chengke Electronics	500g	Un capteur de pression à film flexible conçu pour les applications nécessitant une mesure de force
Fil DuPont, carte d’acquisition de données	J.X.CT	USB-1208LS	Une carte d’acquisition de données équipée de connecteurs DuPont pour les tâches d’interface et de traitement du signal
Module de conversion de conditionnement de signal monocanal	Risym	IMS-C04A	Module utilisé pour le conditionnement et la conversion de signaux dans une configuration à canal unique