Method Article

Développement d’une boîte comportementale pour évaluer l’inhibition prépulsive et l’activité neuronale dans des modèles animaux psychiatriques

DOI:

10.3791/67005

⸱

July 22nd, 2025

 ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Laboratory of Molecular Pharmacology, Departamento de Farmacologia, Escola Paulista de Medicina (EPM), Universidade Federal de São Paulo (UNIFESP)

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole présente une boîte comportementale basée sur un microcontrôleur pour évaluer l’inhibition pré-impulsion (IPP) en collectant des données d’accélération à partir d’un capteur situé sous la boîte. Ces données évaluent les déficits sensoriels chez les rats socialement isolés, avec une méthode supplémentaire pour synchroniser les données avec l’activité neuronale afin de faire progresser les études neurophysiologiques sur les troubles du comportement.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La détresse au début de la vie est reconnue comme un précurseur potentiel des troubles neurodéveloppementaux. L’une des approches pour étudier cette condition dans des modèles animaux est l’isolement social après le sevrage. Il a été démontré que cette détresse précoce chez les rongeurs entraîne des modifications neuronales similaires à celles observées chez les patients atteints de schizophrénie, notamment une diminution du volume du cortex préfrontal, une diminution de la densité de la colonne dendritique et une augmentation de l’activité dopaminergique dans l’aire tegmentale ventrale. Le paradigme de l’inhibition pré-impulsionnelle (IPP) est une méthode établie pour évaluer les déficits de déclenchement sensoriel dans les modèles humains et animaux. L’IPP fait référence à la suppression du réflexe de sursaut à un stimulus acoustique plus fort (par exemple, une impulsion de 120 dB) lorsqu’il est précédé d’un pré-stimulus acoustique plus faible (par exemple, une impulsion de 65 dB). Ce phénomène est souvent réduit chez les patients psychiatriques et les modèles animaux de troubles psychiatriques. Cet article présente un protocole pour construire une boîte comportementale pour les études IPP, permettant l’utilisation d’un modèle animal accessible et rentable de la schizophrénie et la synchronisation de la boîte comportementale avec les enregistrements neuronaux du modèle (par exemple, les enregistrements électrophysiologiques). Cette boîte comportementale personnalisée a détecté efficacement les réponses de sursaut et a facilité l’évaluation des IPP avec un enregistrement neuronal simultané chez les rongeurs se comportant librement et soumis à l’isolement post-sevrage.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les personnes diagnostiquées avec la schizophrénie (SCZ) présentent souvent des déficits sensorimoteurs. Une diminution de la réponse à la stimulation sensorielle et une difficulté à discerner des informations pertinentes à partir de diverses entrées sensorielles sont souvent signalées chez ces patients 1,2. Pour les individus en bonne santé, l’administration d’un stimulus plus faible avant un stimulus plus fort diminue le réflexe de sursaut habituel au stimulus plus fort3. Ce phénomène est connu sous le nom d’inhibition pré-impulsionnelle (IPP) et a été utilisé pour étudier les déficits de déclenchement sensoriel chez les patients atteints de SCZ et les modèles animaux de SCZ4.

Dans une tâche d’IPP acoustique, une réponse de sursaut à une seule impulsion acoustique forte (par exemple, ~120 dB) est comparée à la réponse de sursaut lorsque le même stimulus est précédé dans un court intervalle (30 à 500) par un stimulus plus faible (par exemple, ~65 dB)3,4. Chez les individus en bonne santé, la réponse de sursaut au pouls est diminuée lorsque le prépouls plus faible est présenté (par rapport à la réponse de sursaut au pouls fort unique seul). Ce phénomène est perturbé chez les individus atteints de SCZ, qui présentent moins de suppression de la réponse de sursaut même lorsque la préimpulsion plus faible est présentée précédant l’impulsion forte 1,5,6,7,8.

À l’instar des patients atteints de SCZ, les rats présentant une hyperactivité mésolimbique de la dopamine présentent également une diminution de l’IPPacoustique 9, ce qui fait de ce paradigme un outil utile pour étudier les altérations comportementales et physiologiques dans les modèles animaux de schizophrénie. En général, l’appareil commercial pour les IPP consiste en une chambre acoustique contenant des capteurs, des haut-parleurs et un logiciel permettant de régler les paramètres expérimentaux (par exemple, l’intervalle entre les impulsions et l’intensité des stimuli), d’enregistrer la réponse de sursaut des rongeurs et de traiter les données. Cependant, les systèmes commerciaux offrent souvent des options de personnalisation limitées et sont coûteux. Les approches de bricolage pour construire des appareils de recherche flexibles augmentent l’accès à l’équipement et le transfert des connaissances10. Les solutions de bricolage pour étudier les mécanismes de déclenchement sensorimoteur comme les PPI doivent prendre en compte plusieurs facteurs clés pour garantir l’efficacité et la fiabilité. Parmi les considérations essentielles, citons les spécifications de conception, le contrôle de l’environnement et de la lumière, l’atténuation du son, les systèmes de diffusion de stimulus, les capteurs de mesure comportementale et l’acquisition et l’analyse des données.

Des solutions de bricolage pour les boîtes comportementales ont été développées pour différentes fonctions, telles que les expériences de léchage opérant11, les tâches de discrimination auditive12 et la fonction des membres antérieurs13. Bien que plusieurs approches DIY se concentrent sur le suivi vidéo14, ce type de données nécessite d’importantes ressources de calcul pour être analysées. Une plate-forme matérielle et logicielle open source peut être utilisée pour construire une boîte comportementale PPI à faible coût avec la flexibilité de tester des expériences personnalisées 15,16,17 et de synchroniser les enregistrements neuronaux d’animaux se comportant librement.

Cet article présente une méthode de développement d’une boîte comportementale pour évaluer les IPP avec une plate-forme à faible coût pour étudier le modèle d’isolement post-sevrage du rat, un stress précoce contribuant au développement de symptômes de type SCZ, qui peut également être utilisé avec des enregistrements électrophysiologiques simultanés du cerveau.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les essais sur les animaux ont été effectués conformément au Guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Ce projet a été approuvé par le Comité d’éthique de l’Institut CEUA Santos Dumont (numéro d’approbation 04/2016). Pour le test IPP, 35 rats Wistar (âgés de 3 mois, 290-490 g ; 19 mâles et 16 femelles) ont été évalués individuellement dans la boîte IPP. Les 35 rats ont été soumis à un protocole d’isolement post-sevrage, où ils ont été logés individuellement sous un cycle de lumière de 12/12 h à une température de 23 °C et à 70 % d’humidité dans une installation contrôlée avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans l’étude sont fournis dans la table des matériaux.

1. Boîte PPI

  1. Fabriquez une boîte transparente en acrylique de 25 cm de longueur, 20 cm de largeur et 25 cm de hauteur pour garder un rat se comportant librement avec une tête câblée. Cette hauteur est importante pour empêcher les rats de s’échapper et pour garder la scène libre et sûre pour les enregistrements neuronaux.
    1. Utilisez des tampons en caoutchouc autocollants pour isoler le boîtier en acrylique des vibrations mécaniques externes (par exemple, une paillasse de laboratoire avec d’autres équipements) et pour maintenir l’accéléromètre fixé sous le boîtier sans contact physique avec d’autres pièces (par exemple, un banc ou des fils).
      REMARQUE : Ajustez la taille de la boîte en acrylique transparent en fonction des exigences de la tâche (par exemple, souris, rat, ouistiti).
  2. Soudez une nappe (26 AWG) directement aux quatre trous de broche d’une carte accéléromètre : VCC (tension), GND (masse), SCL (horloge série) et SDA (données série). Nettoyez le centre de l’acrylique et la face plate de l’accéléromètre. Utilisez de la colle cyanoacrylate ou de la résine époxy pour fixer fermement l’accéléromètre sous la boîte en acrylique.
    1. Attendez qu’il soit complètement durci (Figure 1). Connectez l’autre côté de la nappe au microcontrôleur comme suit : VCC à 3,3 V, GND à GND, SCL à SCL (I2C SCL) et SDA à SDA (I2C SDA). Gardez l’accéléromètre fixé sous le boîtier sans contact physique avec d’autres pièces (par exemple, un banc ou des fils).
      REMARQUE : Il existe plusieurs marques d’accéléromètres et de microcontrôleurs DYI. La taille et le type de microcontrôleur et d’accéléromètre dépendent de l’utilisation prévue et des dimensions/spécifications du boîtier. Considérez les procédures de nettoyage après chaque séance d’essai et, si nécessaire, appliquez une couche de vernis électronique sur les joints et les circuits de soudure pour isoler et protéger contre les éclaboussures accidentelles sur les pièces métalliques de l’accéléromètre. À des fins de comparaison, l’accéléromètre DYI et l’accéléromètre commercial ont été fixés côte à côte sous la boîte.
  3. Réalisez une chambre insonorisée avec une porte frontale et des bords de 80 cm à l’aide de panneaux de fibres à densité moyenne (MDF) de 15 mm d’épaisseur. Tapisser l’intérieur de la boîte avec de la mousse acoustique. Placez un haut-parleur à 20 cm au-dessus du boîtier en acrylique de manière à permettre à la tête et au câble de bouger librement.
    1. Connectez la sortie audio de l’ordinateur à la carte du microcontrôleur (entrée analogique et GND) et au haut-parleur via un détecteur audio commercial, qui reçoit des stimuli acoustiques du haut-parleur et génère des marqueurs d’événements TTL (logique transistor-transistor) pour synchroniser les données comportementales et neuronales (Figure 2).
      REMARQUE : Construisez une chambre acoustique selon les exigences expérimentales (par exemple, tenez compte de la nécessité de caméras, de lumière supplémentaire et de haut-parleurs). Utilisez un diviseur de résistance (par exemple, des résistances de 10 kΩ et 10 kΩ) pour empêcher l’audio de l’ordinateur d’atteindre la plage d’entrée analogique du microcontrôleur de 0 à 5 V. Un dispositif de détection audio commercial reçoit une entrée audio et envoie TTL (Transistor-Transistor-Logic) comme marque de début de stimulus pour chaque stimulation acoustique envoyée par l’ordinateur (0-0,4 V est considéré comme un état bas, et 2,8-5 V comme un état élevé). En général, les systèmes d’électrophysiologie ont des ports d’entrée BNC femelles pour recevoir des signaux TTL ou analogiques (par exemple, des stimuli audiologiques).
  4. Connectez la carte du microcontrôleur à l’ordinateur à l’aide d’un câble USB. Ouvrez le logiciel de l’environnement de développement intégré pour la carte microcontrôleur.
    1. Sélectionnez la carte de microcontrôleur, le port COM et le débit en bauds correspondants. Ouvrez le croquis du fichier, compilez et téléchargez le code sur la carte du microcontrôleur. Cliquez sur le port série du moniteur pour vérifier les données entrantes. Fermez le logiciel de l’environnement de développement.
      REMARQUE : Lors de la connexion de la carte microcontrôleur à un ordinateur via USB, un port COM lui est attribué. Ouvrez le gestionnaire de périphériques dans le panneau de configuration de Windows et cliquez sur Ports (COM & LPT) pour voir le port COM attribué au microcontrôleur (numéro COM). Le numéro COM doit correspondre au paramètre de port COM du logiciel de développement. Un exemple d’esquisse est disponible à l’adresse https://github.com/neurodeveloperISD.
  5. Placez un sonomètre numérique au même endroit où l’animal se trouvera dans la boîte. Vérifiez le bruit de fond dans la chambre avec la porte fermée. Jouez les stimuli acoustiques et ajustez la plage de détection du sonomètre (30-80 dB ou 80-130 dB) pour calibrer les niveaux de stimulus acoustiques envoyés par l’ordinateur.
    REMARQUE : Selon le protocole expérimental, différentes séquences de stimuli peuvent être créées à l’aide d’un langage open source préféré (par exemple, Python). Pour cette étude, un bruit blanc de 68 dB a été présenté pendant 7 min avec des combinaisons aléatoires de préimpulsions et d’impulsions. Exportez le fichier sous forme de fichier d’onde et la séquence de table de la combinaison préimpulsion/impulsion pour une analyse hors ligne.
  6. Ouvrez un logiciel open source de votre choix pour acquérir et enregistrer les données de port série. Configurez le port COM, la carte du microcontrôleur et le débit en bauds. Cliquez sur connecter pour lire les données brutes ou le graphique. Cliquez sur enregistrer pour commencer à enregistrer les données de l’expérience.
    REMARQUE : Il existe des logiciels open source pour enregistrer des ports série (par exemple, CoolTerm, Python) et disponibles dans le commerce (par exemple, Matlab).
  7. Avant de placer un animal, assurez-vous que chaque composant (émission de stimulus, détection de réponse) fonctionne correctement. Vérifiez le moment et la séquence des stimuli (selon le protocole PPI choisi). Vérifiez la détection et l’enregistrement précis des réponses de l’accéléromètre.
  8. Collectez et analysez les données de réponse pour évaluer l’effet de l’IPP (étape 5). Utiliser des outils statistiques pour interpréter les résultats et évaluer les déficits sensori-moteurs.

figure-protocol-1
Figure 1 : Accéléromètre solidement fixé sous la boîte comportementale. La figure montre une carte d’accéléromètre à faible coût (à gauche) et un accéléromètre commercial haut de gamme (à droite) à des fins de comparaison de données. L’accéléromètre doit être solidement fixé à la boîte en acrylique, et le câble plat doit être attaché à l’acrylique pour éviter de le casser en raison des procédures de nettoyage et des changements d’animaux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Boîte comportementale intégrée basée sur un microcontrôleur. Schéma montrant un rat dans la boîte en acrylique avec un étage câblé connecté à un système d’enregistrement électrophysiologique du cerveau. Un accéléromètre situé sous le boîtier connecté au microcontrôleur envoie les données de l’accéléromètre triaxial à l’ordinateur et reçoit des marques de déclenchement de stimuli pour le traitement des données hors ligne. Un haut-parleur diffuse le bruit de fond et les impulsions sonores, qui déclenchent des marqueurs pour les données de l’accéléromètre. Un microphone acquiert des stimuli acoustiques à synchroniser avec des données électrophysiologiques (par exemple, l’acquisition du comportement vocalisé pendant les tâches). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Procédure d’isolement post-sevrage chez le rat

  1. Isolez les petits des rats dans des cages individuelles immédiatement après le sevrage (du 17au 21e jour après la naissance) et gardez-les isolés pendant au moins 90 jours postnatals.
  2. Réaliser l’implantation d’un réseau de microélectrodes neurochirurgicales après 90 jours postnatals en utilisant les protocoles établis18,19.
  3. Effectuez la tâche IPP après 7 à 10 jours après la chirurgie (voir étape 4).

3. Procédure chirurgicale pour l’implantation cérébrale d’un réseau d’électrodes

  1. Un réseau de microélectrodes doit être préalablement stérilisé (cette étude a utilisé 32 fils de tungstène de 50 μm de diamètre, figure 3A). Placez l’animal dans une boîte isolée avec une anesthésie à l’isoflurane (5 % dans 0,5 L/minO2, selon les protocoles approuvés par l’établissement).
  2. Retirer l’animal de la boîte et le maintenir sous anesthésie à l’isoflurane avec un cône nasal d’anesthésie (1 % dans 0,5 L/minO2). Administrer l’atropine par voie intramusculaire à une dose de 0,05 mg/kg. Rasez la tête de l’animal avec une lame à l’aide d’un liquide antiseptique. Après 5 min, administrer de la kétamine par voie intrapéritonéale à 70 mg/kg et de la xylazine par voie intramusculaire à 3 mg/kg.
  3. Placer l’animal sur un coussin chauffant à 37 ± 0,2 °C dans le dispositif stéréotaxique multiaxial sous isoflurane inhalable (1 %-5 % dans 0,5 L/minO2). Insérez un capteur rectal pour contrôler le coussin chauffant ainsi qu’un capteur rectal pour surveiller la saturation PO2 et la fréquence cardiaque. Assurez-vous que la saturation en oxygène est supérieure à 95 % et que la fréquence cardiaque est comprise entre 200 et 300 bpm.
    REMARQUE : Observez ces paramètres tout au long de l’intervention chirurgicale et, si nécessaire, ajustez la concentration d’isoflurane.
  4. Appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les yeux de l’animal et couvrez-le d’un champ chirurgical stérile.
    REMARQUE : Effectuez toutes les interventions chirurgicales suivantes dans des conditions aseptiques.
  5. Ouvrez le champ chirurgical dans la région de la tête de l’animal et fixez-le avec la peau à l’aide de sutures (4-0). Appliquez de la lidocaïne à 20 % par voie sous-cutanée sur le crâne de l’animal et effectuez une incision longitudinale (~1,5 cm) de la peau de la tête, suivie de l’ablation du périoste calvaire. Nettoyez la surface de l’os avec du peroxyde d’hydrogène.
  6. Alignez bregma et lambda dans le même plan horizontal pour une meilleure précision de la craniotomie, en particulier si l’enregistrement provient de plusieurs zones du cerveau (cette étude a enregistré à partir de l’aire tegmentale ventrale, de l’amygdale, du noyau accumbens, de l’hippocampe et du cortex préfrontal, figure 3B).
  7. Marquez la position des trous de bavure à l’aide d’une perceuse robotisée et insérez 3 à 4 vis à des endroits répartis sur le crâne, à l’emplacement éloigné de la craniotomie, sans perforer la dure-mère (Figure 3C,D).
  8. Effectuer une craniectomie manuelle19, en perçant le périmètre de la craniotomie à l’aide d’une perceuse dentaire à vitesse maximale pour les cibles cérébrales (Figure 3E).
  9. Retirez l’os, conservez la dure-mère avec une solution saline stérile et retirez la dure-mère.
    REMARQUE : Faites attention à l’ensemble du processus d’extraction de la dure-mère pour éviter les lésions cérébrales, qui pourraient compromettre la précision de la profondeur.
  10. Placez les électrodes du réseau aux positions de craniectomie et descendez le réseau d’électrodes jusqu’à ce que les électrodes de position la plus profonde touchent légèrement le tissu cérébral. Utilisez un fil de mise à la terre électrique des électrodes, placé à la surface du crâne, disposé autour des quatre vis (Figure 3F).
    REMARQUE : Voir la formation pour l’implantation en neurochirurgie dans le modèle animal19 en utilisant un sujet alternatif.
  11. Insérez les électrodes tous les 100 μm jusqu’à l’emplacement cible, et fixez-les avec du ciment dentaire pour maintenir le connecteur fermement fixé au crâne et hors de la peau.
    REMARQUE : Veillez à ne pas laisser tomber de ciment dentaire sur le tissu cérébral ou dans les trous de la goupille de connexion.

figure-protocol-3
Figure 3 : Implant de réseau de microélectrodes. (A) Réseau de microélectrodes avec 32 fils de tungstène de 50 μm pour le PFC prélimbique et infralimbique, le VTA, l’AMY, le NAcc et le PPTE. (B) Crâne de rat montrant les cibles cérébrales, bregma et lambda. (C) Positions de perçage pour craniectomie et vis. (D) Vis pour soutenir l’implant du réseau de microélectrodes et dessin de craniectomie. (E) Ouvertures du crâne sans dure-mère. (F) Microélectrodes pénétrant dans le cerveau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. IPP et enregistrements neuronaux

  1. Connectez très soigneusement l’étage de tête à l’implant de connecteur sur le crâne de rat.
    REMARQUE : Cette étape est cruciale pour éviter de casser les micro broches du connecteur mâle de la tête ou d’endommager l’acrylique dentaire sur le crâne. L’animal peut être placé dans une boîte avec une anesthésie à l’isoflurane (5 % dans 0,5 L/minO2) pour aider à se connecter si nécessaire. Lorsque vous utilisez l’anesthésie pour connecter la tête, attendez que l’isoflurane soit éliminé afin qu’il n’affecte pas le comportement des IPP et l’activité cérébrale.
  2. Allumez le système d’acquisition de données neuronales et assurez-vous qu’il reçoit les données des stimuli acoustiques via le microcontrôleur ou un générateur TTL connecté au détecteur audio ou au microphone. Allumez l’enregistreur open source du port série précédemment vérifié à l’étape 1.6.
    REMARQUE : Selon l’installation du laboratoire, ces procédures de synchronisation peuvent différer.
  3. Commencez à acquérir des données électrophysiologiques (pic et potentiel de champ local) et d’accéléromètre avec un logiciel d’acquisition d’électrophysiologie.
    REMARQUE : Vérifiez les données entrantes et ajustez le réglage du gain pour éviter d’écrêter le signal ou de ne pas détecter les formes d’onde de pointe et le seuil de détection des pointes. En fonction du système d’enregistrement et des données enregistrées, on ne peut régler le gain et le seuil qu’en mode en ligne. Assurez-vous que le réglage du filtre pour les signaux basse fréquence (LFP), généralement de 0,5 Hz à 100 Hz, les hautes fréquences (pointes), généralement de 300 Hz à 5000 Hz, et le bruit basse fréquence, généralement 50/60 Hz, sont correctement spécifiés pour permettre une analyse hors ligne.
  4. Exposer l’animal à un bruit de fond blanc (~68 dB) pendant 7 min avec présentation aléatoire de tous les types d’impulsions, 10 fois chaque type (Figure 4). La figure 4 illustre cinq types d’impulsions utilisées dans ce protocole : impulsion 1 (préimpulsion de 75 dB, intervalle de 30 ms et impulsion de 120 dB), impulsion 2 (préimpulsion de 85 dB, intervalle de 30 ms et impulsion de 120 dB), impulsion 3 (préimpulsion de 75 dB, intervalle de 100 ms et impulsion de 120 dB), impulsion 4 (préimpulsion de 85 dB, intervalle de 100 ms et impulsion de 120 dB), et impulsion 5 (impulsion unique de 120 dB).
  5. À la fin de la session d’enregistrement, éteignez le logiciel d’acquisition et débranchez le connecteur de la tête d’affiche.

figure-protocol-4
Figure 4 : Types de stimuli auditifs. Une séance illustrée de 7 min de bruit blanc avec 5 types de combinaisons pré-impulsion + impulsion a été présentée au hasard. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Analyse électrophysiologique et comportementale

  1. Importez les données brutes contenant les données cérébrales, l’accélération et les stimuli acoustiques dans une plateforme de traitement du signal. Extrayez les époques centrées sur chaque stimulus acoustique.
  2. Normaliser les moyens en conséquence pour comparer les valeurs entre animaux. Utilisez l’impulsion unique (impulsion 5 dans ce protocole) comme réponse maximale et normalisez le réflexe à d’autres impulsions à cette valeur.
  3. Considérons l’amplitude de sursaut de l’impulsion 5 comme étant de 100 % et les autres impulsions en fonction de l’impulsion 5.
    REMARQUE : Les amplitudes sont extraites à l’aide de la racine carrée moyenne (RMS) des trois axes de l’accéléromètre (Figure 5A) pour exprimer l’amplitude du sursaut (Figure 5B) dans un ensemble de n valeurs. Le RMS est une formule mathématique20, où :
    figure-protocol-5
    AX = Axe X de l’accéléromètre, AY = Axe Y de l’accéléromètre, AZ = Axe Z de l’accéléromètre
    t = début de l’stimulus acoustique plus 200 ms
    n = valeurs de collection
    Pour calculer le pourcentage de sursaut efficace des impulsions 1 à 4 par rapport à l’impulsion 5 :
    figure-protocol-6
    Pouls RMS = RMSsursaut pour le pouls 1, 2, 3, 4
    Pouls RMS5 = Effroi RMS pour le Pulse 5
  4. Utilisez les TTL envoyés au système d’acquisition de données neuronales pour analyser les données cérébrales entourant les stimuli acoustiques et les réponses réflexes en conséquence.

figure-protocol-7
Figure 5 : Données de l’accéléromètre triaxial et RMS. (A) Les données illustratives de l’accéléromètre triaxial (axes x, y, z (g)) ont été enregistrées pendant 6 min de stimulation au signal blanc de base et aléatoire à 80 PPI. (B) Calcul RMS surprenant à partir des trois axes de l’accéléromètre (colonne grise en surbrillance x, y, z mise en évidence, développée en B). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’inhibition de la préimpulsion n’a montré aucune différence pour les impulsions 1 et 3 par rapport à l’impulsion 5 (120 dB seulement), mais a montré une différence statistique pour les impulsions 2 et 4 (p < 0,05) (figure 6).

figure-results-1
Figure 6 : Amplitudes moyennes de réponse au ...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole présentait une boîte comportementale DIY pour étudier les tâches d’inhibition pré-impulsion chez des rats Wistar se comportant librement tout en enregistrant des données cérébrales (dans cet exemple, le potentiel de champ local et l’activité de pointe). La boîte peut être construite et personnalisée avec des composants que l’on trouve couramment dans les laboratoires de neurosciences, ce qui la rend accessible et bon marché. De telles solutions de bricolage permettent égalem...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Edith Granados, Cinvestav Guadalajara, pour avoir aimablement soutenu ce projet avec des scripts PPI et la synchronisation des données. Ce travail a été financé par l’Institut Santos Dumont, le ministère de l’Éducation, le CNPq, le CAPES et le FINEP.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Boîte en acryliqueSur mesurePlaque acrylique de 5 mm d’épaisseur, 20 cm x 25 cm x 25 cm
Coussinets de pare-chocs en caoutchouc adhésifGravier de gorilleMPU6050  ;Diamètre 0,8 » et hauteur 0,38 ». Coussinets en caoutchouc pour stabiliser la boîte en acrylique et l’isoler des vibrations externes. La hauteur doit être supérieure à 5 mm en raison de MPU6050 sous la boîte.
Arduino UnoArduinoATmega328P  ;Carte microcontrôleur Arduino basée sur l’ATmega328P avec 14 broches d’entrée/sortie numériques, 6 entrées analogiques et une fréquence d’horloge de 16 MHz.
Cedrus stim tracker (détecteur audio)Cedrushttps://cedrus.com/stimtracker/index.htmLe tracker Cedrus détecte les stimuli acoustiques et envoie des marqueurs TTL aux données de l’accéléromètre.
Système de recherche CineplexPlexonhttps://plexon.com/plexon-systems/cineplex-behavioral-research-system/Enregistrement vidéo de l’animal synchronisé avec des données électrophysiologiques.
Colle cyanoacrilateMPU6050Super colle pour fixer fermement le MPU6050 sous la boîte.
Sonomètre numérique à levierDécibelmètre pour calibrer les stimuli définis avant l’expérience.
IBM SPSSSPSS (Statistical Package for the Social Sciences, États-Unis)Plate-forme logicielle IBM SPSS Statistics.
MatlabMathWorkshttps://www.mathworks.com/products/matlab.htmlPlateforme MATLAB pour l’analyse de données, le développement d’algorithmes et la création de modèles.
Micro vis en acier inoxydableVis à lunettes de 1,2 mm de diamètre et 4 mm de longueur.
Réseau de micro-électrodesFait maison sur mesureIl utilise un connecteur omnétique et des fils de tungstène de 50 microns recouverts de parylène de fil fin de Californie.
MicrophoneMicrophone pour acquérir une stimulation acoustique synchronisée avec des données électrophysiologiques.
MPU-6050InvenSensehttps://invensense.tdk.com/products/motion-tracking/6-axis/mpu-6050/Le MPU-6050 est un gyroscope à 3 axes et un accéléromètre à 3 axes.
Processeur d’acquisition multivoie  ;PlexonPOINTE/LFPMAP Plexon pour l’acquisition de données électrophyiologiques neuronales SPIKE/LFP et des canaux auxiliaires (microphone, marqueurs TTL, accéléromètre).
NeuroExplorerNex  ;https://www.neuroexplorer.com/Programme d’analyse de données NeuroExplorer de signaux et d’horodatages enregistrés en continu (trains de pointes, événements comportementaux)
NeuroexplorateurNex Technolgiehttps://www.neuroexplorer.com/Logiciel d’analyse de données neurophysiologiques SPIKE et LFP.
Trieur hors lignePlexonhttps://plexon.com/products/offline-sorter/#38957t34842Logiciel de tri des pointes hors ligne.
Trieur hors ligneTrieur hors lignehttps://plexon.com/products/offline-sorter/Offline Sorter est un logiciel de tri de pointes hors ligne
Capteur de SpO2 vétérinaire rectalKTMEDFS-03Capteur SpO2 pour petits animaux
Câble platCâble plat fin pour connecter MPU6050 à Arduino.
Perceuse robotiNeurostarhttps://robot-stereotaxic.com/drill-injection-robot/Perceuse robotique utilisée avec Neurostar stereotaxic. Il peut être remplacé par une perceuse manuelle.
OrateurLe haut-parleur a une portée de 100 à 40 kHz et une intensité allant jusqu’à 150 dB.
Appareil stéréotaxiqueNeurostarStéréotaxique utilisé pour la neurochirurgie chez les rongeurs

References

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